Name: Isolamento de citometria de fluxo de células primárias Murino Tipo II epiteliais alveolares de Estudos funcionais e Molecular (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-26T12:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 48 s
Description: Aprenda a isolar células epiteliais alveolares tipo II murinas primárias por citometria de fluxo com seleção negativa. Este método rápido oferece alta viabilidade e pureza para estudos funcionais e moleculares em doenças respiratórias.

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Gostaríamos de agradecer a M. Höxter de assistência técnica para a classificação AECII murino primário de nível de biossegurança 2 amostras. Este trabalho foi financiado por doações da Fundação Alemã de Pesquisa (DFG) para DB (SFB587, TP B12 e BR2221/1-1) e uma bolsa da Escola de Pesquisa Biomédica Hannover (DFG GSC 108) para AA. DB é apoiada por iniciativa do Presidente e do Fundo de Networking da Associação Helmholtz de Centros de Pesquisa Alemão (HGF), sob W2/W3-029 número do contrato.

Os detalhes sobre os reagentes e materiais necessários estão listados na tabela, no final do protocolo abaixo. Antes de iniciar o trabalho, preparar tubos de 15 ml (um por rato) contendo 4 ml de dispase e pré-aquecê-los a 37 ° C num banho de água. Num bloco de aquecimento, logo aquecer pequenas alíquotas de 1% de agarose de baixa fusão (em água) a 95 ° C até liquefeito e, subsequentemente, arrefecer a 45 ° C até à sua utilização. 1. Preparação do pulmão do rato <ol><li> Sacrificar o mouse por asfixia CO 2. Nota: Não realizar o deslocamento cervical como isso irá prejudicar a traqueia, de modo que na sequência de passos do protocolo, tal como a instalação do pulmão com um líquido, não pode ser realizada com sucesso. Assegurar a perda de reflexos nociceptivos. </li><li> Pulverizar o rato com etanol e fazer um corte de comprimento ao longo da linha média ventral do corpo. Puxe a pele ventral e pele e, posteriormente, também cuidadosamente cortar e remover o peritônio. </li><li> Desangrar orato, cortando a veia jugular esquerda e para a direita (Vena jugularis), bem como a artéria renal (renalis Arteria). Remover o sangue fluindo com tecido. </li><li> Punção cuidadosamente e retire o diafragma para expor o coração e pulmão cortando as costelas. Tome especial cuidado para não ferir o pulmão. </li><li> Com uma cânula 26G e uma seringa de 10 ml cheia com solução salina tamponada com fosfato frio (PBS), a punção do ventrículo direito do coração e o pulmão perfundir com PBS até ficar livre de sangue. </li><li> Cortar e remover as glândulas salivares para expor a traquéia. Também corte cuidadosamente o músculo ao redor da traquéia. </li><li> Insira uma cânula 22G na traquéia, retire a agulha e empurrar o cateter plástico para o pulmão. Fixar o cateter, amarrando um pequeno pedaço de fio em torno traquéia e cateter. </li></ol> 2. A digestão enzimática do tecido pulmonar Se desejado, uma amostra de fluido de lavagem broncoalveolar pode serpreparada por lavagem dos pulmões por meio do cateter inserido na traqueia com PBS ou meio antes do passo seguinte. <ol><li> Utilizando uma seringa de 2 ml, cuidadosamente incutir um volume máximo de 2 ml de dispase (do alíquota de 4 ml) para o pulmão através do cateter de modo a que todos os lóbulos estão completamente expandida. Trocar a seringa com uma seringa de 1 ml contendo 0,5 ml de agarose a liquefeito e também instilar para o pulmão. </li><li> Deixar a seringa no cateter para evitar o refluxo da agarose e cobrir imediatamente o pulmão com papel de laboratório tecido e gelo. Deixe o gel de agarose para um par de minutos. </li><li> Remover o papel de tecido, o gelo, seringa e cateter, cortou a traqueia e excisão do coração, pulmão e timo do peito. Lavar o pulmão num prato com PBS e remover o coração timo e traqueia restante. </li><li> Coloque o pulmão para a 2 ml de dispase restante e incubar à temperatura