Name: Longo prazo, de alta resolução de imagem Lapse Confocal Tempo de Cotilédone Arabidopsis Epiderme durante a germinação (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-31T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 1 s
Description: Aprenda a realizar imagem confocal time-lapse de alta resolução em cotilédones de Arabidopsis para estudar a diferenciação estomática e o desenvolvimento da epiderme durante a germinação.

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Agradecemos Amanda Rychel de assistência no desenvolvimento do lapso de tempo de protocolo e Lynn Pillitteri para a construção de POLAR :: POLAR-eGFP. Agradecemos também a ABRC para fornecer a pm rb-construir. Este protocolo foi desenvolvido através de um suporte da adjudicação PRESTO do Japão Ciência, Tecnologia e Agência. Pesquisa sobre POLAR também foi apoiado pela Universidade de Washington Royalty Research Fund (RRF-4098) e da National Science Foundation (MCB-0855659). KMP é um NSF graduação Bolseiro de Investigação (DGE-0718124), e KUT é um investigador HHMI-GBMF.

1. Esterilização de sementes <ol><li> Preparar a solução de esterilização de sementes: lixívia 33%, 0,1% de Triton X-100. </li><li> Coloque as sementes que transportam construção repórter fluorescente desejada (s) e genótipo (s) em 1,7 ml de tubo e aplicar 1 ml da solução de esterilização. Incubar em Nutator durante 15 min. </li><li> Em um capuz estéril, utilizar uma pipeta para remover a solução de esterilização a partir do tubo, deixando atrás de sementes. Enxágüe com 1 ml de água estéril. Repita quatro vezes. </li><li> Incubar a 4 ° C durante dois dias ou mais. </li></ol> 2. Preparação de slides Câmara Mídia <ol><li> Misturar 20 ml de solução a 0,5% de Bacto Agar (agarose não puro) em água, num balão de 200 ml, e de micro-ondas até se dissolver. Seja cauteloso ao ferver a solução. </li><li> Arrefece-se a solução para cerca de 60 ° C. </li><li> Colete 1 ml de solução de agar com um pipetador e lentamente para aplicar a tampa de vidro no interior da câmara de corrediça (Lab-Tek II Chambered # 1.5 Sistema lamela Alemão). Solução which é muito quente ou muito rapidamente aplicado pode derreter cola ou vidro crack. </li><li> Imediatamente adicionar um segundo ml de solução de agar. Ágar agora deve cobrir completamente o fundo da câmara de slides. Este meio mínimo é suficiente para suportar o desenvolvimento de um dos cotilédones da planta, que contém nutrientes armazenados, durante quatro a cinco dias, mantendo a humidade e permitindo a difusão do gás. </li><li> Slides fresco em bancada com câmara coberta. Se frasco é coberto firmemente, a solução pode ser guardada e reaquecido para uso futuro. </li></ol> 3. Dissecção semente <ol><li> Retire o tubo de sementes estéreis a partir de 4 ° C de armazenagem. </li><li> Colocar um tecido de papel sobre a plataforma de um microscópio de dissecação e humedecer com água. Ajustar o tecido para criar uma superfície lisa. O tecido é utilizado para estabilizar as sementes para dissecção. </li><li> Pipetar 20-30 sementes a partir do tubo para o tecido, tendo o cuidado de os colocar no campo do escopo de dissecação da vista. </li><li> Utilizando uma pinça cortantes (Roboz, # 5 ponta biologia), Remova cuidadosamente o casaco de semente de dentro de mudas. Tegumentos exteriores e interiores, tem de ser removido. </li><li> Quando a imagem de cotilédone, é benéfico para remover o hipocótilo e da radícula. Cotilédones contêm nutrientes suficientes para desenvolver por vários dias sob este protocolo. Se intacto, o hipocótilo irá endireitar e alongar de forma dramática, movendo o cotilédone para fora do campo de visão do lapso de tempo. Usar um bisturi para cortar os cotilédones livres do hipocótilo. </li><li> Segurar cotilédones dissecados imersos em água, em um microtubo ou similar. </li><li> Repita 3,4-3,6 até que o número desejado de cotilédones é atingido. 