Name: Isolamento de fluido cerebrospinal de embriões de roedores para uso com dissecados Cerebral Cortical Explantes (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 47 s
Description: Aprenda a isolar fluido cerebrospinal de embriões de roedores para cultivo de explantes corticais. Este método revela sinais instrutivos do CSF no desenvolvimento cerebral e possibilita estudos sobre componentes do líquido e aplicações terapêuticas em doenças neurodegenerativas.

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Estamos gratos pelo apoio do NIH (números Prêmio R00 NS072192 para MKL, HD029178 para AS.L., e 2 RO1 NS032457 para CAW). MKL é o destinatário de Boston das Crianças Carreira de Desenvolvimento da Irmandade Hospital / Harvard Medical Fellowship Shore School e membro da Fundação Alfred P. Sloan. CAW é um investigador do Instituto Médico Howard Hughes.

1. Isolamento embrião / Preparação Esta técnica pode ser usada para ratinho ou rato. Neste protocolo que demonstram a técnica de coleta de LCR e dissecção explante cortical cerebral com o cérebro de rato embrionário. Vamos comentar sobre eventuais diferenças importantes para ratos contra ratos que existem dentro das técnicas gerais. Para o sistema de teste idade embrionária, E1 é classificado como o dia da ficha para ratos, E0.5 e é classificado como o dia da ficha para os ratos. <ol><li> Prepare um prato micro dissecção Sylgard com elastômero de silicone. Elastómero de Silicone Sylgard 184 é fornecido como um componente do líquido de duas partes, Parte A e Parte B. Parte A e Parte B são misturadas numa proporção de 10:1 em peso ou volume. Depois que os componentes líquidos são misturados, despeje o elastómero Sylgard em uma placa de Petri para cobrir toda a superfície do prato. Algumas bolhas de ar podem estar presentes que irá dissipar durante o processo de cura. Colocar a tampa no prato de Petri e permitir que o elastomer de curar. O elastómero pode ser curado à temperatura ambiente, durante 24 horas, ou a temperaturas mais elevadas (por exemplo 37 ° C) para uma mais rápida secagem. Uma vez que os componentes líquidos solidificar, o prato de dissecação está pronto para usar. O prato pode ser usado repetidamente por várias experiências, desde que seja feita bem após o procedimento. </li><li> Preparação da pipeta micro-capilar (agulha). Micro-pipetas capilares são preparados pela aplicação de calor e puxar usando um extrator micropipeta Narishige PC-10 vertical com as seguintes configurações: Um puxão passo; Aquecedor # 2 ajustado para 58, 100 g de peso tração. A ponta fina da micropipeta é cuidadosamente agarrado fora usando finas # 55 fórceps. O diâmetro médio resultante interior da agulha é de 85 ^ m. </li><li> Prepare a montagem aspirador de aspiração CSF. Insira micro-êmbolo provida de micro-pipetas capilares para dentro da agulha capilar. Alternativamente, anexar um filtro de plástico descartável para a extremidade do conjunto do tubo de aspiração que está ligado to o micro-pipeta capilar. Empurrar a agulha através da junta para a posição na extremidade oposta do conjunto do aspirador. </li><li> Transferência de embriões isolados da maca para um prato dissecção micro-preparado com Sylgard. </li><li> Remover as membranas extra-embrionárias e os tecidos de modo a que o embrião é claramente exposto. Cada tecido camada primeiro parede uterina e depois o. Decídua-pode ser dissecada com uma tesoura Iridectomia finas (Ferramentas Ciência ou seja Belas # 15000-02) Em cada local de implante, por um lado à parede do útero, em seguida, a decidua pode ser feita uma incisão paralela ao eixo longitudinal do útero, e a incisão pode então ser aberta ainda utilizando fórceps finos. A decídua pode ser removido depois de uma incisão semelhante, expondo as membranas fetais. Deve haver cuidado para que as membranas fetais não são incisão ou perfurado. </li><li> Lavar com solução estéril de sal equilibrada de Hanks (HBSS) e remover o excesso de fluido que envolve o embrião, utilizando uma pipeta, bem como um filtro ou Kimwipepapel cortado em triângulos. </li></ol> 2. Colecção ventricular CSF <ol><li> Visualize embrião sob o microscópio de dissecção: para rato, o embrião deve ser deitado de lado, de tal forma que se tem uma vista sagital do embrião em desenvolvimento. Com embriões de ratos E16 ou