ambiente durante 45 min. </li></ol> 3. Preparação do PulmãoSuspensão de células <ol><li> Remover o pulmão do dispase e transferi-lo para um prato contendo 7 ml de anti-CD16/32 anticorpo (1 ug / ml de concentração final) em meio DMEM e 100 ul de DNase. </li><li> Usando fórceps, completamente desintegrar o tecido pulmonar, puxando-o à parte e incubar durante 10 min à temperatura ambiente enquanto agitando suavemente em um balancim fixado a 200 rpm. Se desejado, a suspensão de células podem então ser armazenadas a 4 ° C, até ao passo seguinte. </li><li> Filtra-se a suspensão de células através de malhas de nylon com 100 um primeiro e, subsequentemente, com 70 uM, 48 uM e 30 uM poros. Ter o cuidado de lavar cada malha, bem como os tubos e pratos cuidadosamente com DMEM para minimizar a perda de células e maximizar o rendimento. Se estiver a juntar amostras, isto pode ser conseguido por aqui posteriormente passando suspensões de células a partir de ratos de um grupo através do mesmo filtro. Substituir o filtro, em caso de entupimento. </li><li> Dependendo do volume e transferir o filtrado para um ou mais tubos de 50 ml ecentrifugar durante 15 min a 160 xg e 4 ° C. Remover o sobrenadante. </li><li> Ressuspender o sedimento de células em 2 ml de tampão de lise de eritrócitos (0,15 M NH 4 Cl, 0,01 M de KHCO3, 0,1 mM de EDTA, pH 7,2) e rapidamente encerrar a lise por adição de 13 ml de meio DMEM. Transferir a solução para um tubo de 15 ml e centrifugar durante 12 min a 160 xg e 4 ° C. </li></ol> 4. A coloração de anticorpo por separação celular por citometria de fluxo- <ol><li> Ressuspender as células em 3 ml de cocktail de anticorpo primário, preparado em meio DMEM em diluições apropriadas para citometria de fluxo. (Os anticorpos foram previamente titulado para óptimos diluições de trabalho através da coloração de 1 x 10 6 esplenócitos num volume de 100 ul. Uso de 3 ml do cocktail de anticorpo primário que contém as concentrações ideais para cada um dos anticorpos usados ​​para as células reunidas a partir de um máximo de cinco ratinhos. Se mais camundongos são reunidas para uma amostra, ajustar o volume). </li><li> Para a coloração, incubar as células durante 10 min no escuroa 4 ° C. </li><li> Lave as células através do enchimento do tubo de 15 ml com DMEM e centrifugação durante 12 min a 160 xg e 4 ° C. </li><li> No caso de anticorpos ou desacoplados biotinilados foram usados ​​em 4.1: Remover o sobrenadante e ressuspender as células em 2-3 ml de cocktail de anticorpo secundário. Mancha durante 10 min a 4 ° C no escuro. </li><li> Lave as células através de enchimento do tubo com DMEM e centrifugação durante 12 min a 160 xg e 4 ° C. </li><li> Ressuspender as células em 1 ml de DMEM e pré-filtro através de um filtro de 50 um para um tubo de triagem de células. Opcional: Contar as células para se obter o número total de células na suspensão de células do pulmão. </li></ol> 5. De separação de células- <ol><li> Misturar as células através de agitação em vórtice antes da triagem. Usar um bocal 100 para uM célula triagem de AECII. Pressão do invólucro de fluido, bem como de emissão laser e comprimentos de onda de detecção dependem do instrumento utilizado para a triagem de citometria de fluxo de células, bem como os fluorocromos utilizados na Antibody procedimento de coloração. </li><li> Portão sobre as células SSC elevados que são negativas para os fluorocromos utilizados para coloração e tipo para um tubo contendo DMEM. Use a frente altura de dispersão (FSC-H) versus área (FSC-A) e para o lado a altura de dispersão (SSC-H) versus área (SSC-A) janelas para excluir quaisquer doublets ou agregados celulares (veja detalhes da estratégia de propagação em Figura 1 a). </li><li> A fim de recolher a ordenada centrífuga células durante 20 min a 280 xg e 4 ° C. </li><li> Ressuspender as células em meio de cultura ou de tampão conforme necessário para a análise subsequente. </li></ol>

