Name: Um ensaio para a permeabilidade do neuroepitélio Zebrafish Embryonic (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-10-24T12:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 37 s
Description: Aprenda a quantificar a permeabilidade do neuroepitélio embrionário de zebrafish usando injeção de dextrano fluorescente e imagem em série. Este método permite analisar mudanças em condições genéticas e ambientais.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Este trabalho foi financiado pelo Instituto Nacional para a Saúde Mental, e da National Science Foundation. Agradecimentos especiais a membros do laboratório SIVE para muitas discussões úteis e críticas construtivas, e para Olivier Paugois para criação de peixes especialista.

1. Preparando-se para microinjeção <ol><li> Prepare agulhas microinjeção puxando tubos capilares utilizando Sutter extrator agulha instrumentos. </li><li> Agulha de microinjecção de carga com corante fluorescente (FITC-dextrano). </li><li> Montar a agulha no aparelho micromanipulador e microinjecção. </li><li> Cuidadosamente quebrar agulha microinjeção usando uma pinça para cerca de 2 m de largura, no entanto, isso vai variar dependendo da configuração do microinjetor. Para agulhas nossos microinjecção, esta corresponde à primeira região da agulha a partir da ponta, que não se curva. </li><li> Medir o tamanho da gota de óleo, ajustando o tempo de injecção e pressão, de modo que cada um proporciona uma injecção nl. Definições de exemplo para Harvard Apparatus microinjetor são: P = 1,4 psi equilíbrio, P = 1,4 psi fora, P = 22,9 psi injetar, P = 67,8 psi claras com um tempo de injeção de 0,4-0,7 seg. O diâmetro da nossa agulha usando essas configurações é de aproximadamente 2 m. No entanto, as definições serão microinjetor específico, e variamegundo a agulha de diâmetro. </li></ol> 2. Preparando os embriões <ol><li> Revestimento de dois pratos com agarose a 1% em água, para cada condição, furos puxão em agarose com uma ponta de pipeta de 1-200 uL, e remover tampões de agarose. Preencha pratos com a mídia de embriões. </li><li> Usando pinça, embriões dechorionate que são 18 hpf ou mais sob estereomicroscópio. Embriões são encenadas de acordo com Kimmel et al. 11. </li><li> Transferência de embriões dechorionated no prato agarose primeiro revestido. </li><li> Para anestesiar os embriões, adicionar tricaina (0,1 mg / ml) para o prato até embriões parar de se mover (feito de acordo com Westerfield 12). </li></ol> 3. Injetando os ventrículos cerebrais <ol><li> Embriões orientar para que você está olhando para o seu lado dorsal, colocando a cauda do embrião dentro do buraco. Se o micromanipulador está do lado direito, em seguida, deslocar o embrião de modo que o prosencéfalo é para a esquerda e para a direita rombencéfalo. </li><li> Posição da agulha ao widest ponto de ventrículo rombencéfalo. </li><li> Cuidadosamente placa telhado perfurar do ventrículo rombencéfalo tendo a certeza de não passar a profundidade do cérebro para a gema (Figura 1A). </li><li> Injectar 1-2 nl de corante fluorescente para os ventrículos, certificando-se que o corante enche todo o comprimento dos ventrículos do cérebro. </li><li> Transferir os embriões para o prato agarose segundo revestido cheio com meios de embriões e re-anestesiar como descrito em 2.4. </li><li> Começar imediatamente a imagem, como descrito na seção 4, a fim de obter uma imagem tempo zero. </li></ol> 4. Imagem <ol><li> Embriões orientar com sua cauda no buraco, como descrito em 3.1. </li><li> Use um microscópio de dissecação com luz fluorescente e transmitida tanto para obter uma imagem dorsal campo claro. Mantenha a ampliação constante entre imagiologia de embriões diferentes. Isto permite a comparação direta de análises realizadas utilizando Image J (5,2-6). </li><li> Sem mover o embrião microscópio, ou prato, dê umaimagem fluorescente correspondente. </li><li> Repetir para cada embrião em pontos de tempo desejados. </li></ol> 5. Quantificação de Movimento Dye <ol><li> Fundir de campo claro e as imagens fluorescentes em Photoshop como anteriormente