mais, posicionar o embrião em sua coluna dorsal, ao longo de sua maior dimensão planar, a partir de um crânio com a direção caudal, como se o embrião está deitado de costas. Deste modo, o LCR pode ser recolhida a partir tanto da direita e da esquerda do ventrículo lateral. </li><li> Firmemente inserir a pipeta micro-capilar para o ventrículo lateral, ventrículo mesencefálico ou cisterna magna, na tentativa de não contacto com as células neuroepiteliais uma vez que a pipeta foi inserida. Para os embriões de rato E14.5, ou mais, o LCR pode ser aspirado a partir do ventrículo direito e, em seguida, a agulha retirada e inserido no ventrículo esquerdo. Por causa da permeabilidade dos ventrículos e do tubo neural em embriões com menos de E14.5, ovolume de CSF inteira pode muitas vezes ser aspirado a partir dos ventrículos laterais com uma inserção de agulha única. No entanto, este não é sempre o caso, como tempos de desenvolvimento e de permeabilidade dos ventrículos de ligação pode variar ligeiramente, e, por conseguinte, o micro-pipeta capilar também pode ser inserido na cisterna magna de recolher o volume máximo CSF. </li><li> Uma vez que a micro-pipeta capilar é inserido no ventrículo lateral, ventrículo mesencefálico ou cisterna magna, com cuidado e gentilmente comecem aspiração do CSF ​​para a pipeta, utilizando o micro-êmbolo para criar pressão negativa e aspirar o LCR, ou fornecendo uma suave pressão negativa criada pela boca de modo que começa a CSF suavemente fluir para dentro da pipeta micro-capilar, de forma lenta e controlada. Recomendamos que o espectador verifica com seus próprios funcionários locais sobre as políticas institucionais sobre essas abordagens. </li><li> Continuar a aplicar pressão negativa e recolher o CSF ​​na pipeta micro-capilar.Em ambos os embriões de ratinho e rato de E16.5/E17 ou menos, é possível observar o colapso do ventrículo ligeiramente pelo aparecimento de um torrão formando no lado da cabeça do que a pipeta micro-capilar é dentro Em embriões mais velhos, devido ao aumento do tamanho do cérebro, pode não ser possível observar a cabeça em colapso. </li><li> Parar de aplicar a pressão e remover suavemente a pipeta micro-capilar do ventrículo lateral. </li><li> Suavemente expelir a amostra do LCR para um tubo Eppendorf que foi arrefecida em gelo. </li><li> Continuar a recolher a CSF de uma ninhada inteira de animais e piscina as amostras no mesmo tubo. </li><li> Centrifugar a 10.000 xg a 4 ° C durante 10 minutos para remover quaisquer células contaminantes. </li><li> Analisar as amostras para detectar quaisquer sinais de contaminação de células neuroepiteliais e células vermelhas do sangue. Sinais de contaminação são geralmente indicados pelo fluido que aparece turvo ou vermelho / rosa, ou a presença de uma pastilha com uma mancha de sangue tingido. Após a centrifugação, o CSF podem ser analisados ​​microscopicamente para qualquer evidência de células ou detritos celulares. Se houver sinais de contaminação do fluido deve ser descartada. Como um controle adicional, o teor de pellet pode também ser coradas para células. Uma amostra de CSF limpo pode ser utilizado para cultura de células, a cultura cortical, espectrometria, western blot, ELISA, e outros ensaios. O CSF clara deve ser transferido para um novo tubo Eppendorf estéril. A amostra pode agora ser utilizado para análise, combinada com as outras amostras, ou de snap congelados com azoto líquido e armazenado a -80 ° C. A congelação e descongelação de amostras pequenas de fluido pode resultar numa diminuição do volume pequeno e alterações na concentração de proteína. Isto pode ser evitado através de secagem por congelação das amostras. </li></ol> 3. Dissecção Explante cortical <ol><li> Transferir o embrião E14.5 isolado da maca em um prato de micro-dissecção preparado com Sylgard. </li><li> Remover embrião de membranas extra-embrionárias e dos tecidos, tal como descrito no passo 1.5. </li> &lt;li&gt; Lavar com solução estéril de sal equilibrada de Hanks (HBSS) e remover o excesso de fluido que envolve o embrião usando uma pipeta. </li><li> Dissecar através da região cervical separação da cabeça do resto do embrião (figura 1A). </li><li> Usando um bisturi fino (faca oftálmica), cortar a linha média do couro cabeludo. Agarrar cada um dos lados da incisão com uma pinça fina