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</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

O protocolo para o isolamento de AECII murina por citometria de fluxo proporciona uma forma rápida de aceder a partir de células primárias do pulmão do rato para uma ampla gama de estudos funcionais e moleculares. O procedimento descrito proporciona populações altamente viáveis ​​e puras dos AECII que são em número suficiente para directos análises subsequentes, tais como o isolamento de ARN (ver figura 2b) e os estudos de transcriptoma. Para aplicações funcionais, também é possível a cultura de células...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentários </td></tr><tr><td> habitação cânula Introcan 22G </td><td> Braun </td><td> REF 4252098B </td><td></td></tr><tr><td> Dispase, 100 ml (5000 unidades caseinolítica) </td><td> BD Biosciences </td><td> 354235 </td><td> alíquota de 4 ml em tubos de 15 ml, armazenar a -20 ° C </td></tr><tr><td> Placa Biozym Agarose </td><td> Biozym </td><td> 840101 </td><td> 1% w / v de H 2 O </td></tr><tr><td> Desoxirribonuclease I a partir de pâncreas bovino, 2000 unidades Kunitz / frasco </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> D4263 </td><td> recém dissolver o conteúdo de 1 frasco em 300 ul de DMEM </td></tr><tr><td> DMEM </td><td> Gibco </td><td> 22320-022 </td><td> utilizado como fornecido pelo fabricante (G Lowlucose, piruvato, HEPES) </td></tr><tr><td> Os filtros celulares (100 um, 75 um) </td><td> BD Falcon </td><td> 352360, 352350 </td><td></td></tr><tr><td> malha de nylon (48 um, 30 um) </td><td> Buckmann GmbH </td><td> 03-48/26-1020, 03-30/18-108 </td><td></td></tr><tr><td> CellTrics 50 mM filtro </td><td> Partec </td><td> 04-0042-2317 </td><td></td></tr><tr><td> anti-rato CD16/CD32 </td><td> BioLegend </td><td> 101302 </td><td> clone 93; purificada </td></tr><tr><td> anti-rato F4/80 </td><td> BioLegend </td><td> 123116 </td><td> clone BM8; APC acoplado </td></tr><tr><td> anti-rato CD11b </td><td> BioLegend </td><td> 101208 </td><td> clone M1/70; PE acoplado </td></tr><tr><td> anti-rato CD11c </td><td> BioLegend </td><td> 117310 </td><td> clone N418; APC acoplado </td></tr><tr><td> anti-ratoCD45 </td><td> BioLegend </td><td> 103102 </td><td> clone 30-F11; purificada </td></tr><tr><td> anti-mouse CD19 </td><td> eBioscience </td><td> 12-0193-83 </td><td> eBio 1D3; PE acoplado </td></tr><tr><td> anticorpo policlonal de cabra anti-rato IgG </td><td> BD Pharmingen </td><td> 550767 </td><td> policlonal, PE acoplado </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Anticorpos acoplados a fluorocromos alternativos podem ser utilizados, dependendo do citómetro de fluxo e lasers disponível. </td></tr></tbody></table>

isolamento de citometria de fluxo de células primárias murino tipo ii epiteliais alveolares de estudos funcionais e molecular

Flow Cytometric Isolation of Primary Murine Type II Alveolar Epithelial Cells for Functional and Molecular Studies

