Name: Um modelo murino de isquemia-reperfusão, através da ligadura da artéria Descendente Anterior Esquerda (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-10T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 7 s
Description: Aprenda a induzir lesão de isquemia/reperfusão em camundongos através da ligadura precisa da artéria descendente anterior esquerda. Este método cirúrgico aprimora a reprodutibilidade de modelos experimentais de infarto do miocárdio.

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A pesquisa relatada nesta publicação foi apoiada pelo Instituto Nacional de Artrite e Doenças Osteomusculares e de Pele, parte dos Institutos Nacionais de Saúde, sob Award Número R01-AR063084. O conteúdo é de responsabilidade exclusiva de seus autores e não representam, necessariamente, a posição oficial do National Institutes of Health.

Este protocolo animal foi aprovado e está em conformidade com as diretrizes e regulamentos estabelecidos pela Animal Care e Use Comitê Institucional (IACUC) no The Ohio State University. Todas as políticas desenvolvidas pelo IACUC locais estão em conformidade com o Guia de Experimentação Animal desenvolvido pela Office of Laboratory Animal Welfare no National Institutes of Health. 1. Anestesia e entubação endotraqueal <ol><li> Autoclave todos os instrumentos e material cirúrgico antes do uso. Usar luvas estéreis de uso único, cirúrgicos em todo o processo. Manter um ambiente estéril durante todo o procedimento. O uso de um campo estéril é sugerido, mas não mostrado no vídeo para permitir a melhor visualização dos pontos anatômicos sobre o mouse. </li><li> Colocar cada ratinho individualmente numa câmara de indução e proporcionar anestesia com 5% de isoflurano e oxigénio com uma taxa de fluxo de 0,4 L / min até que a perda do reflexo de endireitamento e, em seguida, manter the animais com 2% de isoflurano em 100% de oxigénio, com um fluxo de 0,4 L / min por meio de um tubo de cone de protecção ligada ao aparelho de anestesia até que o tubo traqueal está no lugar. A máquina de anestesia de isoflurano utilizada deve ser adequadamente ventilada e equipado com filtros de carvão, para minimizar a exposição do cirurgião aos fumos de isoflurano durante o procedimento. O cone de protecção é notado, mas não mostrado no vídeo para permitir a visualização das manipulações entubar o rato. </li><li> Raspar o peito do animal, com uma máquina de cortar cabelo animal num local diferente do que a plataforma de cirurgia para evitar a contaminação do local da cirurgia. </li><li> Posicione o mouse em decúbito dorsal sobre a plataforma cirurgia para intubação subseqüente. A plataforma simples de espuma de poliestireno pequeno pode servir como uma plataforma operacional. Cobrir a plataforma com uma cortina de pré-esterilizado para proporcionar uma superfície estéril. Colocar uma almofada de aquecimento entre a plataforma e cortina para manter a temperatura corporal dos ratinhos, em Surgicaprocedimentos l. </li><li> Anexar um comprimento de fio de sutura de seda 2-0 de pelo menos 10 cm, para a plataforma com fita adesiva e, em seguida, o laço de sutura em torno dos incisivos superiores frontais. Posicionar o cone em estreita proximidade (2-3 cm) para a borda da plataforma sobre o nariz do rato. Puxe o tenso do mouse e prendê-lo para a plataforma pela cauda com um pedaço de fita. </li><li> Fixar as pernas para os lados do corpo, com fios de fita. É importante que os membros anteriores não são sobrecarregados como isso pode comprometer a respiração. </li><li> Prepare os locais cirúrgicos raspadas com Betadine e álcool antes de as incisões no pescoço e no peito são feitas. </li><li> Coloque a plataforma com a cabeça do rato apontando na direcção do operador. Corte um 0,5 centímetros mediana incisão na pele do colo do útero. Separa-se os lóbulos da glândula da tiróide em sua istmo para expor o