descrito por Gutzman e Sive 10. </li><li> Medir a distância os movimentos frente de corante no software Image J disponível em <a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/" target="_blank">http://rsbweb.nih.gov/ij/</a> . </li><li> Arquivo mesclado aberto no Image J e use a ferramenta de linha para desenhar uma linha do prosencéfalo dobradiça ponto-a-tingir frente em um ângulo de 10-20 ° de neuroepitélio (Figura 1A). Esta região foi escolhida por ser o primeiro local e mais notável de corante vazar do neuroepitélio de tipo selvagem. </li><li> Selecione a ferramenta de medição para calcular o comprimento da linha. </li><li> Repetir para cada ponto do tempo. </li><li> Calcular a distância a frente de corante líquido movido ao longo do tempo, subtraindo a distância em t = 0 a partir de outros pontos de tempo. </li><li> Lote emgráfico. </li></ol> 6. Resultados representativos Um exemplo dos resultados obtidos num ensaio de permeabilidade utilizando embriões neuroepitelial do tipo selvagem é mostrada na Figura 1B, D-. Para diferenciar com precisão da permeabilidade, que é útil para testar os corantes com weightsto molecular diferente identificar um tamanho que é apenas ligeiramente permeável de tipo selvagem ou de embriões de controlo (Figura 2). Isto permite a identificação de mutantes genéticos ou condições ambientais que, ou aumento ou diminuição de permeabilidade (Figura 1D, verde e vermelho, respectivamente, de linhas). Para o neuroepitélio zebrafish 24 hpf, 70 kDa vazamentos FITC Dextran lentamente ao longo de 2 horas, enquanto 2.000 kDa não faz e 10 kDa quase imediatamente vaza. Portanto 70 kDa é o peso ideal molecular para identificar as condições que tanto aumentar e diminuir a permeabilidade neuroepitelial. Se a agulha falha do lúmen do ventrículo, a fluorescência wmal aparecem fora do cérebro em t = 0 (para um exemplo veja Gutzman e Sive, 2009 10). Estes embriões devem ser eliminados uma vez que a tinta não foi injectado inicialmente contido no interior do cérebro e nenhuma conclusão clara sobre o movimento do corante e permeabilidade da neuropeithelium podem ser feitas. Finalmente, se os embriões têm ventrículos pequenos ou ventrículos cerebrais un-inflados, pré-injecção dos ventrículos com uma solução salina pode ser feito antes da injecção do corante fluorescente. Isto faz a insuflação dos ventrículos tornando visualização posterior dos ventrículos mais fácil quando se injecta com o corante fluorescente. Controlos apropriados devem ser realizados para determinar se a injecção de uma solução salina normal, interrompe o desenvolvimento do tubo neural. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/4242/4242fig1.jpg" /> Figura 1. Curso de tempo de diferentes corantes de peso molecular. (A) Diagrama Experimental. Primeiro, Corante fluorescente é injetado nos ventrículos. X = posição de agulha para injecção. Próxima imagens dorsais são capturados ao longo do tempo. Finalmente, a distância percorrida pela frente do corante a partir do prosencéfalo dobradiça ponto é medida (representada por uma linha vermelha). (BC) Incorporada campo claro e fluorescentes imagens dorsal a 22 hpf (t = 0 min, B) e 24 hpf (t = 120 min, C). Linha branca indica a distância da frente de corante do cérebro anterior do ventrículo. (D) de dados de permeabilidade hipotéticos amostra. Azul = tipo selvagem ou controles, vermelho = amostra com permeabilidade diminuiu em relação ao controle, e amostra verde = com permeabilidade aumentada em relação ao controle. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/4242/4242fig2.jpg" /> Figura 2. Medição da permeabilidade de diferentes corantes neuroepitelial peso molecular. (AE) brightfield Dorsal resultante da fusão e as imagens fluorescentes de 22 HPF embriões de tipo selvagem em t = 0 min após a injecção, com FITC-dExtran dos pesos moleculares seguintes: 10 kDa (A), 40 kDa (B), 70 kDa (C), 500 kDa (D) e de 2.000 kDa (E). (A&#39;-E &#39;) O mesmo que no embrião (AE) em t = 120 min a 24 hpf. Anterior para a esquerda. F = prosencéfalo, M = mesencéfalo, H = rombencéfalo. Asterisco = orelha.