Ao longo dos últimos anos, a contribuição das células alveolares tipo II epiteliais (AECII) a vários aspectos da regulação imune no pulmão tem sido cada vez mais reconhecida. AECII têm sido mostrados para participar na produção de citoquina em inflamação das vias aéreas e ao mesmo actuar como células apresentadoras de antigénio, em ambos infecção e de células-T auto-imunidade mediada por 1-8. Por isso, eles são particularmente interessantes também em contextos clínicos, tais como hiper-reactividade ao estrangeiro e auto-antigénios, bem como infecções que, directa ou indirectamente como alvo AECII. No entanto, a nossa compreensão das funções imunológicas detalhadas servidas por células de tipo II alveolares epiteliais no pulmão saudável, bem como na inflamação permanece fragmentária. Muitos estudos sobre a função AECII são realizadas usando o mouse ou humanos alveolares linhas de células epiteliais 9-12. Trabalhando com linhas celulares certamente oferece uma série de vantagens, tais como a disponibilidade de grandes quantidades of células para análise extensiva. No entanto, nós acreditamos que a utilização de AECII murino primário permite um melhor entendimento sobre o papel deste tipo de células em processos complexos como infecção ou inflamação autoimune. AECII murino primário pode ser isolado directamente a partir de animais que sofrem de tais condições respiratórias, o que significa que foram sujeitos a todos os outros factores extrínsecos que desempenham um papel na definição analisados. Como um exemplo, AECII viável pode ser isolado a partir de murganhos intranasalmente infectados com o vírus influenza A, que tem como alvo as células principalmente para a replicação de 13. É importante notar que com a infecção ex vivo de AECII isolado de ratos saudáveis, os estudos das respostas celulares montadas sobre a infecção pode ser ainda mais alargado. O protocolo para o isolamento de AECII murino primário é baseada na digestão enzimática do pulmão de rato seguido de rotulagem da suspensão de células resultante com anticorpos específicos para CD11c, CD11b, F4/80,CD19, CD45 e CD16/CD32. AECII granulares são, em seguida, identificada como a dispersão não marcado e para o lado de alta (SSC alta) da população de células e são separados por classificação de células activadas por fluorescência 3. Em comparação com outros métodos de isolamento de células primárias epiteliais de pulmão de rato, o nosso protocolo para o isolamento de citometria de fluxo de AECII por selecção negativa produz intacta, AECII altamente viável e pura em tempo relativamente curto. Além disso, e em contraste com os métodos convencionais de isolamento por filtração e depleção de linfócitos através de ligação do anticorpo-esferas magnéticas acopladas 14, 15, por citometria de fluxo de células para triagem de discriminação permite que, por meio de tamanho celular e granularidade. Dado que a instrumentação de separação de células por citometria de fluxo está disponível, o processo descrito pode ser aplicado a custos relativamente baixos. Ao lado de anticorpos normais e enzimas para a desintegração do pulmão, não reagentes adicionais, tais como magnéticoGrânulos são necessários. As células isoladas são adequadas para uma ampla gama de estudos funcionais e moleculares, que incluem a cultura in vitro e ensaios de estimulação de células T, bem como transcriptoma, proteoma ou análises secretoma 3, 4.

Ao classificar suspensões de pulmão de células isoladas a partir de ratos saudáveis, o portão AECII normalmente responsáveis ​​por cerca de 42 ± 10% de todos os eventos. Esse percentual pode ser notavelmente menor quando os ratos com doenças respiratórias, como uma infecção viral são usadas, como a suspensão de células inicial vai conter uma proporção consideravelmente maior de linfócitos e outras células imunológicas recrutados para as vias aéreas. Para AECII isolada do pulmão IAV infectados no dia 3 após a infecção ob...

Nós descrevemos o isolamento rápido de murinos primários células tipo II alveolares epiteliais (AECII) por meio de seleção por citometria de fluxo negativo. Estes AECII mostram viabilidade e pureza elevados e são adequadas para uma ampla gama de estudos funcionais e moleculares relativas ao seu papel em condições respiratórias, tais como doenças auto-imunes ou infecciosas.