15-20 dissecções de sucesso são recomendados antes da montagem. </li></ol> 4. Os cotilédones de montagem no slide Câmara <ol><li> Usando uma lamínula pequeno (18 mm 2), cortou os meios de ágar e levantar toda a camada da base até o slide câmara de vidro. </li><li> Pipetar dissecados cotilédones com um mínimo de água de detertubo dentro da câmara de corrediça, por baixo da camada de agar levantada. </li><li> Abaixe cuidadosamente o agar para os cotilédones. Se o excesso de água está presente, mergulhe-o longe com um lenço de papel, tomando cuidado para não perturbar os cotilédones. As amostras não devem mais se mover facilmente quando montagem está completa. </li><li> Coloque a tampa no slide câmara e slides mudança para estágio do microscópio. </li></ol> 5. Time Lapse imagem <ol><li> Configurar microscópio confocal invertido para o fluoróforo imagem desejada (s). LSM700 parâmetros utilizados: para GFP, excitação a 488 nm e de recolha com um filtro passa banda de 440-530 nm; para RFP, excitação a 555 nm e de recolha com um filtro passa banda de 570-610 nm. </li><li> Inspecione espécimes montados por danos. Programar os locais de intacta, devidamente montado cotilédones em software microscópio. No Zen 2009: foco em um cotilédone com 20x objetivo e mover objetivo de centro de slide câmara. Em Modo de Aquisição, mudar o zoom para 0,5 e tamanho &lt;/&gt; Em que 48x48 pixels. Selecione Posições caixa e imagem de digitalização visão geral ... botão sob Posições, em seguida, aumentar o número de telha Horizontal e Vertical para 30-35. Quando a digitalização estiver concluída, clique no botão Posições sob a guia Dimensões e mira lugar em cada cotilédone para observar. </li><li> Configure z série abrangendo a epiderme dos cotilédones de tudo Zen samples.In 2009: Clique na caixa Z-Stack. Selecione cada posição em Lista de posição e clique no botão Mover para. Concentre-se no plano mais alto da epiderme dos cotilédones e clique no botão Definir Primeiro sob Z-Stack. Concentre-se na posição mais baixa na qual epiderme é útil visível e clique no botão Definir passado. Clique no botão ao lado Optimal, que mostra melhor a espessura z-slice, para definir. Verifique cada cotilédone para confirmar que essas configurações abranger todas as amostras, os parâmetros z não pode ser definido por indivposições idual em 2009 zen. </li><li> Configure série de tempo na resolução desejada e comprimento. Intervalos de 15-30 min, durante três dias são eficazes para a dinâmica das proteínas na divisão de células da epiderme. Este intervalo pode ser alterado conforme necessário. No Zen 2009: Clique na caixa de Séries Temporais. Sob série de tempo, definir Ciclos para o número de imagens desejadas usando o controle deslizante ou digitando no campo de texto. Definir Intervalo a 30 e use o menu suspenso para selecionar min. </li><li> Comece xyzt verificação multi-posição. Note-se que o número de posições deverá ser limitada pelas especificações de verificação, se o tempo de verificação total é maior do que o intervalo desejado, os pontos de tempo não será correcta. Um máximo de seis posições simultâneas são possíveis quando imagens GFP e RFP em 59 z fatias em um intervalo de 30 min usando nosso sistema. No Zen 2009: Tamanho do Quadro de Mudança para a resolução desejada e clique em Iniciar Experimento. </li></ol> 6. Edição de Vídeo <ol><li> A partir do arquivo de dados confocal, faça uma intensidade máxima z projeção de cada combinação de tempo / posição e exportação como arquivos de imagem em um formato sem perdas como TIFF. Os nomes dos arquivos devem estar em uma série por posição (por exemplo, POLAR-GFP_pos1_0001, POLAR-GFP_pos1_0002, etc, não POLAR-GFP_0001_pos1) para o software para combiná-los em um filme. No Zen 2009: Copiar Uso: Subconjunto sob a guia Processamento de dividir posições em arquivos separados, em seguida, projeção de intensidade máxima. Finalmente, exportar como TIFF (Arquivo: Exportação, janela de imagem Resolução completa - série). </li><li> Use FIJI 7,8 para alinhar imagens sucessivas executando a macro bUnwarpJ 9 (Plugins: Inscrição: bUnwarpJ). Alterar o modo de registo para Mono. Todas as opções avançadas podem usar valores padrão. Para as seqüências longo lapso de tempo, baixar e instalar o macro &quot;Affine + Registro de imagem consistente elástica 2D&quot;, que vai aplicar bUnwarpJ a uma série de imagens automaticamente, e y abertonossos dados usando arquivo: Importar: Seqüência de imagens para usá-lo. Desmarque MOPS extração de pontos de referência e de execução. </li><li> Use FIJI / ImageJ ou QuickTime Pro para abrir a seqüência de imagens alinhadas e salvar no formato de vídeo desejado (AVI é uma boa escolha). </li></ol>

