Name: Um modelo murino de hemorragia subaracnóide (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 40 s
Description: Aprenda a induzir hemorragia subaracnóide padronizada em camundongos por perfuração endovascular com filamento. Este modelo permite monitorar pressão intracraniana e perfusão cerebral em animais transgênicos.

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A atual pesquisa é financiada pela Fundação Solorz-Zak Research.

Todos os procedimentos cirúrgicos foram submetidos à revisão ética e aprovado pelo governo da Alta Baviera (número de referência: 55.2-1-54-2532.3-13-13 e -2532-136-11). Os animais são macho C57BL / 6 com um peso corporal de aproximadamente 25 g. 1. Preparação animal <ol><li> Induzir a anestesia, colocando o mouse em uma câmara. Lave a câmara com 5% de isoflurano até que o animal perde a consciência. </li><li> Injectar anestésicos pré-misturados por via intraperitoneal: o fentanil (0,05 mg / kg), o midazolam (5 mg / kg) e medetomidina (0,5 mg / kg). Verifique reflexos antes e regularmente durante o procedimento. Reinject um terço do volume inicial por hora para manter a anestesia. </li><li> Entubar orotracheally com um tubo feito a partir de um cateter venoso 20 L 11. Para intubação fixar o animal em uma plataforma inclinada (30 °), retrair a língua com uma pinça dobrados, visualizar as cordas vocais sob um microscópio de operação e inserir o tubo na traquéiadurante a inspiração. </li><li> Posicione o mouse em uma posição propensa e verificar o correto posicionamento do tubo com um pedaço de algodão ou um microcapnograph. </li><li> Ligue o tubo de intubação com o respirador. Ventile o mouse com ar ambiente suplementado com 25% de oxigênio com uma frequência de 180-220 ciclos / min e um volume de ejeção de 200-250 mL. </li><li> Ligue o tubo de intubação com a microcapnograph. Manter o final da expiração de pCO 2 a 30 mmHg, ajustando a frequência de ventilação. </li><li> Insira uma sonda de temperatura rectal e colocar o animal numa almofada de aquecimento, a fim de manter a 37 ° C de temperatura corporal central. </li><li> Aplicar o sensor Pulsoximeter anelar na pata traseira direita. </li><li> Abra a pele acima do crânio com um par de tesouras. A incisão deve ser de aproximadamente 0,5 cm de comprimento e entre olhos e ouvidos. </li><li> Dissecar o músculo temporal esquerdo com um bisturi do osso temporal. </li><li> Cole o fluxômetro laser Doppler (LDF) da sonda emo osso temporal esquerdo. Segurar a sonda numa posição fixa até que a cola endurece. </li><li> Faça um furo de aproximadamente 1,5 mm de diâmetro com uma broca de dentista dentro do osso temporal esquerdo. Arrefecer o osso com uma solução salina para evitar danos causados ​​pelo calor. </li><li> Insira a sonda de ICP na cavidade craniana. Empurrar para a frente como dorsalmente quanto possível para impedir danos no tecido cerebral e hemorragia. </li><li> Se a sonda estiver na posição certa, corrigir e selá-lo com cimento. Deixe secar cimento por 5 min. </li><li> Vire o mouse com cuidado para a posição supina. </li><li> Para monitorização contínua da pressão arterial, cateterização da artéria femoral esquerda. </li><li> Conectar o