Isolamento de citometria de fluxo de células primárias Murino Tipo II epiteliais alveolares de Estudos funcionais e Molecular

Ao longo dos últimos anos, a contribuição das células epiteliais alveolares do tipo II (AECII) para diversos aspectos da regulação imunológica no pulmão tem sido...

O objetivo geral deste procedimento é isolar células epiteliais alveolares do tipo dois neuronais primárias puras e viáveis para análises funcionais e moleculares subsequentes. Primeiro, o pulmão e a traqueia de um camundongo sacrificado são instilados com uma solução de DYS displays e, em seguida, com agarose. O pulmão é então removido após a dispa ter digerido o tecido pulmonar.O tecido é desintegrado manualmente. A suspensão resultante é filtrada por meio de uma série de malhas com tamanho de poro decrescente. Em seguida, as células epiteliais alveolares do tipo dois são coradas e isoladas por seleção negativa por citometria de fluxo.Por fim, as células epiteliais alveolares do tipo dois isoladas podem ser utilizadas para realizar ensaios funcionais e moleculares com o objetivo de estudar seu papel nas infecções respiratórias e doenças autoimunes pulmonares. Este método pode ajudar a responder perguntas-chave na área da imunologia pulmonar, especialmente no contexto de doenças pulmonares autoimunes e infecções virais. A demonstração visual deste método é fundamental, pois o preparo do órgão e da suspensão celular é difícil de aprender.O sucesso geral deste protocolo depende de vários detalhes importantes durante essas etapas. Para cada camundongo do experimento, aqueça previamente um tubo de 15 mililitros contendo quatro mililitros de DYS bays em um banho-maria a 37 graus Celsius; coloque pequenas alíquotas de 1% low. Mel Aros em água em um bloco aquecedor a 95 graus Celsius até liquefazer. Em seguida, resfrie a 45 graus Celsius e mantenha-os nessa temperatura até o próximo uso.Para preparar o pulmão de camundongo, pulverize um camundongo que foi sacrificado por asfixia com CO2. Com etanol. Faça um corte longo ao longo da linha média ventral do corpo.Em seguida, puxe a pele ventral distante e corte cuidadosamente, removendo o peritônio. Após a exsanguinação do camundongo, perfure cuidadosamente e remova o diafragma, depois corte as costelas. Para expor o coração e o pulmão, tenha especial cuidado para não lesar o pulmão com uma cânula de calibre 26 e uma seringa de 10 mililitros cheia de líquido frio.Fure com PBS o ventrículo direito do coração e perfunda o pulmão com PBS até que esteja livre de sangue. Corte e remova as glândulas salivares para expor a traqueia. Além disso, corte cuidadosamente os músculos ao redor da traqueia.Em seguida, insira uma cânula permanente de calibre 22 na traqueia. Remova a agulha e empurre o cateter plástico em direção ao pulmão. Fixe o cateter no lugar amarrando um pequeno pedaço de barbante ao redor da traqueia e do cateter.Se desejar, prepare uma amostra de líquido de lavagem broncoalveolar lavando os pulmões com PBS ou meio utilizando o cateter inserido na traqueia. Armazene o líquido de lavagem sobre gelo até a análise subsequente. O aspecto mais difícil deste procedimento é a digestão e a desintegração tecidual.Para garantir o sucesso deste protocolo, é necessário assegurar que a dispasa completa seja preenchida em todos os lobos pulmonares e após a digestão do tecido. É preciso desintegrar o tecido usando cuidadosamente uma seringa de dois mililitros, injetando um volume máximo de dois mililitros da dispasa preparada anteriormente no pulmão através do cateter, de modo que todos os lobos fiquem totalmente expandidos. Substitua a seringa por uma seringa de um mililitro contendo 0,5 mililitro da aros liquefeita e administre o conteúdo no pulmão.Deixe a seringa no cateter para evitar o refluxo dos aros e cubra imediatamente o pulmão com tecido de laboratório, papel e gelo. Deixe o gel aerossol se estabelecer por alguns