S. cerevisiae são eucariotes unicelulares que são um organismo modelo comumente usado em pesquisas biológicas. No decorrer de seu trabalho, os pesquisadores de leveduras contam com a técnica fundamental de transformação (a absorção de DNA estranho pela célula) para controlar a expressão genética, induzir supressões genéticas, expressar proteínas recombinantes e rotular estruturas subcelulares.
Este vídeo fornece uma visão geral de como e por que a transformação da levedura é realizada no laboratório. Serão apresentadas as características importantes dos plasmídeos de levedura, juntamente com o procedimento necessário para preparar células de levedura para incorporar novos plasmídeos. A apresentação também inclui um protocolo passo-a-passo para o método de acetato de lítio de transformação de leveduras. Finalmente, serão fornecidos exemplos das muitas aplicações dessa técnica essencial.
Levedura ou Saccharomyces cerevisiae, é um organismo modelo eucariótico simples generalizado usado no estudo da genética e biologia celular que pode dar insights sobre os processos celulares humanos. Este vídeo discute a transformação – a absorção de DNA estranho pela célula de levedura. Ele introduzirá plasmídeos de levedura, como preparar células de levedura para transformação, um procedimento de transformação passo a passo, e fornecerá algumas aplicações dessa técnica fundamental.
Antes de falarmos sobre a transformação da levedura, vamos primeiro discutir um tipo de DNA usado na transformação: o plasmídeo. Um plasmídeo é um DNA pequeno, circular e de dois fios que pode superar para que possa facilmente passar por poros em uma membrana celular.
Plasmids contêm um local de clonagem múltipla ou MCS onde endonucleases de restrição, também conhecidos como “enzimas de restrição”, podem cortar DNA. Fragmentos de DNA de corte de juros com as mesmas enzimas podem então ser ligados ao MCS. Plasmids também contêm uma origem de replicação ou ORI que sinaliza para a célula onde a replicação deve começar. Além disso, os plasmídeos possuem um marcador selecionável, que permite que as células de levedura que contêm o plasmídeo cresçam em condições ambientais específicas. Leveduras que não incorporarem com sucesso o plasmídeo não sobreviverão em mídia contendo o marcador selecionável. Os marcadores selecionáveis podem codificar genes que permitem resistência a drogas ou genes que codificam enzimas que permitem que uma cepa de levedura sintetize aminoácidos que de outra forma não podem produzir.
Vetores de transporte são plasmídeos que podem se replicar em mais de uma espécie hospedeira. Por exemplo, um plasmídeo de E. Coli pode crescer em levedura. Os plasmídeos de levedura podem ser não-integradores ou integradores, significa que o plasmídeo se combina com o DNA genômico ou permanece independente.
Existem cinco tipos gerais diferentes de plasmídeos ou vetores que são usados em leveduras. Os dois que são usados mais frequentemente na transformação da levedura são o plasmídeo epismídeo de levedura ou YEp e o plasmídeo centromético de levedura ou YCp. Ambos os tipos de vetores contêm uma sequência de replicação autônoma ou ARS. O ARS contém a origem da replicação e permite a replicação extracromossômica na levedura.
Existem vários procedimentos diferentes que podem ser usados para transformar leveduras que incluem o método de esferoplasto, eletroporação e transformação mediada por acetato de lítio. Para este vídeo vamos focar no procedimento de acetato de lítio.
Neste método de transformação, as cáções de lítio carregadas positivamente neutralizam as cargas na membrana celular e no DNA plasmídeo Um único dna – adicionado à mistura de transformação – se liga à parede celular da levedura e deixa o DNA plasmídeo disponível para absorção pelas células de levedura . A exposição a um aumento repentino na temperatura, ou choque térmico cria uma diferença de pressão entre o interior e o exterior da célula criando poros que o DNA plasmídeo pode passar. Quando a temperatura é reduzida, a parede celular da levedura se reformará e a transformação estará completa.
Vamos começar com um procedimento passo a passo de como preparar leveduras para a transformação. As células de levedura devem ser preparadas primeiro escolhendo uma colônia de uma placa de ágar e amplificando a colônia em fermento extrato peptone dextrose médio, abreviado YPD – um meio completo para o crescimento da levedura.
Depois que a colônia é colhida a partir de um prato e colocada em meio YPD, a cultura é incubada durante a noite a 30 °C com agitação em um agitador ou aparelho de rolo, como você vê aqui. As células de levedura são pelotas por centrifugação e o supernante é removido. As células pelleted são resuspend com o tampão desejado ou água estéril. Essas células de levedura preparadas competentes serão utilizadas no procedimento de transformação.
Uma vez preparadas as células de levedura, a transformação pode ser realizada primeiro preparando a mistura de transformação.
Esta mistura de reagente deve incluir: água destilada estéril; uma solução de 50% de polietileno glicol ou PEG, acetato de lítio 1M, solução de 10 mg/ml de DNA mono stranded, DNA plasmídeo e células competentes de levedura. As proporções exatas de cada solução devem ser calculadas antes de iniciar o experimento consultando o protocolo padrão do seu laboratório para a transformação da levedura.