cateter femoral para o dispositivo de monitorização da pressão arterial. </li></ol> 2. SAH Indução <ol><li> Abra a pele com um par de tesouras de esterno de queixo (2 cm). Dissecar o tecido conjuntivo sem rodeios e empurre as glândulas salivares de lado. </li><li> Exponha a artéria carótida comum esquerda (CCA) e mobilizá-la. Preserve onervo vago, que corre na mesma bainha do tecido conjuntivo, como o CCA. Mova craniana e expor e mobilizar a ICA ea ECA usando a mesma técnica. </li><li> Ligadura do ECA, tanto cranial possível. </li><li> Prearrange mais duas ligaduras para o filamento ao redor do ECA. </li><li> Ocluir o CCA ea ICA temporariamente com microclips. Posicione os microclips com um aplicador microclipe. Certifique-se que os grampos são aplicados corretamente, puxando-os para trás. </li><li> Corte um buraco para a inserção de filamento no ECA com uma tesoura dos vasos. </li><li> Insira um filamento Prolene 5-0 com 12 mm de comprimento no ECA. </li><li> Feche o local de inserção com uma ligadura premeditado. </li><li> Retire os microclips com um aplicador microclipe do CCA e da ACI. </li><li> Avançar o filamento com uma pinça para o ICA até o ICP sobe. Um aumento repentino do ICP indica indução sangramento. </li><li> Retire o filamento imediatamente e ligadura do ECA, fechando tanto prligaduras earranged consecutivamente. Isso evita que o sangramento fora do local de inserção. </li><li> Suturar o ferimento da pele. </li><li> Monitorar os parâmetros fisiológicos do animal por mais 20 min. </li><li> Remover ICP e sondas FDL e suturar o ferimento da pele. </li></ol> 3. Fim da Experiência <ol><li> Perfundir o animal transcardíaca com 20 ml de solução salina (temperatura ambiente), seguido de 20 ml de 4% de PFA em PBS (4 ° C). </li><li> Dissecar o cérebro fora do crânio. Cortar o crânio, na linha média e entre as cavidades orbitais. Em seguida, descascar o osso a partir do cérebro. </li><li> Avaliar a distribuição de sangue no espaço subaracnóide. </li></ol> 4. Considerações Em caso de cirurgia de sobrevivência (não mostrado no vídeo) <ol><li> Injetar carprofeno (4 mg / kg por via subcutânea) para analgesia pós-operatória imediatamente após a indução da anestesia. Durante o período de observação pós-operatória carprofeno (4 mg / kg por via subcutânea) é injectada a cada 24 horas. </li&gt; <li> Em vez de medição de pressão arterial invasiva fazer uso de um sistema de monitoramento de pressão arterial não invasiva. </li><li> Para a interrupção da anestesia injectar agentes antagonizar subcutaneamente: naloxona (1,2 mg / kg), flumazenil (0,5 mg / kg) e atipamezol (2,5 mg / kg). </li><li> Extubar o animal. </li><li> Depois de recuperar de reflexos colocar o animal em uma câmara de pré-aquecido. Manter o animal em cerca de 32 ° C durante 24 hr. </li><li> Os animais são verificados regularmente para a respiração espontânea e seu estado geral durante as primeiras horas após a cirurgia. Se o tronco cerebral é afectada animais têm problemas respiratórios e deve ser sacrificados. </li><li> Os animais são controlados diariamente para a sua condição geral e do peso corporal, assim como para os défices neurológicos e sensoriais 15. </li></ol>