músculo da traqueia sternohyoideus onde pode ser vista sob o músculo. </li><li> Retirar a agulha interior de um trocarte de calibre 18 para que ele possa ser utilizado como um intubtubo de ração. A ponta da agulha pode servir como um suporte e um 1 cm de tubo exterior pode servir como o tubo traqueal. </li><li> Segure a língua do rato com uma pinça curva em uma mão e mova-o ligeiramente para cima. Ver a traquéia através da incisão na pele do colo do útero. Use a outra mão para inserir gentilmente o tubo de intubação até que o tubo é visto dentro da traquéia. </li><li> Assim que o tubo está na traqueia, mover as pinças curvas em sentido contrário o tubo e remover rapidamente o interior da agulha. Se o tubo não pode ser inserido na traqueia, o tubo deve ser puxada para fora para evitar a produção de problemas respiratórios. É importante assinalar a ponta do tubo para cima quando se está próximo da garganta, a fim de evitar a inserção do tubo do esófago, em vez de a traqueia. </li></ol> 2. Ventilação e Fixação <ol><li> Providenciar ventilação artificial com um respirador animais ventilação 2% de isoflurano em oxigênio com uma vazão de 0,4 L / min. Use um Y-sha modificadoconector pe para ligar o tubo de intubação com o ventilador. O correto posicionamento do tubo traqueal pode ser confirmado por julgar a expansão torácica simétrica. </li><li> Defina o volume corrente a 260 taxa mL / curso e ventilação é de 130 golpes por minuto, que podem ser ajustados para o peso do corpo de um rato especial, se necessário. </li><li> Retire a fita na cauda e vire suavemente o mouse para colocá-lo em posição de decúbito lateral direito para a cirurgia subseqüente. Use fita adesiva para prender a cauda e as pernas para a plataforma de novo. </li><li> Inserir a sonda rectal para monitorizar a temperatura do corpo e ajustar a almofada de aquecimento para manter a temperatura de cerca de 37 º C. </li><li> Fixe a sonda para a plataforma usando fita. Injetar bupivacaína por via subcutânea no local da incisão para entorpecer a área antes da incisão é feita. </li></ol> 3. Toracotomia <ol><li> Faça uma incisão oblíqua que cerca de 1 cm de comprimento em um site 2 mm da esquerdaesternal na direcção de onde a perna dianteira esquerda encontra o corpo (cerca de 1-2 mm abaixo do local onde a perna e corpo aderir). A veia torácica superficial está perto deste site e da incisão deve ser feita de modo que a extremidade lateral da incisão vai até, mas não cortados em, a veia. </li><li> Cortar embora o músculo torácica para expor as nervuras por baixo. Durante esta etapa de evitar ferimentos acidentais do recipiente. Se o sangramento não ocorrer, usar aplicadores de algodão para evitar qualquer sangramento antes de prosseguir para a próxima etapa 7. </li><li> Visualize as costelas e inflar pulmão através da parede torácica fina e semitransparente. Abrir a cavidade torácica utilizando uma tesoura cirúrgica de fazer uma incisão de 6-8 mm no terceiro espaço intercostal. Esta incisão deve ser um mínimo de 2 mm da borda esternal, onde a artéria torácica interna se encontra. Danos para a artéria irá produzir sangramento pesado que é difícil de controlar. </li><li> Insira os retratores peito caseiras pré-esterilizados into da incisão e puxe de volta para abrir a incisão de modo que é de cerca de 8-10 mm, tendo o cuidado de evitar o pulmão de largura. Os afastadores deve ser ligado à plataforma cirúrgica com pinos. </li><li> Neste ponto, o coração deve ser visível, no entanto, o pulmão ainda cobrir uma parte do coração. Pegue o pericárdio delicadamente com uma pinça curva, puxe-o à parte, e deslize o tecido atrás dos retratores. Durante essa manipulação do pulmão vai levantar para cima e longe do coração. </li></ol> 4. Posicionamento LAD <ol><li> Localize o LAD na superfície do coração através de um microscópio de dissecção. A LAD é executado para baixo a meio da