A mistura é então incubada a 30 °C por 30 minutos com agitação. A solução deve ser misturada, não vórtice, para garantir que as células de levedura não se separem.
As células ficam chocadas com o calor em um banho de água de 42 °C por 15 minutos seguido de resfriamento no gelo por 2 minutos. As células são então colhidas por centrifugação.
As células são resuspended em água duplamente destilada e são banhadas em placas de ágar que selecionarão para os transformadores desejados. As placas de transformação são então incubadas a 30 °C por dois a quatro dias até que as colônias se formem.
Os procedimentos de transformação devem sempre incluir placas de controle positivas e negativas até que sejam otimizadas. O controle positivo deve ser uma suspensão celular de levedura com DNA plasmídeo em uma placa YPD que não contenha nenhum marcador selecionável. Isso mostra que as células são saudáveis após o procedimento de transformação. A placa de controle negativa deve ser uma suspensão de célula de levedura em uma placa de seleção apropriada, como uma que contenha antibióticos. A placa não deve ter colônias e mostra que não há contaminação.
Há uma miríade de diferentes aplicações para a transformação da levedura. Uma aplicação de levedura transformada é usar um sistema híbrido de levedura dois para identificar proteínas que interagem com sua proteína de interesse, ou a proteína da isca. Quando um plasmídeo de uma biblioteca de parceiros de vinculação de candidatos, ou proteínas de presas, são transformados e há uma interação, um fator de transcrição é liberado que ativará um gene repórter, como Beta-galactosidase. O gene repórter transformará colônias que têm uma interação azul quando em placas que contêm X-gal – um substrato para beta-galadosidase.
Múltiplas exclusões podem ser projetadas em levedura através de uma técnica usando ciclismo sexual. Células haploides que contêm um repórter e locus excluídos são combinadas em uma célula através de variedade aleatória ou recombinação meiotic. Os marcadores selecionáveis são usados para selecionar para leveduras que incorporaram com sucesso as exclusões. Neste caso, a citometria de fluxo é usada para selecionar células que expressam GFP.
A levedura pode ser transformada com proteínas que são rotuladas fluorescentemente para ver o efeito de mutações nas interações proteína-proteína. Este artigo em vídeo utilizou microscopia fluorescente para estudar os efeitos de diferentes mutações nas interações proteína-proteína essenciais para a endocitose.
Você acabou de assistir ao vídeo de JoVEs sobre a transformação da levedura. Agora você deve entender os aspectos básicos de um plasmídeo, como preparar células de levedura para a transformação e como realizar o procedimento de transformação. Como sempre, obrigado por assistir!
Yeast or Saccharomyces cerevisiae, is a widespread simple eukaryotic model organism used in the study of genetics and cell biology that can give insights into human cellular processes. This video discusses transformation – the uptake of foreign DNA by the yeast cell. It will introduce yeast plasmids, how to prepare yeast cells for transformation, a step-by-step transformation procedure, and will provide some applications of this fundamental technique.
Before we talk about the transformation of yeast, let’s first discuss a type of DNA used in transformation: the plasmid. A plasmid is a small, circular, double-stranded DNA that can supercoil so it can easily pass through pores in a cell membrane.
Plasmids contain a multiple cloning site or MCS where restriction endonucleases, AKA “restriction enzymes”, can cut DNA. DNA fragments of interest cut with the same enzymes can then be ligated into the MCS. Plasmids also contain an origin of replication or ORI that signals to the cell where replication should begin. In addition, plasmids have a selectable marker, which allows the yeast cells that contain the plasmid to grow under specific environmental conditions. Yeast that don’t successfully incorporate the plasmid will not survive in media containing the selectable marker. The selectable markers can encode for genes that enable drug-resistance or genes that encode enzymes that enable a yeast strain to synthesize amino acids that they otherwise cannot produce.
Shuttle vectors are plasmids that can replicate in more than one host species. For instance, a plasmid from E. Coli can grow in yeast. Yeast Plasmids can be non-integrating or integrating, mean that the plasmid either combines with the genomic DNA or remains independent.
There are five different general types of plasmids or vectors that are used in yeast. The two that are used most often in the transformation of yeast are the yeast episomal plasmid or YEp and the yeast centrometic plasmid or YCp . Both of these types of vectors contain an autonomous replication sequence or ARS. The ARS contains the origin of replication and allows for extrachromosomal replication in yeast.
There are several different procedures that can be used to transform yeast which include the spheroplast method, electroporation, and lithium acetate-mediated transformation. For this video we will focus on the lithium acetate procedure.
