Name: Neurais culturas de explante de Xenopus laevis (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-10-15T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 5 s
Description: Aprenda a cultivar explantes neurais de Xenopus laevis para análise de dinâmica de cones de crescimento por microscopia de fluorescência. Este método permite visualizar mudanças na localização proteica em tempo real.

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Os autores gostariam de agradecer ao Bob Freeman para treinamento e laboratório de Kirschner para a utilização do mecanismo sapo, e membros do laboratório Vactor Van de apoio. Agradecemos a Nikon Imaging Center da Harvard Medical School de assistência à microscopia de luz para as imagens na Figura 1. Este trabalho foi financiado pelo seguinte: NRSA NIH companheirismo e comunhão NIH K99 a LAL, Ciência Básica Parceria financiamento ( <a href="https://bsp.med.harvard.edu/" target="_blank">https://bsp.med.harvard.edu/</a> ) a AEF, e NIH RO1 NS035909 para DVV

Nota: Nós descrevemos as etapas nas duas primeiras seções só em breve, como protocolos excelentes com informações detalhadas foram publicadas em outros lugares que o foco mais especificamente sobre essas etapas (por exemplo, 8-12). Além disso, o protocolo geral do trabalho com neurônios de Xenopus espinhal em cultura de células vivas foi publicado anteriormente em um artigo detalhado métodos 8. Recomendamos rever esse artigo como um complemento a este vídeo, apesar de que aqui nós não fornecer informações suficientes para executar com êxito e solucionar a dissecção tubo neural e protocolo de revestimento no passo 3. 1. Fertilização In Vitro de Xenopus Ovos <ol><li> Obter ovos de rãs do sexo feminino que foram injetados com gonadotrofina coriônica (400 unidades / sapo) 12-18 horas antes da coleta de ovos. Recolher ovos em solução 1X de Marc Ringer modificada (MMR) (0,1 M NaCl, 2,0 mM KCl, 1,0 mM de MgSO4, 2,0 mM de CaCl 2, HEPES 5,0 mM, pH 7,4 9). </li><li> Fertilizar os ovos in vitro com testículos picada, conforme descrito anteriormente 9. </li><li> Após pelo menos 20 min, remover o revestimento de gelatina, por incubação de embriões embriões em cisteína a 2% em 1X MMR (ajustada a pH 7,8 com NaOH) durante 3-5 min. Lava-se com 0,1 X MMR (ou 0,1 x MBS (Modificado de Barth receita, Saline 1X: 88 mM de NaCl, 1 mM KCl, 0,7 mM CaCl2, 1 mM MgSO4, 2,5 mM de NaHCO3, 5 mM de HEPES, pH 7,8)) 3 -5 vezes, e manter os embriões à temperatura ambiente até que as injecções, ou, se desejado, os embriões lugar em 14-18 ° C para retardar o desenvolvimento. </li></ol> 2. Micro-injecção de RNA Nota: quando se utiliza a injecção de RNA aqui, estas técnicas não são limitados a RNA, e DNA, as proteínas ou os ácidos nucleicos modificados para a manipulação de genes também pode ser utilizado e tem sido descrito previamente 12. <ol><li> Antes do experimento, RNAs para a rotulagem de estruturas do citoesqueleto ou outro are transcritos a partir de moldes de ADN linearizado usando a mMessage mMachine kit (Ambion). mRNAs requerem a 5 &#39;e uma tampa 3&#39; da cauda de poliadenilação para promover a translação e evitar a degradação em embriões. pCS2 + é um vector habitualmente utilizada para esse fim, e o kit de transcrição inclui um análogo de tampa durante a reacção de síntese. Nós re-suspender em ARNm transcrito sem nuclease DDH 2 0, a uma concentração de estoque entre 500 e 2.000 ng / uL, seguido de armazenagem rápida a -80 ° C. Antes da injecção, dilui-se o RNA em DDH 2 0 a uma concentração adequada para a injecção. Como apenas um pequeno volume será injectado em embriões, ressuspensão em tampão não é necessário. A