<ol><li>Cahill, J., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+hemorrhage%3A+is+it+time+for+a+new+direction%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid hemorrhage: is it time for a new direction.</a> Stroke. 40, 86-87 (2009).</li>
<li>van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid haemorrhage.</a> Lancet. 369, 306-318 (2007).</li>
<li>Lin, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+subarachnoid+hemorrhage-induced+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm.</a> J. Neurosci. Methods. 123, 89-97 (2003).</li>
<li>Altay, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+subarachnoid+hemorrhage+to+induce+vasospasm+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice.</a> J. Neurosci. Methods. 183, 136-140 (2009).</li>
<li>Feiler, S., Friedrich, B., Scholler, K., Thal, S. C., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardized+induction+of+subarachnoid+hemorrhage+in+mice+by+intracranial+pressure+monitoring%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring.</a> J. Neurosci. Methods. 190, 164-170 (2010).</li>
<li>Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+blood+flow+and+cerebral+perfusion+pressure+in+a+new+noncraniotomy+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat.</a> Stroke. 26, 1086-1091 (1995).</li>
<li>Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Sheffield+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Stroke. 26, 1279-1283 (1995).</li>
<li>Kamii, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amelioration+of+vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage+in+transgenic+mice+overexpressing+CuZn-superoxide+dismutase%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Amelioration of vasospasm after subarachnoid hemorrhage in transgenic mice overexpressing CuZn-superoxide dismutase.</a> Stroke. 30, 867-871 (1999).</li>
<li>Parra, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+subarachnoid+hemorrhage+associated+cerebral+vasospasm%3A+methodological+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Neurol.+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis.</a> Neurol. Res. 24, 510-516 (2002).</li>
<li>Broderick, J. P., Brott, T. G., Duldner, J. E., Tomsick, T., Leach, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+and+recurrent+bleeding+are+the+major+causes+of+death+following+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Initial and recurrent bleeding are the major causes of death following subarachnoid hemorrhage.</a> Stroke. 25, 1342-1347 (1994).</li>
<li>Thal, S. C., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+intraoperative+monitoring+of+blood+pressure+and+arterial+pCO2+during+surgical+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Non-invasive intraoperative monitoring of blood pressure and arterial pCO2 during surgical anesthesia in mice.</a> J. Neurosci. Methods. 159, 261-267 (2007).</li>
<li>Hockel, K., Trabold, R., Scholler, K., Torok, E., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+anesthesia+on+pathophysiology+and+mortality+following+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Transl.+Stroke+Med%22%5BJournal%5D)">Impact of anesthesia on pathophysiology and mortality following subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Exp. Transl. Stroke Med. 4, 5(2012).</li>
<li>Wang, Z., Schuler, B., Vogel, O., Arras, M., Vogel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+is+the+optimal+anesthetic+protocol+for+measurements+of+cerebral+autoregulation+in+spontaneously+breathing+mice%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">What is the optimal anesthetic protocol for measurements of cerebral autoregulation in spontaneously breathing mice?</a> Exp. Brain Res. 207, 249-258 (2010).</li>
<li>Schwartz, A. Y., Masago, A., Sehba, F. A., Bederson, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+models+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%3A+a+refinement+of+the+endovascular+filament+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Experimental models of subarachnoid hemorrhage in the rat: a refinement of the endovascular filament model.</a> J. Neurosci. Methods. 96, 161-167 (2000).</li>
<li>Feiler, S., Plesnila, N., Thal, S. C., Zausinger, S., Scholler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+matrix+metalloproteinase-9+to+cerebral+edema+and+functional+outcome+following+experimental+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Cerebrovasc.+Dis%22%5BJournal%5D)">Contribution of matrix metalloproteinase-9 to cerebral edema and functional outcome following experimental subarachnoid hemorrhage.</a> Cerebrovasc. Dis. 32, 289-295 (2011).</li>
</ol>