parede do coração a partir de perto da ponta do coração para baixo através do ventrículo esquerdo. O LAD aparece vermelho brilhante e será pulsando fortemente. A veia aqui às vezes é confundido com o LAD, no entanto iluminação adequada pode ajudar a distinguir os dois navios. Se a iluminação é muito clara, pode ser difícil para apreciar a cordiferenças entre os vasos. </li><li> Utilizado um fragmento de bola de algodão estéril com um diâmetro de cerca de 1-2 mm para se preparar o LAD para ligação. Coloque o algodão entre o átrio esquerdo e do ventrículo esquerdo, que vai levantar o átrio esquerdo e ajudar a expor o LAD e esclarecer a sua posição. Se o LAD não pode ser localizado, o fragmento pode ser deslizado em mais de modo que o átrio esquerdo é levantada ainda maior para revelar a aorta onde o LAD origina. </li></ol> 5. LAD Ligadura <ol><li> O posicionamento ideal para a ligadura é de aproximadamente 2 mm mais baixa do que a ponta da aurícula esquerda. O tronco pulmonar pode ser utilizada como um marcador para identificar a aurícula esquerda. Em alternativa, a posição de ligação pode ser visualizado como um ponto de 1-2 mm de distância da ramificação da circunflexa esquerda. Use uma pinça curva para aplicar uma pressão suave em um local imediatamente abaixo do ponto de ligação pretendido. Isto tornará mais fácil de ver a artéria e também vai ajudar a manter o coração no lugare simplificar amarrar a ligadura. Não aplique pressão com a pinça de mais de 5 segundos de cada vez e evitar a compressão do coração, que podem alterar de bombeamento. </li><li> Use uma agulha cônico para passar um fio de seda 6-0 debaixo da LAD, observando com um microscópio de dissecação. Insira a agulha sob a artéria com precisão como a agulha vai entrar na câmara do ventrículo esquerdo se colocado muito profundamente ou danificar o LAD se a agulha é muito raso. Se o rapaz é ferido retire a agulha e sutura do LAD para controlar o sangramento, no entanto, se o sangramento não pode ser controlado, é preferível sacrificar o animal. </li><li> Faça um nó duplo solto com a sutura, deixando um laço de diâmetro 2-3 mm através do qual um 2-3 mm de comprimento pedaço de tubo PE-10 é colocada 8. </li><li> Aperte o laço ao redor da artéria e tubulação em seguida, prenda o laço amarrando um slipknot complementares, tendo cuidado para não danificar a parede do ventrículo. Para ligadura permanente, amarre diretamente o LAD com umnó 9. Confirme a oclusão da LAD, marcando para a aparência de uma cor mais pálida na parede anterior do VE que deve aparecer dentro de poucos segundos após a ligação. </li><li> Retire o afastador e fechar a ferida temporariamente por beliscar a pele, juntamente com uma braçadeira bulldog. O período de tempo que é mantida a isquemia depende do desenho experimental, mas é frequentemente 20, 30, 45 ou 60 min. O rato permanece sobre o ventilador para a duração da oclusão da artéria LAD. </li></ol> 6. Reperfusão <ol><li> Após o período de isquemia remover o clipe de bulldog e inserir os afastadores de peito para expor a ligadura. Desatar o nó e remover o tubo PE-10. Confirme reperfusão, observando um retorno da cor-de-rosa-vermelho da parede anterior do VE após 15-20 segundos. </li><li> Deixar a sutura no lugar se 2% de cloreto de trifenil-tetrazólio (TTC) e coloração com azul será realizada após a reperfusão. Se a coloração não é necessário, a sutura pode be removido. </li><li> O tempo de reperfusão dependerá do desenho experimental, geralmente abrangendo desde 1 h a 24 h. </li></ol> 7. Chest Encerramento e Cuidados Pós-Operatórios <ol><li> Feche a cavidade torácica por costura fechou a incisão no espaço intercostal 3 º com 4-0 fio de seda. É importante que os pulmões são claras da sutura e não ficam presas como o 3 º e 4 º nervuras são suturadas juntas. Enquanto amarrar os nós de sutura é útil para aplicar uma leve pressão no peito