<ol><li>Harrington, M. J., Hong, E., Brewster, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+analysis+of+neurulation%3A+first+impressions+do+not+count%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Reprod.+Dev%22%5BJournal%5D)">Comparative analysis of neurulation: first impressions do not count.</a> Mol. Reprod. Dev. 76, 954-965 (2009).</li>
<li>Lowery, L. A., Sive, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strategies+of+vertebrate+neurulation+and+a+re-evaluation+of+teleost+neural+tube+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Mech.+Dev%22%5BJournal%5D)">Strategies of vertebrate neurulation and a re-evaluation of teleost neural tube formation.</a> Mech. Dev. 121, 1189-1197 (2004).</li>
<li>Salehi, Z., Mashayekhi, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+cerebrospinal+fluid+on+neural+cell+survival+in+the+developing+chick+cerebral+cortex%3A+an+in+vivo+study%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurol%22%5BJournal%5D)">The role of cerebrospinal fluid on neural cell survival in the developing chick cerebral cortex: an in vivo study.</a> Eur. J. Neurol. 13, 760-764 (2006).</li>
<li>Martin, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+embryonic+brain+development+in+rats+requires+the+trophic+influence+of+cerebrospinal+fluid%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Dev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Early embryonic brain development in rats requires the trophic influence of cerebrospinal fluid.</a> Int. J. Dev. Neurosci. 27, 733-740 (2009).</li>
<li>Lehtinen, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cerebrospinal+fluid+provides+a+proliferative+niche+for+neural+progenitor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">The cerebrospinal fluid provides a proliferative niche for neural progenitor cells.</a> Neuron. 69, 893-905 (2011).</li>
<li>Gato, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryonic+cerebrospinal+fluid+regulates+neuroepithelial+survival%2C+proliferation%2C+and+neurogenesis+in+chick+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Anat.+Rec.+A.+Discov.+Mol.+Cell+Evol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Embryonic cerebrospinal fluid regulates neuroepithelial survival, proliferation, and neurogenesis in chick embryos.</a> Anat. Rec. A. Discov. Mol. Cell Evol. Biol. 284, 475-484 (2005).</li>
<li>Lowery, L. A., Sive, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Totally+tubular%3A+the+mystery+behind+function+and+origin+of+the+brain+ventricular+system%5BTitle%5D)+AND+%22Bioessays%22%5BJournal%5D)">Totally tubular: the mystery behind function and origin of the brain ventricular system.</a> Bioessays. 31, 446-458 (2009).</li>
<li>Lowery, L. A., Sive, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+formation+of+zebrafish+brain+ventricles+occurs+independently+of+circulation+and+requires+the+nagie+oko+and+snakehead%2Fatp1a1a.1+gene+products%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Initial formation of zebrafish brain ventricles occurs independently of circulation and requires the nagie oko and snakehead/atp1a1a.1 gene products.</a> Development. 132, 2057-2067 (2005).</li>
<li>Zhang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+a+neuroepithelial+barrier+by+Claudin5a+is+essential+for+zebrafish+brain+ventricular+lumen+expansion%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Establishment of a neuroepithelial barrier by Claudin5a is essential for zebrafish brain ventricular lumen expansion.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 1425-1430 (2010).</li>
<li>Gutzman, J. H., Sive, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+brain+ventricle+injection%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Zebrafish brain ventricle injection.</a> J. Vis. Exp. , (2009).</li>
<li>Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Dev. Dyn. 203, 253-310 (1995).</li>
<li>Westerfield, M., Sprague, J., Doerry, E., Douglas, S., Grp, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Zebrafish+Information+Network+%28ZFIN%29%3A+a+resource+for+genetic%2C+genomic+and+developmental+research%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Research%22%5BJournal%5D)">The Zebrafish Information Network (ZFIN): a resource for genetic, genomic and developmental research.</a> Nucleic Acids Research. 29, 87-90 (2001).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Nós demonstrar a capacidade de quantificar a permeabilidade do cérebro embrionário do peixe-zebra vivos, tal como determinado por um corante injectado de um determinado peso molecular. A nossa observação de que o neuroepitélio zebrafish embrionária é diferencialmente permeável aos corantes de diferentes pesos moleculares sugere que o corante está a avançar através da permeabilidade paracelular. No entanto, não podemos descartar a possibilidade de uma contribuição para a permeabilidade transcelular observado. Esta técnic...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Dextrano, fluoresceína, Anionic, Lisina fixável </td><td> Invitrogen </td><td> D7136, D7137, D1822, D1820, D1845 </td></tr><tr><td> Tricaina pó </td><td> Sigma </td><td> A5040 </td></tr><tr><td> Tubos capilares </td><td> FHC Inc. </td><td> 30-30-1 </td></tr></tbody></table>