minutos. Remova o papel de tecido, a seringa de gelo e o cateter.Em seguida, corte a traqueia e remova o pulmão, o coração e o timo da cavidade torácica. Lave os órgãos preparados em uma placa com PBS. Em seguida, separe o coração, o timo e a traqueia remanescente do pulmão e descarte-os.Coloque o pulmão no tubo contendo os dois mililitros restantes de meio e incube à temperatura ambiente por 45 minutos. Ajuste a incubação para garantir um bloqueio eficiente dos receptores Fc das células fagocíticas antes do procedimento de marcação. Transfira o pulmão do meio para uma placa contendo sete mililitros de um micrograma por mililitro de anticorpo anti-CD1632 e 100 microlitros de DNAs em DMEM, usando dois pares de pinças, desintegrando completamente o tecido pulmonar ao puxá-lo para separar.Em seguida, incube por 10 minutos à temperatura ambiente em um agitador ajustado a 200 RPM, se desejado. A suspensão celular pode então ser armazenada a quatro graus Celsius até o próximo passo. Pipete a suspensão celular através de uma série de malhas de náilon.Primeiro, despeje a suspensão através de um filtro de 100 microns colocado sobre um tubo de 50 mililitros. Se estiver reunindo amostras, passe as suspensões celulares de camundongos do mesmo grupo pelo mesmo filtro. Se o filtro entupir, substitua-o por um novo.Repita este processo com um filtro de malha de 70 mícrons. Tenha o cuidado de lavar bem cada malha, bem como os tubos e as placas, com DMEM para minimizar a perda de células e maximizar o rendimento. Em seguida, aspire a suspensão através de uma malha de 48 mícrons esticada sobre um anel de plástico ou vidro, conforme mostrado aqui.Colete o fluxo em uma placa de Petri. Em seguida, repita este processo com uma peneira de 30 micrômetros. Dependendo do volume, transfira o filtrado para um ou mais tubos de 50 mililitros e centrifugue por 15 minutos a 160 ×g a quatro graus Celsius.Após a centrifugação, remova o sobrenadante e ressuspenda o pellet celular em dois mililitros de tampão de lise de eritrócitos. Em seguida, interrompa rapidamente a lise pela adição de 13 mililitros de meio DMEM. Transfira a solução para um tubo de 15 mililitros e centrifugue por 12 minutos a 160 ×g e quatro graus Celsius.Resuspenda as células em três mililitros de um coquetel de anticorpos primários contendo anticorpos contra CD11c, CD11b, F4/80, CD19, CD1632 e CD45. Incube as células por 10 minutos no escuro a quatro graus Celsius ou sobre gelo. Após a incubação, lave as células preenchendo o tubo com DMEM e centrifugue por 12 minutos a 160 × g e quatro graus Celsius.Re-suspenda as células em um mililitro de DMEM e pré-filtre através de um filtro de 50 mícrons em um tubo para classificação celular. Conte as células para obter o número total de células na suspensão pulmonar. Utilize um bico de 100 micrômetros para a fonte de células de um EC2 imediatamente antes da fonte.Agite a suspensão celular por vórtice com o fluido de envolvimento. A pressão do fluido e os comprimentos de onda de emissão e detecção do laser dependem do instrumento utilizado para a classificação celular por citometria de fluxo, bem como dos fluorocromos usados no procedimento de marcação com anticorpos. Primeiro, crie um gráfico de dispersão lateral versus fluorescência e selecione todas as células com alta área de dispersão lateral que sejam negativas para os fluorocromos utilizados na marcação.Em seguida, gere gráficos de área de dispersão lateral versus área de dispersão frontal e altura de dispersão frontal versus área de dispersão frontal e altura de dispersão lateral versus área de dispersão lateral, e delimite a população para excluir quaisquer dupletes ou agregados celulares, coletando-os em um tubo contendo DMEM. Ao utilizar suspensões celulares pulmonares isoladas de camundongos saudáveis, a porta EC2 geralmente representará cerca de 42 ± 10% de todos os eventos. Para coletar as células