concentração final de injecção é tipicamente de 50-200 pg / nl, dependendo da construção, e geralmente vai injectar-se a 4 nl por embrião, embora muitos laboratórios tradicionalmente injectar-se a 10 nl, que é aproximadamente de 1% do volume total de um embrião. RNA podem ser tóxicos em doses elevadas, e a dose por géneros embriãolly varia entre 10 pg e 1 ng, embora até 5 ng pode ser tolerada, dependendo do gene particular e da pureza. No entanto, para localização de proteínas de imagens, o nível mais baixo possível, deve ser injetada para evitar a sobre-expressão artefatos. RNA para EB1-GFP neste protocolo é usado no valor final de 250 pg por embrião. </li><li> Preparar as agulhas de injecção puxando capilar com um extractor de agulha 9, para um diâmetro da ponta de ~ 0,2 um. Com um P-87 Sutter extrator, usamos as seguintes configurações: calor 644, 125 tração, velocidade de 70, o tempo de 250, mas esses parâmetros variam dependendo da máquina e deve ser reajustado depois de mudar o filamento (que usamos atualmente de 2,5 mm filamento caixa quadrada que é de 2,5 mm de largura). Sob um microscópio, quebrar a ponta da agulha com uma pinça em um ângulo para gerar uma forma de pena-like. Existem outros métodos para quebrar e enchendo as agulhas de injecção (por exemplo, 11,12), mas a agulha de encher com RNA, colocando uma pequena gota (0,5 - 1 ml) para a extremidade traseira doagulha. Para microinjecting em embriões, há uma série de sistemas de injecção comercialmente disponíveis, duas das mais comuns são o Pico-injector (Medical Systems), e a Nanoject (Drummond Scientific) (ver 11 para mais informação). Usamos o Medical Systems PLI-100 Pico-Injector, que utiliza gás comprimido, por um período definido de tempo digital, a fim de fornecer volumes nanolitros consistentes. Volume de injecção deve ser calibrado para cada micropipeta novo usando um micrómetro fase, e tempo de injecção deve ser ajustada para se obter a quantidade desejada de RNA injetadas. </li><li> Lugar embriões fertilizados no 1 - a fase de 4 células para uma placa de plástico que contém 5% de Ficoll em 0,1 X MMR. Segurando o embrião no lugar com fórceps, ou a colocação de uma plataforma de suporte (uma malha de plástico, com uma grelha de 1 mm ~, aderida ao fundo da placa com plasticina ou cera dental), injecta-se de volume desejado em blastómeros de origem animal (ver etapa 2.1 para obter detalhes sobre volumes de injecção). Distribuir em vários locções ao longo de embriões, pelo menos, uma injecção em cada um dos blastómeros de origem animal, para obter uma distribuição mais uniforme (por exemplo, para uma fase de embrião de 4 células, que normalmente injectar 1-2 vezes em cada blastômero, ao passo que numa fase de 2 células embrião, injetamos 2-4 vezes em cada blastômero). Um benefício de esperar até o estágio de célula 2-4 é que você garante o embrião começou a decompor normalmente. No entanto, se o tempo é da essência, você pode começar no estágio 1-célula, com pouca diferença no resultado final que não seja mais embriões que precisam ser injetado. Embriões mais velhos estágio pode ser utilizado também, e isso é particularmente útil, se os tipos de células específicos são dirigidos para a injecção, mas geralmente preferimos que a expressão mais amplo, é injectar nos embriões jovens para reduzir a necessidade de injecções mais numerosos. </li><li> Transferência de embriões injetados a um prato de plástico contendo 0,1 X MMR e permitir-lhes desenvolver até o estágio 20-23 13. Incubar os embriões a 14 até 22 ° C, dependendo spe desejadoed de desenvolvimento. (Para dissecar tubos neurais no dia seguinte, utilizar ~ 22 ° C. Para