Autores têm nada a revelar.

As opções de tratamento após SAH são escassos e pouco ineficaz. Portanto, a fisiopatologia da lesão cerebral pós-hemorrágica precisa ser mais bem compreendidos, a fim de identificar novos alvos terapêuticos e desenvolver novas abordagens terapêuticas. Padronizado e modelos animais bem reprodutíveis em animais geneticamente modificados, ou seja, ratos, são cruciais para tais investigações. O modelo CWP tornou-se um modelo amplamente utilizado para a HAS, uma vez que se assemelha a fisiopatologia em seres humanos...

HAS é o subtipo tempos com o resultado menos benéfica para os pacientes: 40% dos pacientes morrem dentro de um mês após o sangramento 1 e sobreviventes raramente têm um resultado clinicamente favorável. A grande maioria da SAHOS espontâneas (80%) são causados ​​pela ruptura de aneurismas intracranianos, que são na sua maioria localizadas ao longo da anterior e posterior da artéria, a artéria basilar, artéria cerebral média (MCA) 2 comunicando. Tais aneurismas são difíceis de modelar em animais e, portanto, os modelos animais de SAH são realizadas quer por injecção do sangue para dentro do espaço / ventrículos cerebrais subaracnoideos ou por perfuração de um navio de endovascular subaracnóide. Injeção de sangue autólogo na cisterna magna é de fácil execução e reprodutível, como o volume de sangue pode ser controlada diretamente 3. Infelizmente, alguns aspectos da fisiopatologia da HAS, por exemplo, olesão do vaso, não pode ser modelado por este procedimento. Outra abordagem técnica para indução de HAS é a abertura de uma veia intracisternal 4. No entanto, o CWP intraluminal no ramo MCA parece ser o processo de que os modelos da fisiopatologia em seres humanos mais estreita 5. O método foi desenvolvido e descrito pela primeira vez em ratos por Bederson e colegas, e ao mesmo tempo por Veelken e colegas 6,7. Mais tarde, o modelo da perfuração intraluminal foi adaptado para ratinhos 8,9. Um filamento é introduzido na artéria carótida externa (ECA) e avançada até à base do crânio, através da artéria carótida interna (ICA). No ponto de ramificação do MCA filamento perfura o vaso e induz a uma hemorragia no espaço subaracnóide da base do crânio. O sangue, em seguida, distribui para o espaço subaracnóide restante ao longo de fissuras e vasos sanguíneos. A hemorragia é parada pela formação de coágulos no local da perfuração, mas rebleedings, which são muitas vezes prejudiciais em pacientes de 10, pode ocorrer. Por conseguinte, o modelo de filamentos endovascular se tornou um modelo amplamente usado HAS durante os últimos anos. A desvantagem mais citada do modelo filamento perfuração é que o volume de sangramento não pode ser diretamente controlado e pode, portanto, ser variável. Esta variabilidade pode ser significativamente reduzido por um rígido controle de fisiologia animal e pós-hemorrágica ICP. Os ratos têm a grande vantagem de que um grande número de estirpes geneticamente modificados estão disponíveis. No entanto, devido ao seu pequeno tamanho procedimentos cirúrgicos tendem a ser mais complexo do que em espécies maiores, por exemplo, ratos ou coelhos. Portanto, a redução de escala de técnicas desenvolvidas para os ratos para os ratos costumam não leva aos resultados desejados, por exemplo, como os ratos têm um peso corporal e volume de sangue muito limitadas técnicas não invasivas para a pressão arterial e análise de gases sanguíneos, bem como para a saturação de hemoglobina e monitoramento da freqüência cardíacatem que ser aplicada sempre que possível. Por conseguinte, o objectivo da publicação é descrever o modelo da perfuração de filamentos para HSA em ratinhos e para demonstrar como este modelo pode ser realizado de uma forma padronizada e altamente reprodutível.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>operation microscópio</td><td>Leica</td><td>KL2500</td><td></td></tr><tr><td>vaporizador de isoflurano</td><td>Harvard Instruments</td> respirador de <td>vaporizador</td><td></td>de fluxo contínuo</tr><tr><td></td><td>Hugo Sachs</td><td>Minivent 845</td><td></td></tr><tr><td>microcapnógrafo</td><td>Hugo Sachs</td><td>Tipo 340</td><td></td></tr><tr><td>controlador de temperatura</td><td>FHC</td><td>DC Controlador</td><td></td>de Temperatura</tr><tr><td>broca odontológica</td><td>Paggen</td><td>Labset- N</td><td></td></tr><tr><td>Monitor ICP</td><td>Monitor Codman</td><td>ICP monitor</td><td></td></tr><tr><td>de pressão arterial</td><td>AD Instruments</td><td>Bridge Amp FE221</td><td></td></tr><tr><td>bomba de seringa</td><td>World Precision Instruments</td><td>SP101IZ</td><td></td></tr><tr><td>pulsoxímetro</td><td>Kent Scientific</td><td>MouseSTAT</td><td></td></tr> Monitor de dados analógico <tr><td>LDF</td><td></td><td>Perimed Periflux 5000</td><td></td></tr><tr><td></td><td>AD Instruments</td><td>Power Lab 16/35</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Material</td></tr><tr><td>cimento para fixação de sonda ICP</td> Cola de <td>cimento</td><td></td>carboxilato <td>Speiko</td></tr><tr><td>para fixação de sonda LDF</td> Cola de cianoacrilato <td>Bob Smith Industries</td><td>(Maxi Cure e Insta Set)</td><td></td></tr><tr><td>cateter venoso</td><td>Johnson Johnson</td><td>Jelco cateter intravenoso alado; REF 4076</td><td>tubo de intubação modificado</td></tr><tr><td>para cateter femoral</td><td>Smiths Medical</td><td>Fine Bore Polythene Tubing; ID 0,28 mm OD 0,61 mm; REF 800/100/100</td><td>filamento de 30 cm de comprimento</td></tr><tr><td>para perfuração de vaso</td><td>Ethicon</td><td>Prolene 5-0</td><td>corte de 12 mm</td></tr><tr><td>de comprimento equipamento cirúrgico</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>fórceps médico #5, tesoura de vaso 8 cm, microclip mandíbula</td><td></td> de 4 mm</tr></tbody></table>