<ol><li>Sulston, J. E., Schierenberg, E., White, J. G., Thomson, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Embryonic+Cell+Lineage+of+the+Nematode+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">The Embryonic Cell Lineage of the Nematode Caenorhabditis elegans.</a> Developmental Biology. 100, 64(1983).</li>
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<li>Campilho, A., Garcia, B., Toorn, H. V., Wijk, H. V., Campilho, A., Scheres, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-Lapse+Analysis+of+Stem-cell+Divisions+in+the+Arabidopsis+thaliana+Root+Meristem%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Journal%22%5BJournal%5D)">Time-Lapse Analysis of Stem-cell Divisions in the Arabidopsis thaliana Root Meristem.</a> Plant Journal. 48, 619(2006).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Esta técnica de lapso de tempo confocal permite estudos longitudinais de expressão da proteína fluorescente etiquetado e localização em células individuais da epiderme cotilédone Arabidopsis, que, no caso de proteínas e de outros POLARES dinamicamente variáveis ​​é fundamental para uma boa compreensão da sua função. Anteriormente, sustentado de tempo de imagem lapso foi utilizado para examinar a infecção fúngica da raiz de Arabidopsis 11 e meristema 5,12 crescimento, mas a adição ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentários </td></tr><tr><td> Agar Bacto </td><td> BD </td><td> 214010 </td><td></td></tr><tr><td> Uma câmara-de slides </td><td> Nunc (Thermo Scientific) </td><td> 155360 </td><td> Ou duas câmaras (155.379) </td></tr><tr><td> Microscópio de varredura a laser confocal </td><td> Zeiss </td><td> LSM700 </td><td> Software Zen 2009 </td></tr><tr><td> 20x lente objetiva </td><td> Zeiss </td><td> 420650-9901 </td><td> NA 0,8, Plano-Apochromat </td></tr><tr><td> Dissecando microscópio </td><td> Benz (Nacional) </td><td> 431TBL </td><td> Acende-se a partir de baixo </td></tr><tr><td> º 5 fórceps, biologia ponta </td><td> Roboz instrumento cirúrgico </td><td> RS-4978 </td><td> Dicas muito finassão críticas </td></tr></tbody></table>

longo prazo, de alta resolução de imagem lapse confocal tempo de<em&gt; cotilédone arabidopsis</em&gt; epiderme durante a germinação

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

Imagiologia in vivo na dinâmica do comportamento celular ao longo de uma sequência de desenvolvimento pode ser uma técnica eficaz para a compreensão dos mecanismos da padronização do tecido. Durante o desenvolvimento do animal, a proliferação celular e os eventos chave padronização ocorrer muito rapidamente. Por exemplo, em Caenorhabditis elegans todas as divisões celulares necessários para o plano do corpo larval são concluídas dentro de seis horas após a fertilização, com sete ciclos mitóticos 1; as mitoses 16 ou mais de embriogênese Drosophila ocorrer em menos de 24 horas 2. Em contraste, as divisões celulares durante o desenvolvimento da planta é lenta, tipicamente da ordem de um dia 3,4,5. Isso impõe um desafio único e uma necessidade de longo prazo de imagem ao vivo para documentar comportamentos dinâmicos de divisão celular e diferenciação eventos durante a organogênese planta. Epiderme Arabidopsis é um sistema excelente modelo para sinalização de investigação, o destino de células e desenvolvimento em plantas. No cotilédone, este tecido é constituída por ar e as células resistentes à água do pavimento intercalados com estômatos uniformemente distribuída, válvulas que abrem e fecham para controlar as trocas gasosas e a perda de água. O espaçamento adequado dos estomas estes é crítico para a sua função, e o seu desenvolvimento segue uma sequência de divisão assimétrica e etapas de diferenciação de células da epiderme para produzir organizada (Fig. 1). Este protocolo permite a observação de células e proteínas na epiderme ao longo de vários dias de desenvolvimento. Este intervalo de tempo permite a documentação precisa de células-tronco divisões e diferenciação das células epidérmicas, incluindo estômatos e células epidérmicas pavimento. As proteínas fluorescentes podem ser fundidos com proteínas de interesse para avaliar a sua dinâmica durante a divisão celular e processos de diferenciação. Esta técnica permite compreender a localização de uma nova proteína, POLAR 6, durante a fase de proliferação de células da linhagem estomática-in the Arabidopsis epiderme cotilédone, onde é expresso em células de eventos anteriores de divisão assimétricos e move-se para uma área característica do córtex célula ocorre pouco antes da divisão. As imagens podem ser registrados e vídeo simplificada facilmente produzida usando o software de domínio público para visualizar localização de proteínas dinâmica e tipos celulares como eles mudam com o tempo.