com o suporte da agulha para minimizar qualquer sala de ar que pode ser preso na cavidade torácica. </li><li> Feche todas as camadas de músculos, com sutura contínua, usando seda 4-0. Use suturas de nylon para fechar a pele com uma sutura contínua. Alternativamente, a pele pode ser fechada com sutura interrompida. </li><li> Quando a sutura é cessar completo o fluxo de isoflurano, enquanto oxigênio continua a fluir. Uma vez que o mouse se move seus bigodes ou cauda dele, should começar a fazer tentativas de respirar espontaneamente. Retire o mouse do ventilador com o tubo de intubação ainda manteve na traquéia. </li><li> Observar o animal com cuidado até que o mouse retoma um padrão de respiração normal e, em seguida, extubação o mouse. O tubo deve ser removida lentamente, para evitar aspiração de secreções da cavidade oral. </li><li> Confirme o mouse não está em nenhum desconforto respiratório por observá-lo por mais um 3-5 min antes de a voltar a uma gaiola. Se os sinais de desidratação são observados após a cirurgia, fornecer-se a 0,5 ml de solução salina estéril, por injecção intraperitoneal. </li><li> Para analgesia pós-operatória, administrar um analgésico opióide (buprenorfina, 0,1 mg / kg) por via subcutânea (SC) antes de o animal é ambulatorial e, em seguida, fornecer uma dose adicional a cada 4-6 horas para o próximo 24 horas. Verifique os sinais de animais de perigo no 12 horas após a cirurgia. Simulação de infarto do miocárdio com cirurgia sobrevivência requer avaliação da dor e do sofrimento, após a recuperação da surgery. A atual melhor prática aceita é proporcionar analgesia nas primeiras 24 horas após um procedimento invasivo com doses adicionais dadas como garantidas devido à perda de peso ou sinais de dor. Para a ligação permanente, o peso corporal deve ser monitorado diariamente para ajudar a avaliar a recuperação do animal. </li><li> Ibuprofeno (Motrin), um fármaco anti-inflamatório não esteróide (AINE) com anti-inflamatórios, analgésicos e antipirética, ou outros AINEs, pode ser fornecido na água de beber do animal, tal como uma solução de 0,2 mg / mL durante dois dias antes da cirurgia e até a 7 dias após a cirurgia em conjunto com a buprenorfina para gerenciar qualquer dor / sofrimento adicional. </li></ol> 8. Medição de Infarto do Miocárdio Tamanho <ol><li> Anestesiar e entubar o mouse no final do tempo de reperfusão desejado. Corte a pele do tórax na linha média para o xifóide. Abra o abdómen e o diafragma abaixo da caixa torácica e de ambos os lados da linha hemiclaviculares. </li> &lt;li&gt; Expor o coração e, em seguida, re-ligadura LAD no mesmo local. Canular aorta assim 10% Phthalo azul pode ser lentamente injetada diretamente na aorta para manchar o coração para a delimitação da zona isquêmica da zona de não-isquêmica 10. </li><li> Rapidamente extirpar do coração e lave-o em KCl 30 (solução de cloreto de potássio) para cessar o bater do coração e permitir o corte mais consistente. Congele o coração durante pelo menos 4 horas a -20 ° C e cortou o coração em fatias de 1 mm, utilizando uma matriz de coração dispositivo 11 de corte. </li><li> Incubar fatias do coração com 2% de TTC a 37 ° C durante 40 min. A área de infarto é demarcada como área branca ao tecido viável mancha vermelha. </li><li> Corrigir as fatias manchadas com formol a 10% durante a noite, o que ajudará a aumentar o contraste entre a área de infarto e do tecido normal. Fotografar as fatias e calcular a área em risco (AAR), a zona de não-isquêmica e da área de infarto utilizando o software ImageJ. </li></ol> &lt;p class = &quot;jove_title&quot;&gt; 9. Medição dos Níveis de enzima cardíaca Medir a troponina I (TIc) os níveis no soro dos ratinhos por obtenção de sangue da veia porta e, em seguida, isolar o soro por centrifugação. Os níveis séricos de TIc em seguida, são determinadas com um ensaio rápido quantitativa TIc 12.