um modelo murino de hemorragia subaracnóide

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

Nesta publicação de vídeo de um modelo padronizado rato de hemorragia subaracnóide (HSA) é apresentado. Sangramento é induzida pelo Círculo endovascular de Willis perfuração (CWP) e comprovada por pressão intracraniana (PIC) de monitoramento. Assim, uma distribuição homogênea de sangue em espaços subaracnóide em torno da circulação arterial e fissuras do cerebelo é alcançado. Fisiologia animal é mantido por entubação, ventilação mecânica, monitorização contínua e on-line de vários parâmetros fisiológicos e cardiovasculares: temperatura corporal, pressão arterial sistêmica, freqüência cardíaca e saturação de hemoglobina. Deste modo, a pressão de perfusão cerebral pode ser firmemente monitorado resultando em um volume variável de menos de sangue extravasado. Isto permite uma melhor padronização de perfuração filamento endovascular em ratos e faz todo o modelo altamente reprodutível. Assim, é facilmente disponível para os estudos farmacológicos e fisiopatológicos no tipo selvagem e genéticaly alterada ratinhos.

Mortalidade Uma vez que a técnica de cirurgia é dominado o procedimento não provocou quaisquer mortalidade intra-operatória. Além disso o sangramento pode ser conseguida em quase todos os animais. Mortalidade pós-operatória é de 30-40%, com a maior parte dos animais morrer no dia 1 após a cirurgia (Figura 5). ICP valores após SAH O ICP antes de sangramento é de cerca de 4 mmHg. Sangramento resulta em um aumento acentuado do...

Um modelo de rato padronizado de hemorragia subaracnóide por Círculo intraluminal de Willis perfuração é descrito. Perfuração de vasos e hemorragia subaracnóide são monitorados pela monitorização da pressão intracraniana. Além disso os vários parâmetros vitais são registadas e controlada para manter as condições fisiológicas.