classificadas, centrifugue por 20 minutos a 280 × g e 4 °C.Re-suspenda as células epiteliais alveolares do tipo dois ou a EC2 em meio de cultura ou tampão, conforme necessário para análises subsequentes. As células epiteliais alveolares do tipo dois de camundongo primárias foram isoladas por seleção negativa por citometria de fluxo conforme descrito neste vídeo; a análise das células classificadas é mostrada aqui. Como indicado.A pureza das células isoladas é aproximadamente 92 mais ou menos 5%&nbsp;Ciis spins de AEC2 classificadas foram coradas para a proteína C do surfactante. Uma imagem de contraste de fase é mostrada à esquerda e a imunofluorescência é mostrada à direita. Encontrou-se que quase 100% das células eram positivas para a proteína C do surfactante, confirmando assim o isolamento bem-sucedido de uma população pura. Para avaliar os efeitos da infecção in vivo pelo vírus influenza A, AEC2 foram isolados de camundongos C57BL/6 que receberam, por via intranasal, solução salina tamponada com fosfato ou vírus influenza A PR8 (A/34) um, dois ou três dias antes.Esses gráficos mostram suspensões de células pulmonares de camundongos C57 Black Six machos não infectados e infectados há três dias, corados para classificação devido à recrutamento de células imunes para o pulmão infectado. A proporção de células negativas para fluorescência e com área de dispersão lateral alta é substancialmente reduzida na suspensão celular preparada a partir dos camundongos infectados há três dias em comparação com os não infectados. A expressão da proteína nuclear do vírus da influenza A em células C2 classificadas foi analisada por meio de marcação intracelular com um anticorpo específico para a proteína nuclear.O histograma mostra que um C dois isolado de camundongos infectados in vivo produz um sinal de fluorescência específico após coloração intracelular para a proteína nucleocapsídeo do vírus da influenza A. A tabela mostra a intensidade média de fluorescência da coloração da proteína nuclear, ou seja, a intensidade do sinal produzido pela coloração intracelular da proteína nuclear de um EC2 isolado de camundongos infectados com o vírus da influenza. A infecção viral aumenta com a duração da infecção viral para demonstrar a viabilidade de um EC2 isolado de camundongos saudáveis e testar sua suscetibilidade à infecção pelo vírus da influenza A.Influenza, a expressão da proteína nuclear do vírus também foi analisada em células isoladas infectadas ex vivo, conforme mostrado aqui. Uma proporção substancial de EC2 expressa a proteína nuclear viral seis horas após a infecção. Esses dados são resumidos aqui.A porcentagem de uma EC2 positiva para a coloração intracelular da proteína nuclear viral depende da dose viral utilizada para o experimento de infecção ex vivo. Esses resultados mostram que o neurônio primário isolado, uma EC2, é viável e suscetível à infecção e replicação viral, avaliada pela expressão da proteína viral observada. Ao tentar este procedimento, é muito importante lembrar de realizar cuidadosamente todas as etapas de digestão e desintegração do tecido.Além disso, é muito importante lembrar de realizar rigorosamente o porteamento nas células negativas para fluorescência e na região de alta granularidade lateral. Ao realizar a separação seguindo este procedimento, outros métodos, como estudos moleculares e funcionais, podem ser realizados para determinar o papel do tipo dois das células da terceira porção do pulmão no contexto de infecções virais e doenças pulmonares autoimunes.

flow-cytometric-isolation-primary-murine-type-ii-alveolar-epithelial

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Imunologia e Infecção

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Isolamento de citometria de fluxo de células primárias Murino Tipo II epiteliais alveolares de Estudos funcionais e Molecular

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