um dia depois, utilizar ~ 14 ° C.) </li></ol> 3. Dissecção do tubo neural e chapeamento <ol><li> Antes de realizar as dissecações, preparar os pratos da cultura 14. Em primeiro lugar, com uma solução de revestimento de lamelas suficiente de 200 ug / ml de poli-lisina em PBS a piscina sobre a superfície da lamela, de qualquer Mattek ou pratos de cultura Lab-Tek, e incuba-se durante uma hora (alternativamente, pode-se utilizar lamínulas sentados solta numa placa de Petri, para colocação posterior sobre lâminas de vidro para a imagiologia e imunocitoquímica). Aspirar e lavar com um excesso de PBS 3 vezes, e deixar secar. Em seguida, os pratos revestimento com 10 | ig / ml em PBS a laminina (geralmente usamos 500 ul por lamela, o suficiente para cima da superfície da piscina) durante uma hora a 37 graus. Aspirar solução laminina e lava-se 3 vezes com um excesso de PBS, tendo o cuidado de não deixar a laminina superfícies revestidas são expostas para a interface de ar. Substituindoe PBS com meios de cultura (50% de Ringer, 49% L-15 media, 1% de soro fetal de bovino, além de 50 ug / ml de penicilina / estreptomicina e gentamicina, pH 7,4 e esterilizado por filtração). (Media Ringer, 115 mM de NaCl, 2,5 mM de KCl, 2 mM de CaCl2, 10 mM de Hepes pH 7,4, 0,5 mM EDTA). Enquanto o nosso protocolo utiliza essa mídia, deve-se notar que este é um meio enriquecido comum para idosos Xenopus culturas ganglionares da retina, onde os neurônios têm reduzido energia reservados. Jovens culturas da medula espinhal irá sobreviver e crescer durante mais de 24 horas no Media Ringers puros, sem fatores adicionais de crescimento, e esta é certamente uma das vantagens da utilização deste sistema. Opcional: adicionar NT3 e BDNF (para concentrações finais de 25 ng / ul cada) ao meio de cultura para aumentar o crescimento axonal. </li><li> Devido à variabilidade na expressão de mRNA injectado, os embriões podem apresentar um mosaico de fluorescência. Antes de realizar dissecações, embriões de tela para a presença de fluorescência, para identificar os embriões que express da proteína de fusão fluorescente do tubo neural. Coloque embriões fluorescentes na fase 20-23 em um prato de agarose revestidas de plástico cheio com meio de Steinberg (58 mM NaCl, 0,67 mM KCl, 0,44 mM de Ca (NO 3) 2, 1,3 mM de MgSO4, 4,6 mM de Tris, pH de 7,8, em seguida, autoclavado) 5. Para fazer o prato de agarose-revestido, revestimento de fundo de prato de plástico derretido com agarose 1% em 0,1 X MMR e endurecer let. Isto proporciona uma superfície macia, de modo que não ocorram danos às pinça fina e agulhas de tungsténio utilizados durante as etapas subsequentes de dissecação. Dissecação de embriões de fase para além de 23 é possível, mas é mais difícil quando os tecidos aderir mais perto uns dos outros e, portanto, necessitam de um tratamento mais prolongado com colagenase. </li><li> Sob um escopo de dissecação, remover a membrana vitelina, com uma pinça fina e, em seguida, isolar a totalidade da porção dorsal do embrião, fazendo uma série de incisões. Enquanto uma pinça de segurar o embrião no lugar, use o segundo para fazer uma incisão nalado do embrião para expor o interior oco. Em seguida, utilizar as duas pinças de beliscar ao longo do tecido entre as metades dorsal e ventral do embrião, cortando desse modo o embrião ao meio para isolar a porção dorsal que contém o tubo neural. </li><li> Colocar o explante dorsal em um tubo Eppendorf com 2 mg / ml de colagenase em meio Steinberg por 15-20 minutos num rotor, para soltar os tecidos, e, em seguida, explante dorsal pipeta numa cápsula de agarose revestidas de plástico com uma solução fresca de