Um modelo murino de hemorragia subaracnóide

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

O objetivo geral deste procedimento é induzir uma hemorragia subaracnóidea padronizada em camundongos. Isso é feito conectando primeiro o animal anestesiado a dispositivos de monitoramento para supervisionar as condições fisiológicas durante a cirurgia. O segundo passo é aplicar sensores para perfusão cerebral e medição da pressão intracraniana como parâmetros-chave para a indução do sangramento.Em seguida, a hemorragia subaracnóidea é induzida pela perfuração do filamento endovascular. A etapa final é perfundir o animal e isolar o cérebro para visualizar a distribuição de sangue extravasada. A principal vantagem de realizar esta técnica em camundongos em vez de Rex é que podemos fazer uso de animais transgênicos.Geralmente, os indivíduos novos neste método terão dificuldades porque a intubação, o monitoramento da fisiologia multimodal, bem como a preparação do vaso, são bastante difíceis de realizar em camundongos. A demonstração visual desse método é fundamental, pois as etapas cirúrgicas são difíceis de aprender. Demonstrando o procedimento estará Catherine Shula, uma estudante de doutorado do meu laboratório.Ela tem mais de dois anos de experiência na realização deste modelo de HSA. Para começar o lugar, um animal anestesiado em uma plataforma inclinada trabalhando sob um microscópio, retrai a língua com uma pinça dobrada para localizar as cordas vocais. Uma vez visualizado, intubar durante a inspiração com um tubo feito de um cateter venoso de calibre 20.Em seguida, coloque o mouse em uma posição de bruços e verifique a colocação correta do tubo com um pedaço de algodão ou um micro capnógrafo, se colocado corretamente. Conecte o tubo de intubação ao respirador. Ventile o mouse com ar ambiente, complementado com 25% de oxigênio.Conecte o tubo de intubação ao micro capnógrafo. Mantenha a pressão parcial expiratória final de dióxido de carbono em 30 milímetros de mercúrio, ajustando a frequência de ventilação. Depois de inserir uma sonda de temperatura retal, coloque o animal em uma almofada de aquecimento para manter a temperatura corporal A 37 graus Celsius, coloque um sensor de oxímetro de pulso anular na pata traseira direita.Em seguida, faça uma incisão do olho à orelha. Retraia a pele e disseque o músculo temporal esquerdo do osso temporal. Uma vez exposto, cole um medidor de vazão Doppler a laser Sonda no osso temporal esquerdo.Segure a sonda em uma posição fixa até que a cola endureça. Faça um furo de aproximadamente 1,5 milímetros de diâmetro no osso temporal esquerdo durante a perfuração. Resfrie o osso com solução salina.Para evitar danos causados pelo calor, insira a sonda de pressão intracraniana na cavidade craniana e empurre-a para frente o mais dorsalmente possível para evitar danos aos tecidos e sangramento. Assim que a sonda estiver colocada corretamente, fixe e sele com cimento e deixe secar por cinco minutos. Quando o cimento estiver seco, gire o mouse cuidadosamente para a posição supina.Usando técnicas padrão, cateterize a artéria femoral esquerda para monitoramento contínuo da pressão arterial. Uma vez no lugar, conecte o cateter femoral ao dispositivo de monitoramento da pressão arterial. Primeiro, abra a pele com a tesoura do esterno ao queixo sem corte.Disseque através do tecido conjuntivo e empurre as glândulas salivares para o lado para expor a artéria carótida comum esquerda. Isole o CCA do tecido circundante, tomando cuidado para não danificar o nervo vago localizado na mesma bainha do tecido conjuntivo. Em seguida, exponha e isole cuidadosamente a artéria carótida interna e a artéria carótida externa.Uma vez isolado, ligue o ECA o máximo possível, pré-arranjado duas ligações adicionais ao redor do ECA para uso posterior usando um aplicador ocluir, o CCA e o ICA temporariamente com microclipes. Puxe suavemente os clipes para trás para garantir que sejam aplicados corretamente. Para indução de sangramento, usamos um filamento de prolina cinco zero de 12 milímetros de comprimento.Faça um pequeno orifício no ECA usando uma tesoura de vaso e insira o filamento. Assim que o filamento estiver no lugar, feche o local de inserção usando uma das ligaduras pré-estabelecidas. Em seguida, remova os microclipes com o aplicador de microclipes para induzir o sangramento.Avance o filamento para dentro do ICA até que o ICP suba. Um aumento repentino da PIC indica indução de sangramento, retire o filamento imediatamente e ligue o ECA fechando ambas as ligaduras pré-arranjadas consecutivamente. Isso evita o sangramento do local de inserção.Suturar a ferida cutânea e monitorar os parâmetros fisiológicos do animal por mais 20 minutos. No final deste período, remova as sondas ICP e LDF após a perfusão transcárdica. Remova o cérebro e avalie a distribuição sanguínea no espaço subaracnóideo antes do sangramento, a PIC é de cerca de quatro milímetros.O sangramento de mercúrio resulta em um aumento acentuado da PIC em até 120 milímetros. Os valores de ICP de mercúrio se estabilizam em cinco minutos em aproximadamente 30 milímetros de mercúrio. Além disso, a pressão arterial aumenta imediatamente após o sangramento.Os valores representativos do medidor de fluxo doppler a laser por indução após a indução do sangramento mostram uma diminuição dramática na reperfusão da perfusão cerebral para um nível individualmente diferente que ocorre dentro de cinco minutos após o insulto. Neste exemplo, a distribuição de sangue ao longo das artérias que irrigam o cérebro e as fissuras cerebelares são observadas. Três horas após a hemorragia, as linhas vermelhas indicam a distribuição sanguínea ao longo das artérias que irrigam o cérebro.O lado ipsilateral à hemorragia estava coberto com mais sangue do que o hemisfério contralateral visto. Aqui está a curva de sobrevivência após SAH em 49 camundongos machos, C 57 BL seis camundongos. Ao tentar este procedimento, é importante monitorar as condições fisiológicas para garantir uma quantidade reprodutível de sangramento após seu desenvolvimento.Essa técnica abriu caminho para pesquisadores no campo da hemorragia sub-retiniana explorarem os mecanismos de caminho da isquemia cerebral logo após o insulto.

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Medicina

Hemorragia subaracnóide aneurismática (HAS) é o sangramento que ocorre no espaço subaracnóide, quando uma ruptura de aneurisma. Enquanto a morbidade e mortalidade por este evento foi em um declínio devido a abordagens de tratamento melhores, o risco de vasoespasmo após hemorragia subaracnóide continua a ser o mesmo que era há alguns anos. A importância de estabelecer um modelo animal abrangente e reprodutível para identificar eventos de iniciação de vasoespasmo cerebral tem sido o foco de...