um ensaio para a permeabilidade do neuroepitélio zebrafish embryonic

An Assay for Permeability of the Zebrafish Embryonic Neuroepithelium

O sistema ventricular do cérebro é conservada entre vertebrados e é composto de uma série de cavidades interconectadas chamado ventrículos cerebrais, os quais formam, durante as primeiras fases do desenvolvimento do cérebro e são mantidas durante toda a vida do animal. O sistema ventricular do cérebro é encontrado em vertebrados, e os ventrículos se desenvolver após a formação do tubo neural, em que o lúmen central, enche-se de líquido cefalorraquidiano (LCR) 1,2. CSF é um líquido rico em proteínas que são essenciais para o desenvolvimento do cérebro e função normais 3-6. No peixe-zebra, o cérebro de inflação ventrículo começa em cerca de 18 a fertilização pós hr (hpf), depois de o tubo neural está fechado. Vários processos estão associados com a formação de cérebro ventricular, incluindo a formação de um neuroepitélio, a formação da junção estanque, que regula a produção de permeabilidade e CSF. Nós mostramos que o Na, K-ATPase é necessária para a inflação do ventrículo cerebral, afectando todos estes processoses 7,8, ao passo 5a claudina é necessário para a formação da junção estanque 9. Além disso, mostramos que a &quot;relaxamento&quot; do neuroepitélio embrionário, através da inibição da miosina, está associada com a inflação do ventrículo cerebral. Para investigar a regulação da permeabilidade durante zebrafish inflação ventrículo cerebral, foi desenvolvido um ensaio ventricular retenção de corante. Este método utiliza a injecção ventrículo cerebral em um embrião do peixe-zebra vivos, uma técnica anteriormente desenvolvido no nosso laboratório 10, a fluorescência rotular o fluido cerebrospinal. Os embriões são então trabalhada ao longo do tempo à medida que o corante fluorescente, através dos ventrículos cerebrais e neuroepitélio. A distância da frente de corante se afasta do basal (não luminal) do lado do neuroepitélio ao longo do tempo é quantificado e é uma medida da permeabilidade neuroepitelial (Figura 1). Observamos que corantes 70 kDa e menores vão percorrer a neuroepitélio e pode ser detected fora do cérebro embrionário do peixe-zebra a 24 hpf (Figura 2). Este ensaio de retenção de corante pode ser usada para analisar a permeabilidade neuroepitelial em uma variedade de diferentes origens genéticas, em momentos diferentes durante o desenvolvimento, e após perturbações ambientais. Também pode ser útil para examinar a acumulação patológica de CSF. No geral, esta técnica permite aos pesquisadores analisar o papel e regulação da permeabilidade durante o desenvolvimento e doença.