<html> Um conjunto de pontos de tempo recolhidos informativos com este método é apresentado na Figura 3. As membranas celulares são marcados com RFP (pm-rb) e GFP é fundido com a proteína POLAR sob seu promotor nativo (POLAR :: POLAR-GFP) 6 Na escala de tempo de 30 min, vemos as divisões celulares, juntamente com as mudanças na localização de proteínas precedendo eles. Assimétricos divisões celulares na forma linhagem estomática em células-tronco como precursores estomatais chamados m...

Nós descrevemos um protocolo com lâminas de câmara e de mídia para imobilizar cotilédones de plantas para imagem confocal da epiderme durante vários dias de desenvolvimento, documentação diferenciação estomática. Proteínas fluoróforo com a tag pode ser monitorado de forma dinâmica por expressão e localização subcelular, aumentando a compreensão de seus possíveis papéis durante a divisão celular e diferenciação do tipo de célula.

Longo prazo, de alta resolução de imagem Lapse Confocal Tempo de<em&gt; Cotilédone Arabidopsis</em&gt; Epiderme durante a germinação

O imageamento da dinâmica in vivo do comportamento celular ao longo de uma sequência desenvolvimental pode ser uma técnica poderosa para a compreensão da mecânica tecidual...

O objetivo do seguinte experimento é visualizar os eventos iniciais do desenvolvimento epidérmico após a germinação da semente ao nível celular. Isso é conseguido primeiramente removendo a testa da semente para permitir uma visão clara do kosin como segundo passo. Os kosin são montados sob uma camada de meio de ágar que os imobiliza e sustenta seu desenvolvimento; em seguida, a microscopia de tempo real é realizada ao longo de vários dias para observar o crescimento e a divisão das células epidérmicas in vivo.Foram obtidos resultados que mostram expressão gênica dinâmica e localização proteica com base na fluorescência visível. A principal vantagem desta técnica em relação aos métodos existentes, como imagens fixas de coloração Gus ou fusões GFP, é que ela demonstra o movimento dinâmico de proteínas durante a divisão e diferenciação celulares. As sementes de Arabidopsis para este experimento são esterilizadas em uma solução de esterilização de sementes composta por 33% de água sanitária doméstica e 0,1% de Triton X-100; coloque as sementes contendo as construções de repórter fluorescente e genótipos desejados em um tubo de 1,7 mililitro e adicione um mililitro da solução de esterilização, incubando em agitador rotatório por 15 minutos.Em uma cabine de fluxo laminar estéril, utilize uma pipeta para remover a solução de esterilização do tubo, deixando as sementes para trás. Enxágue com um mililitro de água estéril. Repita quatro vezes após o quarto enxágue.Incube a quatro graus Celsius por dois dias ou mais. Para preparar o meio para lâmina de câmara, misture 20 mililitros de uma solução 0,5% de bacto-agar em água em um frasco de 200 mililitros e aqueça em forno de micro-ondas até dissolver. Tenha cautela ao aquecer a solução até a fervura.Eleve a solução a cerca de 60 graus Celsius. Uma solução muito quente ou aplicada muito rapidamente pode derreter a cola ou trincar o vidro da lâmina de câmara. Quando a solução de ágar estiver suficientemente fria, colete um mililitro com uma pipeta e aplique-a lentamente sobre o lamínula dentro da lâmina de câmara imediatamente.Adicione um segundo mililitro de solução de ágar. O meio de ágar agora deve cobrir completamente o fundo da lâmina de câmara. Este meio mínimo é suficiente para suportar o desenvolvimento em uma oleína vegetal, que contém nutrientes armazenados por quatro a cinco dias, mantendo a umidade e permitindo a difusão de gases.Chame a lâmina com a câmara coberta sobre a bancada. Para iniciar este procedimento, remova o tubo com sementes estéreis do armazenamento a quatro graus Celsius. Coloque um papel-toalha sobre a platina de um microscópio estereoscópico, umedeça-o com água e ajeite para criar uma superfície lisa.O tecido é usado para estabilizar as sementes durante a dissecação. Pipete de 20 a 30 sementes do tubo para o tecido, tomando cuidado para colocá-las no campo de visão do microscópio estereoscópico. Dissecar o co leadin é o aspecto mais desafiador deste procedimento.Utilizar baixa ampliação e pin&ccedil;as afiadas, sendo muito cuidadoso, ajudar&aacute; a garantir uma disseca&ccedil;&atilde;o bem-sucedida utilizando pin&ccedil;as afiadas. Remova cuidadosamente a casca da semente da pl&acirc;ntula interna; tanto o integumento externo quanto o interno devem ser removidos. Em seguida, use um bisturi para cortar o cotil&eacute;dono, separando-o do hipoc&oacute;tilo e da raiz prim&aacute;ria.