Steinberg. Alternativamente, o explante pode ser colocado numa placa de Petri contendo a solução de colagenase durante 15 minutos, em que a dissecção inteiro podia então ser realizada. </li><li> Utilizando um par de pinças, dissecar suavemente o tubo neural da epiderme dorsal e ventral da notocorda. Deslizar a ponta da pinça entre a epiderme e o tecido subjacente e, lentamente, puxar para trás a epiderme, revelando o tubo neural abaixo. Em seguida, utilizar uma pinça para segurar o tecido e outra para fazer deslizar a ponta entre otubo neural e notocorda. Finalmente, utilize uma pinça para remover os somitos de cada lado do tubo. </li><li> Transferir o tubo neural a um prato de agarose revestidas preenchido com meio de cultura, tal como descrito no passo 3.1. </li><li> Depois da recolha de vários tubos neurais, corte em pedaços numerosas (cerca de 20, se o tubo inteiro é isolado) utilizando agulhas de tungsténio aguçadas ou pinças, e depois as peças de chapa em placas de cultura com meio de cheias (preparada no passo 3.1), espalhando-se explantes uniformemente em linhas. </li><li> Após o plaqueamento, não mova os pratos, porque esta iria perturbar as células de fixação. Incubar os banhados explantes do tubo neural em torno de 20-22 ° C. Nós normalmente deixam o prato de células no banco à temperatura ambiente durante a noite. Uma das vantagens de Xenopus laevis neurónios é a de que uma incubadora especial para a cultura celular, que regula os níveis de CO 2 ou a temperatura não é necessário. Neurites e cones de crescimento pode ser observado e trabalhada à temperatura ambiente 12-24 Horas após o plaqueamento, embora desdobramento pode ser acelerada com a adição de factores de crescimento. Em geral, a expressão de um RNA ou produto plasmídeo irá resultar em expressão variável entre as células e, assim, pode haver um intervalo de níveis de expressão de fluorescência entre os cones de crescimento. Temos observado RNA expressão de proteínas fluorescentes para persistirem além de 48 horas após o plaqueamento, embora isto dependa da construção particular. </li></ol> 4. Resultados representativos Depois, seguindo o protocolo, o qual é resumido na Figura 1A, saudáveis, correctamente, dissecados e cultivados explantes neuronais irá enviar axônios numerosos ou neurites em todas as direcções sobre laminina / poli-lisina substrato, mostrado na Figura 1B. Os cones de crescimento nas pontas dos axônios podem ser visualizados por qualquer ótica DIC, como visto na Figura 1C, a dinâmica global da imagem de motilidade, ou de alta resolução de microscopia de fluorescência para examinar o localization de fluorescentemente marcadas com proteínas do citoesqueleto, por exemplo, EB1-GFP é mostrado na Figura 1D. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/4232/4232fig1.jpg" /> Figura 1. Síntese de protocolo experimental e os resultados esperados. A) Protocolo de fluxograma. Veja o filme para obter detalhes sobre a dissecção no dia 3. O tubo neural inteira deve ser cortado em cerca de 20 pedaços de tamanho igual, e espalhar-se uniformemente em linhas na lamela. Neste desenho animado, tesouras são retratados para representar o corte do tecido com uma pinça fina. CG gonadotrofina coriônica B) imagem DIC de axônios ou neuritos crescem fora do explante (explante no canto superior esquerdo). C) a imagem maior aumento de cone de crescimento na ponta de um axônio em crescimento. D) a imagem de microscopia de fluorescência da GFP EB1 em cone de crescimento. Barra de escala 10 m. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4232/4232fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver maior figura</a> .