Nós descrevemos uma medição animal vivo todo quantitativa para a permeabilidade do cérebro de zebrafish embrionário. A técnica de análise da capacidade de retenção de fluido cerebrospinal e moléculas de diferentes pesos moleculares no interior do lúmen do tubo neural e quantifica o seu movimento para fora dos ventrículos. Este método é útil para a determinação de diferenças de permeabilidade epitelial e maturação durante o desenvolvimento e na doença.

Um ensaio para a permeabilidade do neuroepitélio Zebrafish Embryonic

O sistema ventricular cerebral é conservado entre os vertebrados e é composto por uma série de cavidades interconectadas chamadas ventrículos cerebrais, que formam ...

O objetivo geral deste procedimento é quantificar a permeabilidade do neuroepitélio embrionário de peixe-zebra. Isso é realizado primeiramente injetando um dextrano marcado de 70 kilodaltons nos ventrículos cerebrais. Em seguida, é obtida uma série temporal de imagens em contraste de fase e fluorescentes.Em seguida, mede-se a distância entre o corante fluorescente e o ponto de articulação do prosencéfalo em cada ponto temporal. Por fim, calcula-se a distância percorrida ao longo do tempo. Em última análise, podem-se obter resultados que mostrem alterações na permeabilidade do neuroepitélio mediante comparação entre diferentes origens genéticas ou condições ambientais.O objetivo geral deste procedimento é quantificar a permeabilidade na neuroepitelização embrionária de peixe-zebra. Para se preparar para a injeção, carregue uma agulha de injeção previamente preparada com corante fluorescente, monte a agulha no manipulador e no aparelho de microinjeção. Use pinças para quebrar cuidadosamente a agulha de microinjeção até obter aproximadamente dois micrômetros de largura.Meça o tamanho da gota no óleo, ajustando o tempo e a pressão de injeção para que cada injeção forneça um nanolitro.

an-assay-for-permeability-of-the-zebrafish-embryonic-neuroepithelium

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Neste vídeo, demonstramos um método pelo qual para analisar o cérebro em desenvolvimento em embriões vertebrados zebrafish viver em resolução única célula por microscopia confocal. Isso inclui o método pelo qual injetamos o embrião do zebrafish de uma única célula e, posteriormente, montar e imagem do cérebro em desenvolvimento.

Vivem de imagem do cérebro Zebrafish embrionárias por microscopia confocal

O vídeo atual demonstra um método que tira proveito da combinação de eletroporação e microscopia confocal para realizar imagens ao vivo em células individuais progenitoras neurais no cérebro anterior zebrafish em desenvolvimento.

Lapso de tempo de imagens ao vivo de relação clonal células progenitoras neurais no desenvolvimento Zebrafish Encéfalo anterior

Este artigo descreve a resposta comportamental do peixe-zebra a compostos tóxicos monitorando a locomoção larval. O protocolo analisa ainda um exemplo da resposta das larvas do peixe-zebra ao poluente ambiental.

Ensaio de locomoção larval: método de alto rendimento para estudar a toxicidade neurocomportamental de um composto em larvas de peixe-zebra

Este vídeo demonstra um ensaio não invasivo para estudar a eletrofisiologia dos neurônios motores em embriões de peixe-zebra. Ao medir o enrolamento da cauda nos embriões como resultado da despolarização espontânea dos neurônios motores da medula espinhal, um bloqueador dos canais de sódio é aplicado para reduzir a frequência de enrolamento Em seguida, os embriões são imobilizados em agarose e colocados sob um microscópio de fluorescência. Os neurônios motores geneticamente modificados...