In this transformation method positively-charged lithium cations neutralize charges on the cell membrane and plasmid DNA Single-stranded DNA – added to the transformation mixture – binds to the cell wall of the yeast and leaves the plasmid DNA available for uptake by the yeast cells . The exposure to a sudden increase in temperature, or heat shock creates a pressure difference between the inside and outside of the cell creating pores that plasmid DNA can pass through. When the temperature is decreased, the yeast cell wall will reform and transformation is complete.
Let’s begin with a step-by-step procedure of how to prepare yeast for transformation. Yeast cells must be prepared by first picking a colony from an agar plate and amplifying the colony in yeast extract peptone dextrose medium, abbreviated YPD – a complete medium for yeast growth.
After the colony is picked from a plate and placed into YPD medium, the culture is incubated overnight at 30 °C with agitation on a shaker or roller apparatus, like you see here. The yeast cells are pelleted by centrifugation and the supernant is removed. The pelleted cells are resuspend with the desired buffer or sterile water. These competent prepared yeast cells will be used in the transformation procedure.
Once yeast cells have been prepared, transformation can be carried out by first preparing the transformation mixture.
This reagent mixture should include: sterile distilled water; a solution of 50% polyethylene glycol or PEG, 1M lithium acetate, 10 mg/ml solution of single-stranded DNA, plasmid DNA and competent yeast cells. The exact proportions of each solution should be calculated before beginning the experiment by consulting your laboratory’s standard protocol for yeast transformation.
The mixture is then incubated at 30 °C for 30 minutes with shaking. The solution should be mixed, not vortexed, to ensure the yeast cells do not break apart.
The cells are heat-shocked by placement in a 42 °C water bath for 15 minutes followed by cooling on ice for 2 minutes. The cells are then harvested by centrifugation.
Cells are resuspended in double-distilled water and are plated on agar plates that will select for the desired transformants. Transformation plates are then incubated at 30 °C for two to four days until colonies form.
Transformation procedures should always include positive and negative control plates until they are optimized. The positive control should be a yeast cell suspension with plasmid DNA on a YPD plate that does not contain any selectable marker. This shows that the cells are healthy following the transformation procedure. The negative control plate should be a yeast cell suspension on an appropriate selection plate, such as one that contains antibiotics. The plate should have no colonies and shows that there is no contamination.
There are a myriad of different applications for yeast transformation. One application of transformed yeast is to use a yeast-two hybrid system to identify proteins that interact with your protein of interest, or the bait protein. When a plasmid from a library of candidate binding partners, or prey proteins, are transformed and there is an interaction, a transcription factor is released that will activate a reporter gene, such as Beta-galactosidase. The reporter gene will turn colonies that have an interaction blue when on plates that contain X-gal — a substrate for beta-galadosidase.
Multiple deletions can be engineered into yeast through a technique using sexual cycling. Haploid cells that contain a reporter and deleted locus are combined into one cell through random assortment or meiotic recombination. Selectable markers are used to select for yeast that have successfully incorporated the deletions. In this case, flow cytometry is used to select for cells that express GFP.
Yeast can be transformed with proteins that are fluorescently labeled to view the effect of mutations on protein-protein interactions. This video-article used fluorescent microscopy to study the effects of different mutations on protein-protein interactions essential for endocytosis.
You’ve just watched JoVEs video on yeast transformation. You should now understand the basic aspects of a plasmid, how to prepare yeast cells for transformation and how to perform the transformation procedure. As always, thanks for watching!
Related Videos
Biology I: yeast, <em>Drosophila</em> and <em>C. elegans</em>
231.9K Visualizações
Biology I: yeast, <em>Drosophila</em> and <em>C. elegans</em>
181.9K Visualizações
Biology I: yeast, <em>Drosophila</em> and <em>C. elegans</em>
108.1K Visualizações
Biology I: yeast, <em>Drosophila</em> and <em>C. elegans</em>
102.0K Visualizações
Biology I: yeast, <em>Drosophila</em> and <em>C. elegans</em>
45.1K Visualizações
Biology I: yeast, <em>Drosophila</em> and <em>C. elegans</em>
69.6K Visualizações
Biology I: yeast, <em>Drosophila</em> and <em>C. elegans</em>
180.3K Visualizações
Biology I: yeast, <em>Drosophila</em> and <em>C. elegans</em>
112.4K Visualizações
Biology I: yeast, <em>Drosophila</em> and <em>C. elegans</em>
93.6K Visualizações
Biology I: yeast, <em>Drosophila</em> and <em>C. elegans</em>
38.3K Visualizações
Biology I: yeast, <em>Drosophila</em> and <em>C. elegans</em>
17.8K Visualizações
Biology I: yeast, <em>Drosophila</em> and <em>C. elegans</em>
89.8K Visualizações
Biology I: yeast, <em>Drosophila</em> and <em>C. elegans</em>
119.5K Visualizações
Biology I: yeast, <em>Drosophila</em> and <em>C. elegans</em>
52.8K Visualizações
Biology I: yeast, <em>Drosophila</em> and <em>C. elegans</em>
32.2K Visualizações