Um Modelo de Rato Baixa Mortalidade para Avaliar vasoespasmo cerebral adiada após hemorragia subaracnóide Experimental

O vídeo demonstra a indução de hemorragia subaracnóidea por perfuração endovascular em um modelo de camundongo. Uma incisão é feita na região do pescoço do camundongo anestesiado para acessar a artéria carótida comum e sua bifurcação. Um filamento é inserido através das artérias para perfurar um ramo da artéria intracraniana, induzindo hemorragia subaracnoide.

Indução de uma hemorragia subaracnóidea em um modelo de camundongo por meio de perfuração endovascular

Este vídeo demonstra o procedimento para estabelecer um modelo de rato com hemorragia subaracnoide. Um rato anestesiado é implantado com sondas para medir a pressão intracraniana e o fluxo sanguíneo cerebral. O local alvo é identificado e a agulha é inserida em uma posição pré-quiasmática. O sangue autólogo é então injetado no espaço subaracnóideo, aumentando a pressão intracraniana e diminuindo o fluxo sanguíneo cerebral, estabelecendo o modelo.

Estabelecendo um modelo de rato com hemorragia subaracnóidea induzida por injeção autóloga de sangue

O modelo experimental de hemorragia subaracnóidea (HSA) de shunt sanguíneo controlado por pressão intracraniana no coelho combina os procedimentos padrão - canulação da artéria subclávia e punção transcutânea da cisterna magna, o que permite uma imitação rigorosa das condições fisiopatológicas humanas após a HSA. Apresentamos instruções passo a passo e discutimos os principais pontos cirúrgicos para a criação experimental bem-sucedida de HSA.

O coelho Modelo Blood-shunt para o Estudo da aguda e tardia Sequelas de hemorragia subaracnóidea: Aspectos Técnicos

O objetivo deste artigo é apresentar um método que permite uma reconstrução 3-dimensional da árvore vascular em ratos após micro computado tomografia computadorizada e determinação de volumes de segmentos de toda embarcação que podem ser usados para quantificar o vasoespasmo cerebral em modelos de murino de hemorragia subaracnoide.

Um método volumétrico para quantificação de vasoespasmo Cerebral em um modelo murino de hemorragia subaracnoide

Descrevemos neste protocolo um modelo de rato de hemorragia subaracnóide padronizada (SAH) por uma dupla injeção de sangue total autólogo na cisterna magna. O alto grau de padronização do procedimento de dupla injeção representa um modelo médio-agudo de HAS com relativa segurança em relação à mortalidade.

Dupla injeção direta de sangue na Cisterna Magna como modelo de hemorragia subaracnóide

A hemorragia subaracnóidea continua a carregar uma alta carga de mortalidade e morbidade no homem. Para facilitar novas pesquisas sobre a condição e sua fisiopatologia, um modelo pré-quiasmático de injeção única é apresentado.

Pré-quiasmática, injeção única de sangue autólogo para induzir hemorragia subaracnóidea experimental em modelo de rato

Aqui apresentamos um modelo padronizado de rato SAH, induzido pela perfuração de filamento endovascular, combinado com ressonância magnética (RM) 24 h após a operação para garantir o local correto do sangramento e excluir outras patologias intracranianas relevantes.

Modelo de perfuração endovascular para hemorragia subaracnóide combinada com ressonância magnética (RM)

Um modelo murino de cicatrização de feridas cutâneas que podem ser utilizados para avaliar compostos terapêuticos em contextos fisiológicos e patológicos.

Modelo Murino de Cicatrização

Modificações histológicas e bioquímicas após aneurisma endograft exclusão ainda não são claras. Descreve-se um novo modelo de implantação de endoprótese em aneurisma murino. Através da análise de trombo com e sem circulação persistente interface de fluxo de sangue, e nova avaliação biomateriais endovascular, este modelo vai ajudar a entender melhor endovascular pathobiology exclusão do aneurisma.

Um novo modelo murino de reparação endovascular de aneurisma da aorta

Aprenda a induzir hemorragia subaracnóide padronizada em camundongos por perfuração endovascular com filamento. Este modelo permite monitorar pressão intracraniana e perfusão cerebral em animais transgênicos.

Um modelo murino de hemorragia subaracnóide

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