e remover a pele. Em seguida, use uma tesoura Iridectomia para fazer uma incisão que percorre toda a extensão da linha média do crânio em desenvolvimento. Subsequentemente, fazer duas incisões adicionais, cerca de 1/3 da distância das extremidades anterior e posterior do crânio em desenvolvimento. Use uma pinça fina para segurar as &quot;abas&quot; do crânio que resultam desta parte da dissecação, e remover o tecido em desenvolvimento crânio, expondo o córtex (Figura 1B). </li><li> Usando o cérebro bisect bisturi ao longo da linha média do plano médio-sagital, separando os hemisférios direito e esquerdo corticais (Figuras1B, C). A pia-aracnóide e são deixados ligados ao córtex, e na dura-máter é removido juntamente com o crânio em desenvolvimento. </li><li> Prepare cada hemisfério cortical separadamente. Coloque o lado medial do hemisfério acima de modo que você pode ver a eminência ganglionar e do córtex em desenvolvimento (Figuras 1C, D). </li><li> Usando o bisturi, faça uma incisão coronal através do neuroepitélio cortical caudal para o bulbo olfativo desenvolvimento. Esta incisão deve começar no limite anterior das eminências lateral e medial ganglionares, e se estendem através da região cingulado anterior do rudimento desenvolvimento cortical (Figura 1E). </li><li> Faça outra incisão coronal apenas caudal ao limite posterior da eminência ganglionar laterais (Figura 1F). Esta incisão também deve estender a partir do limite lateral da eminência ganglionar para a parede medial do rudimento desenvolvimento cortical. </li><li> Retrair a cortical &quot;flap&quot; created pelas duas incisões feitas em passos de 3,7 e 3,8, usando um bisturi ou pressão de um fluxo suave de HBSS entregues com uma pipeta de 200 uL para evitar danos mecânicos ao córtex. Em seguida, fazer uma incisão transversal ao longo do limite que separa a eminência ganglionar lateral, a partir do córtex em desenvolvimento (Figuras 1G, H). Então, dissecar afastado do hipocampo em desenvolvimento e bainha cortical do telencéfalo medial, no vértice do neocórtex, onde a superfície cortical lateral encontra a parede inter. </li><li> Fazer uma incisão transversal ao longo do limite que separa a eminência ganglionar lateral, a partir do córtex em desenvolvimento (Figura 1H). </li><li> Remover qualquer tecido extra que é dissecado na placa a partir do explante Sylgard dissecados cortical. Pode-se usar pipetagem suave com tampão HBSS fresco para pipetar fora qualquer tecido extra dissecados. O córtex dissecado agora é com o lado meníngea voltado para baixo (Figura 1I). </li></ol><ol><li> Prepara-se uma laçada de fio de platina ligado a uma pipeta de vidro. Aquece-se a pipeta de vidro com um fio de platina dobrada inserida na extremidade da pipeta de vidro. Por torção da extremidade do laço de fio de platina, o tamanho do laço pode ser aumentado ou diminuído, e o ciclo pode ser moldada para se ajustar ao tamanho do explante desejado. (Isto pode ser preparado antecipadamente e reutilizados.) </li><li> Aquece-se a extremidade do fio de platina para esterilizar o circuito. </li><li> Isolar o explante dissecados cortical e remova a mídia HBSS extras por pipetagem suave, deixando uma pequena quantidade para usar com a alça de arame. </li><li> Coloque de 1 cm de membrana de policarbonato de 4 cm de diâmetro prato de imagem. </li><li> Usando o lado da laçada do fio de platina, suavemente virar o córtex, de modo que o lado virado para cima está meníngea. </li><li> Levantar o explante cortical fora do prato de dissecação, ao colocar o explante no meio do ciclo e com as forças hidrostáticas intrínsecaslevantar o explante em uma superfície plana. </li><li> Coloque suavemente o explante sobre a membrana de policarbonato, e levantar a alça de fio de platina longe de tal modo que o explante permanece na membrana em uma superfície plana com a superfície ventricular fazendo contacto com a membrana. </li><li> Levantar suavemente a membrana e pipetar 50 uL de CSF ou outros meios de comunicação com a membrana. </li><li> Cobrir a placa de imagem, coloque-o num recipiente secundário humidificado, e incubando a 37 ° C em CO2 a 5% durante 24 h para suportar a proliferação de células e crescimento contínuos explante. Figura 2 representa um diagrama esquemático do prato preparação cortical do explante final. </li></ol>