É benéfico remover o hipocótilo e a radícula para a obtenção de imagens, pois, se intactos, o hipocótilo se endireitará e alongará acentuadamente. Movendo o Koss Leadin para fora do campo de visão do registro temporal, mantenha o cos leadin dissecado imerso em água. Repita a dissecação das sementes até atingir o número desejado de Olean.Recomenda-se de 15 a 20 dissecações bem-sucedidas antes de montar olean na lâmina com câmara. Para preparar a lâmina com câmara para montagem de cotan, use uma lamínula pequena para cortar o meio de ágar e levantar toda a camada da base de vidro da câmara. Transfira com pipeta os cotan dissecados, com uma quantidade mínima de água, do tubo de armazenamento para a câmara.Deslize sob a camada de ágar levantada. Abaixe suavemente o ágar sobre os sedins. Se houver excesso de água, absorva-a com um papel absorvente.Tendo cuidado para não perturbar os sedins quando a montagem estiver completa. Os espécimes não devem mais se mover facilmente. Coloque a lamínula na lâmina de câmara e transfira a lâmina para a platina do microscópio.Antes da aquisição de imagens, configure o microscópio confocal invertido para imagens do fluoróforo desejado. Os parâmetros do LSM 700 são para excitação de GFP em 488 nanômetros e coleta com filtro de passagem de banda de 440 a 530 nanômetros, e para excitação de RFP em 555 nanômetros e coleta.Com um filtro de passagem de banda de 570 a 610 nanômetros e uma objetiva de 20 vezes. Foque na entrada do ACO e mova a objetiva para o centro da câmara. No modo de aquisição, altere o zoom para 0,5 e o tamanho do quadro para 48 por 48 pixels.Selecione a caixa de seleção posições e faça uma imagem de pré-visualização, depois aumente os números de blocos horizontais e verticais para 30 a 35. Clique no botão de digitalização para iniciar a varredura. Quando a digitalização estiver concluída, clique no botão posições na guia dimensões e posicione as miras em cada cot para observação.Inspecione os espécimes montados em busca de danos. Exclua as posições correspondentes aos coss leadin danificados, deixando apenas espécimes adequados para a obtenção de imagens. Em seguida, configure uma série em Z que englobe a epiderme dos coss leadin de todas as amostras.Clique na caixa de seleção Zack. Selecione cada posição na lista de posições e clique no botão mover para. Foque no plano mais superior do chumbo de cos na epiderme e clique no botão definir primeiro em Zack.Foque na posição mais baixa na qual a epiderme é visivelmente útil. E clique no botão definir último. Clique no botão ao lado de ótimo, que mostra a melhor espessura de corte Z a ser definida.Verifique cada entrada kos para confirmar que essas configurações abrangem todas as amostras. Os parâmetros Z não podem ser definidos para posições individuais. No software Zen 2009 utilizado aqui, configurar séries temporais com a resolução desejada e intervalos de duração de 15 a 30 minutos durante três dias é eficaz para a dinâmica proteica na divisão celular epidérmica, mas os intervalos podem ser alterados conforme necessário.Clique na caixa de seleção série temporal em ciclos de série temporal para o número de imagens desejado digitando no campo de texto o intervalo definido como 30 e use o menu suspenso para selecionar MIN para iniciar a varredura multiposição XY, ZT, altere o tamanho do quadro para a resolução desejada e inicie a coleta do experimento. Observe que o número de posições deve ser limitado pelas especificações da varredura. Se o tempo total de varredura for maior que o intervalo desejado, os pontos de tempo não estarão corretos.Utilizando este sistema, é possível um máximo de seis posições simultâneas ao realizar imagens de GFP e RFP em 59 cortes Z em intervalos de 30 minutos. Um exemplo de um conjunto de pontos temporais informativos coletados com este método é mostrado aqui. As membranas celulares são marcadas com RFP e GFP fundidos a uma proteína polar sob seu promotor nativo.As imagens na série A mostram que a GFP polar aparece inicialmente distribuída de forma homogênea e, em seguida, cerca de duas horas antes das divisões assimétricas, indicadas pelas setas. A GFP polar se segrega do local do futuro OID meiótico na série B, após a divisão assimétrica inicial indicada pela seta às 47 horas. A GFP polar desaparece em ambas as células.Sugerindo uma transição rápida para o estado de célula mãe de guarda pelo merissoide, a célula mãe de guarda indicada pelo asterisco divide-se simetricamente e se diferencia para formar as células-guarda estomáticas, enquanto a célula cisto recupera a expressão polar de GFP, presumivelmente precedendo uma divisão assimétrica posterior. É apresentado aqui um vídeo simplificado e registrado da localização polar de GFP durante a amplificação e o espaçamento de uma célula precursora estomática. Inicialmente, o GFP polar aparece de forma uniforme na célula 39 horas após a germinação.Ele se polariza fortemente logo antes de uma divisão às 40 horas, posicionando uma célula filha menor na extremidade oposta da célula. A célula maior à direita também recupera a identidade da linhagem estomática e, às 45 horas, a localização do GFP Polar migra para uma posição adjacente ao precursor estomático. A divisão às 47 horas produz um novo esteroide à direita, orientado para longe do me stamóide existente à esquerda, originado do primeiro me stamóide.O resultado final é que duas estômatos ficam separadas por uma célula. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como utilizar o registro temporal de longa duração de uma semente germinando para avaliar a expressão gênica e a localização proteica na epiderme durante o desenvolvimento.