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</ol>

Dr. Noé Weisleder é um fundador e Chief Scientific Officer no TRIM-edicine, Inc.

Rato modelos de isquemia-reperfusão do miocárdio são um método eficaz para a pesquisa cardiovascular para simular doença cardíaca aguda ou crônica clínica 13,14. Esforço significativo tem sido aplicada para desenvolver e refinar abordagens cirúrgicas que produzem eventos isquêmicos e danos de reperfusão nos corações de vários tipos de animais diferentes. Embora existam vantagens particulares para o uso de sistemas diferentes animais, o rato tem características que levaram a extensa interesse em produzir miocá...

Os modelos animais de infarto do miocárdio (IM) são importantes na investigação da fisiopatologia complexo de doença isquêmica do coração 1. Isquemia-reperfusão (I / R) lesão é um dos principais contribuintes do dano miocárdico gerado durante MI. A lesão de isquemia inicial produzida por oclusão da circulação coronária pode ser minimizada em pacientes MI pelo uso de angioplastia para restabelecer a perfusão de uma forma atempada. Embora esta intervenção reduziu muito o número de mortes devido a infarto agudo do miocárdio, a restauração do fluxo sanguíneo para a área a presença de isquemia em I / R lesão que leva à morte dos cardiomiócitos. Esta perda de massa do miocárdio contribui para a diminuição do débito cardíaco e da progressão para insuficiência cardíaca. Assim, o estudo dos mecanismos que resultam na morte de cardiomiócitos a partir de I / R lesão é uma importante linha de investigação na pesquisa cardiovascular. Ligadura coronária cirúrgica é uma técnica experimental útil para induzir modelos de MI em vários tipos de animais, including o rato, cão e porco. Publicações em laboratórios diferentes introduziram vários métodos no estabelecimento do modelo de coração de ratos I / R lesão 2,3. A fim de ter uma visão sobre esses mecanismos, devemos ter acesso a modelos animais de confiança que podem reproduzir vários aspectos do MI patologia. O desenvolvimento de tais modelos é também essencial para testar abordagens terapêuticas para o tratamento de infarto do miocárdio e lesão associada I / R. A maioria das técnicas cirúrgicas disponíveis atualmente para simular MI em animais experimentais envolvem dissecção cirúrgica na cavidade torácica para expor a artéria anterior esquerda (LAD) descendente, que depois é obstruído por uma ligadura por período definido no tempo para produzir o evento isquêmico. Em seguida que a ligadura pode ser removida para permitir a reper fusão da área isquémica e geração de I / R lesão. Uma grande limitação destas abordagens em que a posição da literatura sobre a LAD não é sempre reproduzido com precisão, o quepodem dar origem a variações na gravidade da MI induzida por esta abordagem. A maioria das técnicas disponíveis apenas descrito geralmente a localização aproximada da ADA na parede anterior do coração. Como a ramificação ea direcção da ADA pode variar em animais individuais no local, nem sempre é fixo e pode ser facilmente confundida 4,5, conduzindo a potenciais complicações durante a cirurgia 6. As consequências da colocação imprópria da ligadura pode ser executado a partir de variabilidade no tamanho do enfarte induzido no interior do ventrículo esquerdo para comprometer completamente a especificidade do modelo. Aqui apresentamos um método modificado para miocárdio I / R e ligadura permanente em ratos que permite uma maior precisão da colocação da ligadura sobre o LAD. Através da aplicação de métodos específicos para a incisão inicial e esvaziamento interno, bem como a utilização de manipulações para levantar as aurículas para permitir uma melhor apreciação da LAD e o local em que ele emerge da aorta. Estabelecendo aposição sobre a LAD e a sua origem proporciona a oportunidade para ligar o LAD de uma forma reprodutível. Este modelo de enfarte I / R e a ligação permanente, não só diminui a variação no tamanho do enfarte após a cirurgia, mas também pode diminuir a incidência de sangramento excessivo durante a operação.