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</ol>

Os autores declaram que não têm interesses conflitantes financeiros.

O método descrito para a recolha ventricular CSF produziu amostras relativamente puras de CSF embrionário com composição e actividade da proteína estável consistente em uma série de ensaios celulares 9. Com uma técnica boa coleção e tamanho de leitegada de 10 E14.5 ratos, pode-se esperar para coletar 10-15 ul da CSF, e de uma ninhada de ratos E16, pode-se esperar para coletar cerca de 50-90 ul da CSF. Esta técnica minimiza a contaminação a partir de recolha de sangue e de tecidos, por meio de observação cuida...

A CSF é um fluido complexo que banha o neuroepitélio desenvolvimento 1-6 e fornece 7 pressão essenciais e promover o crescimento pistas para o cérebro em desenvolvimento 8-12. Para o estudo da CSF ao longo do desenvolvimento do cérebro, desenvolvemos técnicas para isolar CSF ventricular de desenvolvimento de embriões de rato ou mouse durante vários estágios de desenvolvimento 6,9. Os métodos anteriores de isolamento incluiu o uso de um vidro de micro-agulha e isolando o CSF utilizando um micro-injector 1,2. O nosso método utiliza uma pipeta de vidro de micro-capilar, cuja ponta foi puxado para criar um ponto de penetração do tecido ultrafinas melhorada. A pipeta de vidro de micro-capilar é ligado a um aspirador, de modo que recolha CSF ventricular pode ser controlada com mudanças suaves de pressão. Para investigar a influência de células-tronco de sinais LCR, dissecamos cerebrais corticais explantes, colocá-los em membranas de policarbonato, e flutuar-los no cu apropriadasLTURE meio suplementado com 9 amostras de LCR. Com esta técnica, uma redução dos volumes de meios de cultura são suficientes para o tecido, o que permite um uso eficiente da CSF 9.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente / Material </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentários </td></tr><tr><td> Wiretrop II agulhas capilares </td><td> Drummond Científico </td><td> # 5-000-2020 </td><td></td></tr><tr><td> Sylgard </td><td> Adesivos Ellsworth </td><td> # 184 SIL ELAST kit </td><td></td></tr><tr><td> Aspirador conjunto de tubos </td><td> Sigma </td><td> # A5177-5EA </td><td></td></tr><tr><td> Filtro descartável </td><td> Venturi ou farmácia local </td><td> não disponível </td><td> Filtro de cigarro normal </td></tr><tr><td> Faca Roundstock oftálmico (15 faca facada grau) </td><td> Precision mundo Instruments, Inc. </td><td> # 500250 </td><td></td></tr><tr><td> 35 milímetros de vidro prato de cultura fundo </td><td> MatTek Corp </td><td> # P35G-1.5-14-C </td><td&gt; </td></tr><tr><td> Platina-irídio fio </td><td> Tritech Pesquisa </td><td> # PT-9010-010-3FT </td><td></td></tr><tr><td> Nuclepore Membrana Track-Etch </td><td> Whatman </td><td> # 09-300-57 </td><td></td></tr><tr><td> Hanks Balanced Salt Solution </td><td> Fisher Scientific </td><td> # SH30031.FS </td><td></td></tr><tr><td> Tesoura Iridectomia </td><td> Belas Science Tools </td><td> # 15000-02 </td><td></td></tr></tbody></table>