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</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Explantes de Xenopus laevis neurais enviar neurites de uma maneira muito robusta por 24 horas após o plaqueamento na laminina / poli-lisina substrato, se as condições são apropriadas. Com este substrato, cones de crescimento são altamente móveis e podem atingir comprimentos de axónios de até 1 mm, estendendo-se em todas as direcções para fora a partir do explante, embora comprimentos típicos são de 100 um ou mais. Se neurites não crescem para fora, há um número limitado de razões para que este seja o caso. Uma ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de Catálogo </td></tr><tr><td> Gonadotrofina Coriônica </td><td> Argent Chemical Laboratories </td><td> C-GCH-ON-10 </td></tr><tr><td> Cisteína </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 52-90-4 </td></tr><tr><td> mMessage mMachine kit </td><td> Ambion </td><td> AM1340 </td></tr><tr><td> As agulhas capilares Borosil 1,2 milímetros (OD) x 0,9 mm (ID) </td><td> FHC </td><td> 30-31-0 </td></tr><tr><td> Ficoll </td><td> Sigma </td><td> F2637 </td></tr><tr><td> Dumont n º 5 Biologie Inox Pinça </td><td> Belas Science Tools </td><td> 11252-20 </td></tr><tr><td> Colagenase </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 9001-12-1 </td></tr><tr><td> Pratos Mattek </td><td> Mat Tek Corporação </td><td> P35G-1.5-14-C </td></tr><tr><td> L-15 </td><td> Invitrogen </td><td> 21083-027 </td></tr><tr><td> Poli-l-Lysine </td><td> Sigma </td><td> P-1399 </td></tr><tr><td> Laminina </td><td> Sigma </td><td> L2020 </td></tr><tr><td> NT3 </td><td> Sigma </td><td> N1905 </td></tr><tr><td> BDNF </td><td> Sigma </td><td> B3795 </td></tr></tbody></table>

neurais culturas de explante de<em&gt; xenopus laevis</em

Neural Explant Cultures from Xenopus laevis

O complexo processo de direccionamento axonal em grande medida pelo cone de crescimento, que é a estrutura dinâmica móveis na extremidade do axónio crescente. Durante o crescimento axonal, o cone de crescimento deve integrar múltiplas fontes de informação deixa de orientação para modular seu citoesqueleto, a fim de impulsionar o cone de crescimento para a frente e precisa navegar para encontrar seus alvos específicos 1. Como esta integração ocorre ao nível do citoesqueleto é ainda emergente, e exame da proteína do citoesqueleto e dinâmica efectoras dentro do cone de crescimento pode permitir a elucidação desses mecanismos. Cones de crescimento de Xenopus laevis são suficientemente grandes (10-30 microns de diâmetro), para realizar alta resolução de imagem ao vivo da dinâmica do citoesqueleto (por exemplo 2-4) e são fáceis de isolar e manipular em um ambiente de laboratório em comparação com outros vertebrados. A rã é um sistema modelo clássico para estudos de desenvolvimento da neurobiologia e importantes idéias iniciais em mic cone de crescimentodinâmica rotubule foram inicialmente encontrados usando este sistema 5-7. Neste método 8, os ovos são recolhidos e fertilizados in vitro, injectados com RNA que codifica as proteínas de fusão marcadas com fluorescência do citoesqueleto ou outras construções de manipular a expressão do gene, e depois deixou-se desenvolver até o estádio do tubo neural. Tubos neurais são isolados por dissecção e, em seguida, são cultivadas, e cones de crescimento de neurites superando são gravadas. Neste artigo, descreve-se como para executar este método, o objectivo da qual é a cultura de Xenopus laevis cones de crescimento para a análise de imagem subsequente de alta resolução. Enquanto nós fornecemos o exemplo da proteína de fusão + TIP EB1-GFP, este método pode ser aplicado a qualquer número de proteínas de elucidar o seu comportamento no interior do cone de crescimento.