Uma abordagem não invasiva para estudar a eletrofisiologia dos neurônios motores em embriões de peixe-zebra

Porque muitos modelos de peixe-zebra de doenças neurológicas e não neurológicas são estudadas no peixe adulto, em vez de o embrião / larvas, foi desenvolvido um ensaio quantitativo regenerativa linha lateral, que pode ser aplicada aos modelos de doenças de peixes-zebra adultos. O ensaio envolveu a resolução neuromasto 1) e 2) os níveis de células de cabelo individuais.

Um ensaio para a lateral de Regeneração de Linha em Zebrafish Adulto

Os protocolos descritos aqui permitem o estudo das propriedades elétricas de células excitáveis nas condições fisiológicas mais não invasivas, empregando embriões de peixe-zebra em um sistema in vivo, juntamente com um indicador de voltagem geneticamente codificado (GEVI) baseado em transferência de energia de ressonância de fluorescência (FRET) seletivamente expresso no tipo de célula de interesse.

Potencial de membrana de neurônio motor biossensível em embriões vivos de peixe-zebra

É apresentado aqui um método do Electroporation para a entrega do ADN do plasmídeo e a rotulagem da pilha ependymoglial no telencephalon adulto do zebrafish. Este protocolo é um método rápido e eficiente para visualizar e traçar células ependymogliais individuais e abre novas possibilidades para aplicar a eletroporação a uma ampla gama de manipulações genéticas.

Método de Electroporation para in vivo entrega de DNA plasmídeo no adulto zebrafish Telencephalon

A integridade da barreira hematoencefálica é fundamental para a função do sistema nervoso. Na Drosophila melanogaster, a barreira hematoencefálica é formada por células gliais durante a embriogênese tardia. Este protocolo descreve métodos para o ensaio para a formação e a manutenção da barreira do sangue-cérebro em embriões do melanogaster do D. e em larvas do terceiro instar.

Ensaio para a integridade da barreira hematoencefálica na Drosophila melanogaster

A ablação a laser é uma tecnologia amplamente aplicável para estudar a regeneração em sistemas biológicos. O protocolo apresentado descreve o uso de um microscópio confocal padrão de varredura a laser para ablação a laser e imagens subsequentes de lapso de tempo de células interneuromast regeneradoras na linha lateral do zebrafish.

Ablação e Regeneração a laser baseada em microscópio confocal em células interneuromast baseadas em zebrafish

Descrevemos o fluxo de trabalho e a análise de dados de um sistema de triagem para avaliar a toxicidade de compostos químicos com base na resposta de sobressalto de vibração de embriões de peixe-zebra. O sistema registra os movimentos de embriões de peixe-zebra após exposição a um estímulo vibratório e permite uma avaliação integrada da toxicidade/letalidade geral e toxicidade neuromuscular.

Avaliando a toxicidade de produtos químicos usando um sistema de triagem de resposta de sobressalto de vibração de peixe-zebra

Este protocolo apresenta um método confiável para avaliar a integridade da barreira hematoencefálica (BHE) em modelo de peixe-zebra adulto (Danio rerio) usando a avaliação baseada em corante azul de Evan, permitindo a análise qualitativa e quantitativa da desregulação neurovascular.

Visualizando o Gatekeeper: Avaliação Baseada em Corante Azul de Evan da Permeabilidade da Barreira Hematoencefálica em Peixe-Zebra Adulto

Aprenda a quantificar a permeabilidade do neuroepitélio embrionário de zebrafish usando injeção de dextrano fluorescente e imagem em série. Este método permite analisar mudanças em condições genéticas e ambientais.

Um ensaio para a permeabilidade do neuroepitélio Zebrafish Embryonic

Explorar mais vídeos