isolamento de fluido cerebrospinal de embriões de roedores para uso com dissecados cerebral cortical explantes

Isolation of Cerebrospinal Fluid from Rodent Embryos for use with Dissected Cerebral Cortical Explants

A CSF é um fluido complexo, com uma proteoma dinamicamente variáveis ​​ao longo do desenvolvimento e na idade adulta. Durante o desenvolvimento embrionário, a CSF nascente diferencia do líquido amniótico no fechamento do tubo neural anterior. Volume de LCR, então aumenta ao longo do dia subsequentes como as células progenitoras gliais que revestem os ventrículos e plexo coróide gerar CSF. Os contactos embrionárias CSF a superfície apical ventricular, das células estaminais neurais do cérebro e da medula espinal em desenvolvimento. CSF fornece pressão de fluido crucial para a expansão do cérebro em desenvolvimento e distribui crescimento importante promover factores de células progenitoras neurais de uma forma temporal específico. Para investigar a função do LCR, é importante isolar amostras puras de CSF embrionário sem contaminação a partir do sangue ou do tecido em desenvolvimento telencefálica. Aqui, nós descrevemos uma técnica para isolar amostras relativamente puras de ventricular embrionário CSF ​​que podem ser usados ​​parauma vasta gama de ensaios experimentais, incluindo a espectrometria de massa, electroforese de proteínas, e de células e cultura de explantes primários. Demonstramos como dissecar e cultura explantes corticais em membranas porosas de policarbonato para crescer desenvolvimento do tecido cortical com volumes reduzidos de mídia ou CSF. Com este método, as experiências podem ser realizadas utilizando CSF ​​a partir de diferentes idades ou condições para investigar a actividade biológica do proteoma CSF nas células-alvo.

A coleção CSF ​​deve produzir um líquido claro e transparente. Não deve haver qualquer evidência de contaminação do sangue, como foi demonstrado por um fluido tingido vermelho ou amarelo no aspirado e no tubo de Eppendorf. Também deve haver nenhuma evidência de tecido aspirado e no tubo de Eppendorf. Quando o CSF ​​é centrifugado, pode-se igualmente avaliar a CSF microscopicamente para assegurar que não existe contaminação. Se houver sinais de contaminação, o QCA deve ser descartada. De uma ninhada de rato E14.5, se pod...

O ventricular líquido cefalorraquidiano (LCR) banha os neuroepiteliais e cerebral células progenitoras corticais durante o desenvolvimento do cérebro no início do embrião. Aqui descrevemos o método desenvolvido para isolar CSF ventricular de embriões de roedores de idades diferentes, a fim de investigar a sua função biológica. Além disso, podemos demonstrar o nosso dissecção explante cerebral cortical e técnica de cultura que permite o crescimento de explantes com volumes mínimos de meio de cultura ou do LCR.

Isolamento de fluido cerebrospinal de embriões de roedores para uso com dissecados Cerebral Cortical Explantes

The CSF is a complex fluid with a dynamically varying proteome throughout development and in adulthood. During embryonic development, the nascent CSF ...