Explantes neurais de dissecados<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Embriões que expressam proteínas de fusão fluorescentes permite a imagiologia da dinâmica de crescimento do cone do citoesqueleto.

Neurais culturas de explante de<em&gt; Xenopus laevis</em

O complexo processo de orientação axonal é amplamente impulsionado pelo cone de crescimento, que é a estrutura motora dinâmica na extremidade do axônio em crescimento. Durante ...

O objetivo deste procedimento é cultivar cones de crescimento de Xenopus laevis para análise subsequente de imagens de alta resolução. Isso é realizado primeiramente injetando-se fêmeas de rãs com hormônio para estimular a produção de ovos. O segundo passo consiste em coletar e fertilizar os ovos e, em seguida, injetá-los com mRNA ou outras construções de interesse.No dia seguinte, os embriões são dissecados e os tubos neurais são isolados, cortados e semeados em lamínulas. O passo final é obter imagens dos axônios em crescimento e dos cones de crescimento. Em última análise, a microscopia de fluorescência de alta resolução pode ser usada para demonstrar alterações na localização proteica nos cones de crescimento ao longo do tempo.A demonstração visual deste método é essencial, pois as dissecações do tubo neural podem ser difíceis de aprender apenas com a leitura de uma seção de métodos, sem observar a técnica diretamente. Obtenha ovos de rãs fêmeas previamente injetadas com 400 unidades de gonadotrofina coriônica 12 a 14 horas antes. Colete os ovos em uma solução de Ringer modificada marcada com X.Em seguida, fertilize os X coletados in vitro com testículos picados conforme descrito anteriormente e adicione 0,1 XMMR após pelo menos 20 minutos. Remova o meio e incube os embriões em 2% cisteína em um XMMR com pH 7,8 durante três a cinco minutos para remover a camada de gelatina dos embriões. Em seguida, despeje os embriões em um béquer.Em seguida, lave os embriões com XMMR 0,1 X ou salina modificada de banho 0,1 X três a cinco vezes após a lavagem final. Mantenha os embriões em XMMR 0,1 X à temperatura ambiente até a injeção, ou se desejado. Coloque os embriões a 14 a 18 graus Celsius para retardar o desenvolvimento antes da injeção.Dilua o RNA com capa previamente preparado para uma concentração final de 50 a 200 picogramas por litro com água bidestilada e, em seguida, armazene em gelo até a microinjeção. Em seguida, prepare a agulha de injeção puxando uma capilar de borossilicato usando um puxador de Suter ou instrumento semelhante. Depois, sob microscópio, use pinças para quebrar a ponta da agulha em um ângulo, gerando uma forma semelhante à de uma pena, e preencha a agulha por trás com 0,5 a um microlitro da solução de RNA diluída.Monte a agulha no micromanipulador. Aqui, utiliza-se um injetor PICO PLI 100 do sistema médico. Agora, coloque os embriões fertilizados em estágio de uma a quatro células em uma placa de plástico contendo 5%fol em 0,1 XMMR. Calibre o volume de injeção para cada nova micropipeta utilizando um micrômetro radial ou de estágio.Em seguida, configure o injetor de pico para entregar a quantidade desejada de RNA para cada injeção. Aqui, utiliza-se um volume de injeção de um nanolitro. Segure os embriões com pinças ou, se preferir, coloque-os em uma plataforma de retenção e injete o volume desejado nos blastômeros animais.Distribua as injeções em vários locais ao longo do embrião para obter uma distribuição uniforme de RNA. Uma a duas injeções são feitas em cada blastômero de um embrião em estágio de quatro células, enquanto duas a quatro injeções são utilizadas para um embrião em estágio de duas células. Após as injeções, transfira os embriões injetados para uma placa de plástico contendo 0,1 XMMR e deixe-os desenvolver até o estágio 20 a 23.Dependendo da velocidade desejada