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imagem confocal ao vivo fornece biólogos com uma ferramenta poderosa para estudar o desenvolvimento. Aqui, apresentamos um protocolo detalhado para a imagem confocal ao vivo de desenvolver flores Arabidopsis.

Viva Imagem Confocal de Desenvolvimento de Arabidopsis Flores

Apresenta-se aqui uma técnica simples para imagens em tempo real confocal de alta resolução de desenvolvimento de raiz e hipocótilo por até 3 dias utilizando objectivos de elevada abertura numérica e perfluorodecalina como meio de imersão.

Uma câmara simples para a imagem confocal a longo prazo do desenvolvimento da raiz e do hipocótilo

Este artigo demonstra como a cultura de plântulas de Arabidopsis thaliana em uma plataforma de dois-camada microfluidic que restringe a raiz principal e cabelos de raiz para um único plano ótico. Esta plataforma pode ser usada para a imagem latente de óptica em tempo real da morfologia da raiz bem bem como quanto à geração de imagens de alta resolução por outros meios.

A raiz do cabelo morfologia de plântulas de Arabidopsis em uma plataforma Microfluidic de duas camadas de imagem

Nós relatamos um método simples e versátil para executar ao vivo-imagem fluorescente de Arabidopsis thaliana folhas durante um período prolongado de tempo. Nós usamos uma Arabidopsis de plantas transgênicas expressando um gene repórter fluorescente sob o controle de um promotor de imunidade-relacionados como um exemplo para ganhar spatiotemporal compreensão das respostas imunes de planta.

Um método versátil para a montagem de Arabidopsis deixa para Intravital imagem de lapso de tempo

Este trabalho descreve dois métodos de fenotipagem sem o uso de cascas epidérmicas para caracterizar os genes que controlam o desenvolvimento estomatizante. O primeiro método demonstra como analisar um fenótipo estomatal usando uma epiderme vegetal corada com O azul de toluidina . O segundo método descreve como identificar ligantes estomatáticos e monitorar suas atividades biológicas.

Identificação dos genes envolvidos no desenvolvimento estomático via Epidermal Phenotype Scoring

Aqui, descrevemos uma ferramenta avançada projetada para o monitoramento da biossíntese de clorofila durante os estágios iniciais da desetiolação de plântulas de Arabidopsis . A nova metodologia fornece imagens não invasivas de fluorescência da clorofila em tempo real com alta resolução espacial e temporal.

Ensaio Não Invasivo para Determinação da Cinética de Biossíntese de Clorofila durante os Estágios Iniciais da Desetiolação de Arabidopsis

Aprenda a realizar imagem confocal time-lapse de alta resolução em cotilédones de Arabidopsis para estudar a diferenciação estomática e o desenvolvimento da epiderme durante a germinação.

Longo prazo, de alta resolução de imagem Lapse Confocal Tempo de

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