O objetivo geral do experimento a seguir é observar os papéis dos sinais secretados no LCR embrionário no desenvolvimento do córtex cerebral. Isso é alcançado primeiramente isolando o LCR embrionário para utilizá-lo como meio de cultura. Nas etapas seguintes, a parede cortical cerebral em desenvolvimento é dissecada, colocada sobre uma membrana de policarbonato e flutuada sobre o LCR.Os resultados mostram que o LCR embrionário fornece sinais instrutivos para o córtex cerebral em desenvolvimento, com base na análise de explantes por imunomarcação. Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais na área do LCR. Por exemplo, quais são os componentes do LCR, qual é sua função em diferentes momentos do desenvolvimento e, esperançosamente, ajudar a determinar como um dia ele poderá ser utilizado como veículo terapêutico para doenças neurodegenerativas.É fundamental que o LCR seja coletado sem contaminação e que os danos ao explante cortical sejam minimizados. Esses procedimentos podem exigir prática considerável, pois envolvem a manipulação de tecidos pequenos com instrumentos de dissecação muito finos. Comece preparando as agulhas de micropipeta.Por exemplo, em um puxador de micropipetas verticais Orica PC 10, prepare micropipetas capilares de 10 a 20 microlitros com as seguintes configurações: um aquecedor de puxamento em um único passo, número dois, ajustado para 58 e um peso de puxamento de 100 gramas. Quebre a ponta fina da micropipeta utilizando pinças finas número 55. O diâmetro interno médio da agulha resultante será de 85 micrômetros.Em seguida, prepare o conjunto do aspirador. Para a aspiração do LCR, insira o êmbolo microfino fornecido com as pipetas capilares microferradas na agulha capilar. Alternativamente, acople um filtro plástico descartável à extremidade do conjunto do tubo aspirador que está conectado à pipeta capilar microferrada.Em seguida, na extremidade oposta do conjunto do aspirador, empurre a agulha através da junta e coloque-a na posição adequada. Agora, transfira um embrião isolado de camundongo ou rato para uma placa de microdissecção preparada com Sylgard. Lave o embrião com HBSS estéril e remova o fluido ao redor do embrião por aspiração e secagem com papel absorvente.Visualize o embrião sob um microscópio estereoscópico. Se este for um embrião de camundongo, ele deverá estar deitado de lado, proporcionando uma visão sagital. Agora, insira com firmeza a pipeta microcapilar no ventrículo lateral ou cefálico, ventrículo mesencefálico ou esterno CI.Magna tentando não entrar em contato com as células do neuroepitélio. Uma vez que a pipeta tiver sido inserida, insira a agulha apenas até que o tecido seja perfurado. Agora, comece cuidadosa e suavemente a aspirar o LCR para dentro da pipeta, utilizando pressão negativa suave gerada pelo êmbolo microscópico ou pela sucção bucal.O LCR deve começar a fluir suavemente para dentro da pipeta microcapilar de forma lenta e controlada. Continue aplicando pressão negativa até que a coleta esteja completa. É fundamental que a coleta resulte em um líquido claro e transparente.Se houver qualquer evidência de contaminação por sangue, como coloração vermelha ou amarelada da solução, descarte a coleta tanto em embriões de camundongo quanto de rato. Nos estágios E16,5 a E17 ou anteriores, é possível observar um leve colapso do ventrículo no local onde a pipeta de microcapilar está posicionada. O fluxo de LCR cessará com esse evento; quando o fluxo terminar, remova suavemente a pipeta de microcapilar.Em seguida, expulse suavemente a amostra de LCR coletada em um tubo de microcentrífuga previamente resfriado em gelo, proveniente de ninhada de camundongo E 14,5. Espere coletar entre 10 e 15 microlitros de LCR ao final de todas as coletas. Centrifugue o tubo a 10.000 Gs e quatro graus Celsius por 10 minutos.Para remover quaisquer células contaminantes, transfira o LCR límpido para um novo tubo. O exame microscópico para contaminantes pode ser realizado agora, caso seja considerado puro. A amostra pode ser usada para análise, agrupada com outras amostras ou congelada rapidamente com nitrogênio líquido e armazenada a menos 80 graus Celsius para coletar explantes corticais para experimentação