de desenvolvimento, os embriões são incubados à temperatura de 14 a 22 graus Celsius. Revestir placas de cultura tratadas com PLL com 10 microgramas por mililitro de laminina em PBS e colocar as placas a 37 graus Celsius por uma hora. Após o tempo de incubação, lavar as placas três vezes com PBS, tomando cuidado para que a superfície revestida com laminina não fique exposta ao ar após a última lavagem. Substituir o PBS por meio de cultura.Finalmente, prepare três placas revestidas com ágar ao recobrir o fundo de uma placa de cultura com 1% de ágar em 0,1 XMMR e deixar endurecer. Após o endurecimento, encha uma placa com meio de Steinberg. A variabilidade na expressão do mRNA injetado pode fazer com que os embriões exibam um mosaico de fluorescência antes de realizar as dissecações. Analise os embriões quanto à presença de fluorescência e identifique aqueles embriões que expressam a proteína de fusão fluorescente no tubo neural.Em seguida, transfira os embriões fluorescentes no estágio 20 a 23 para a placa de plástico revestida com agros contendo o meio de Steinberg. Coloque a placa sob um microscópio estereoscópico e use pinças finas para remover a membrana vitelina. Depois, enquanto uma pinça mantém o embrião fixo, use a segunda para fazer uma incisão no lado do embrião e expor o interior oco.Em seguida, use dois pares de pin&ccedil;as para pin&ccedil;ar ao longo do tecido entre as metades dorsal e ventral do embri&atilde;o, cortando-o ao meio e isolando a por&ccedil;&atilde;o dorsal que cont&eacute;m o tubo neural. Coloque o explante dorsal X em um tubo de microcentrifuga&ccedil;&atilde;o contendo dois miligramas por mililitro de colagenase em meio de Steinberg e coloque em um agitador rotativo por 15 a 20 minutos. Em seguida, transfira o explante dorsal para uma placa revestida com &aacute;gar preenchida com meio de Steinberg fresco.Enquanto trabalha sob o microscópio, dissecar o tubo neural a partir da epiderme dorsal e do mesoderma ventral deslizando a ponta da pinça entre a epiderme e o tecido subjacente, e lentamente puxando para trás a epiderme. Em seguida, usar uma pinça para segurar o tecido e outra para remover o tecido ao redor do tubo neural. Depois, transferir o tubo neural dissecado para uma placa revestida com agarose contendo meio de cultura fresco.Uma vez que vários tubos neurais tenham sido coletados, você afia agulhas de tungstênio ou pin&ccedil;as para cortar cada tubo em cerca de 20 peda&ccedil;os. Em seguida, placa os peda&ccedil;os em placas de cultura revestidas com laminina, distribuindo uniformemente os fragmentos em fileiras. Ap&oacute;s o plaqueamento dos tubos neurais, as placas n&atilde;o devem ser movidas, pois isso pode interferir na ades&atilde;o das c&eacute;lulas.Incube o explante do tubo neural em placas a 20 a 22 graus Celsius. Um incubador de cultura celular não é necessário para o cultivo de neurônios XUS lavis de 12 a 24 horas após o plaqueamento. Observe que a expressão variável de RNA pode resultar em uma faixa de níveis de fluorescência entre os cones de crescimento.Esta imagem DIC mostra axônios e neuritos crescendo a partir do explante X no canto superior esquerdo do campo de visão. A barra de escala nesta imagem e nas imagens seguintes representa 10 mícrons. Este filme com maior aumento mostra o cone de crescimento na extremidade de um axônio em crescimento.Por fim, este filme de microscopia de fluorescência mostra a expressão da proteína de fusão EB1-GFP em um cone de crescimento. Embora aqui apresentemos o exemplo de imagem da proteína de fusão no extremo positivo EB1-GFP, o método de explante neural pode ser aplicado a diversas proteínas para elucidar seus comportamentos dentro do cone de crescimento durante o crescimento dos neuritos.

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