com meio suplementado com LCR.Em uma placa revestida com cigarro, exponha o córtex de um embrião E 14,5. Remova a dura com o crânio em desenvolvimento, mas deixe a pia e a aracnóide aderidas ao córtex usando um bisturi. Divida o cérebro ao meio ao longo da linha média no plano médio-sagital, separando os hemisférios corticais direito e esquerdo.Prepare cada hemisfério cortical separadamente. Posicione o hemisfério com o lado medial voltado para cima, de modo que você possa visualizar a eminência ganglionar e o córtex em desenvolvimento. Com o bisturi, faça uma incisão coronal através da bainha neuroepitelial cortical até o bulbo olfatório em desenvolvimento.Esse corte deve começar no limite anterior das eminências ganglionares lateral e medial e se estender até a região do cíngulo anterior do rudimento cortical em desenvolvimento. Faça outro corte coronal logo adjacente ao limite posterior da eminência ganglionar lateral. Esse corte deve se estender desde o limite lateral da eminência ganglionar até a parede medial do rudimento cortical em desenvolvimento.Use o bisturi para retrair o retalho cortical criado pelas duas incisões. Isso limita o risco de danificar o córtex. Agora, dissecione o hipocampo em desenvolvimento e o hémisfério cortical do céfalo medial.Faça isso a partir do ápice do neocórtex, onde a superfície cortical lateral encontra a parede inter-hemisférica. Em seguida, faça uma incisão transversal ao longo da fronteira que separa a eminência ganglionar lateral do córtex em desenvolvimento. Remova qualquer tecido adicional dissecado da placa.O córtex dissecado está agora preparado com o lado das meninges voltado para baixo. Para transferir o córtex, prepare um laço de fio de platina conectado a uma pipeta de vidro utilizando um bico de Bunsen para fundir a extremidade da pipeta ao fio de platina. Após montado, esterilize o laço de fio de platina e deixe esfriar.Remova o meio em excesso ao redor do X explante por aspiração suave. Deixe uma pequena quantidade de solução para usar com o laço de arame. Em seguida, coloque uma membrana de policarbonato de um centímetro de comprimento em uma placa de imagem de quatro centímetros de diâmetro.Agora, usando a lateral do laço de fio de platina, vire suavemente o córtex para que o lado meníngeo fique voltado para cima. Em seguida, coloque o explante X no centro do laço e, utilizando as forças hidrostáticas intrínsecas, levante o explante cortical X do recipiente. Depois, coloque suavemente o explante sobre a membrana de policarbonato e retire o laço de fio de platina.Em seguida, carregue uma pipeta com 50 microlitros de LCR ou outro meio. Levante suavemente a membrana e detecte o meio abaixo. Olá, cubra a placa de imagem.Coloque-o em um recipiente secundário umidificado e incube a 37 graus Celsius com 5% de dióxido de carbono por 24 horas. Para sustentar a proliferação contínua e o crescimento do explante, os volumes de coleta de LCR foram calculados a partir de tamanhos médios de ninhada, tanto para camundongos quanto para ratos, em diversas idades embrionárias. Quando amostras puras de LCR forem coletadas, o LCR pode ser analisado utilizando diversas técnicas diferentes, como uma coloração argêntica de algumas microgramas.Este LCR é de um camundongo E 14,5. Explantes com 24 horas de cultivo proliferaram em LCR a 100% e apresentam histologia tecidual semelhante à de embriões de roedor na mesma idade gestacional, conforme demonstrado por imunomarcação. pH três.Um marcador da divisão celular é expresso ao longo da superfície ventricular. A B-R-D-U, um marcador da síntese de DNA, também mostra incorporação ao longo da zona ventricular. E a T uj um, um marcador neuronal, é expressa na placa cortical em desenvolvimento.Antes de tentar estes procedimentos, é importante verificar as políticas institucionais relativas às técnicas que demonstramos. Esta técnica abriu caminho para que pesquisadores estudassem os sinais secretados no LCR na instrução do papel do córtex cerebral durante o desenvolvimento in vitro.

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Research

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Neuroscience

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