<table><tbody><tr><td>PhysioSuite com aquecimento homeotérmico RightTemp</td> Fonte <td>de luz PS-RT</td><td></td>da <td>Kent Scientific Corp</td></tr><tr><td></td><td>Zeiss</td><td>KL 1500 LCD</td><td></td></tr><tr><td>Mouse Heart Slicer Matrix</td><td>Zivic Miller</td><td>HSMS001-1</td><td></td></tr><tr><td>Micro Bandeja - Base, Tampa e Mat (6,0 x 10 x 0,75)</td> <td>Ferramentas de Ciências Finas</td><td>6100A</td><td></td></tr><tr><td>2,3,5-Cloreto de trifeniltetrazólio</td><td>Sigma Aldrich</td><td>T8877</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina (Buprenex Injetável)</td> <td>Reckitt Benkiser Healthcare</td><td>NDC 12496-0757-1</td><td></td></tr><tr><td>bupivacaína</td><td>Hospira</td><td>NDC 0409-1163-01</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Abbott</td><td>NDC 5260-04-05</td><td></td></tr><tr><td>Betadine Soultion&nbsp;</td><td>Purdue Pharma</td><td>25655-41-8</td><td></td></tr><tr><td>Troponina Cardíaca de Camundongo T(cTnT) ELISA</td><td>Kamiya Biomedical Company</td><td>KT-58997</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura Fina</td><td>Ferramentas de Ciência Fina</td><td>14040-10</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Fórceps</td><td>Ferramentas de Ciências Finas</td><td>11251-30</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #3 Fórceps</td><td>Ferramentas de Ciências Finas</td><td>11231-30</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Porta-agulhas</td><td>Fine Science Tools</td><td>12060-01</td><td></td></tr><tr><td>Suporte de Agulha Alongado Fino</td> Ferramentas <td>Fine Science</td><td>12005-15</td><td></td>Porta-agulhas</tr><tr><td>com Cabo Redondo</td><td>Fine Science Tools</td><td>12075-12</td><td></td></tr><tr><td>Omano Trinocular Stereoscope</td><td>Microscope.com</td><td>OM99-V6</td><td></td></tr><tr><td>SB2 Suporte de Lança com Braço Universal</td><td>Microscope.com</td><td>Tubo Traqueal V6</td><td></td></tr><tr><td>, 0,5 mm, 1/16 in Y</td><td>Kent Scientific Corp</td><td>RSP05T16</td><td></td></tr><tr><td>Sistemas de Anestesia para Roedores e Pequenos Animais</td><td>VetEquip, Inc</td><td>901807</td><td></td></tr><tr><td>4-0 sutura de seda</td><td>Sharpoint&trade; Produtos</td><td>DC-2515N</td><td></td></tr><tr><td>6-0 sutura cônica de seda</td><td>Sharpoint&trade; Produtos</td><td>DC-2150N</td><td></td></tr></tbody></table>

um modelo murino de isquemia-reperfusão, através da ligadura da artéria descendente anterior esquerda

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Infarto agudo do miocárdio ou crônica (MI) são eventos cardiovasculares, resultando em altas taxas de morbidade e mortalidade. Estabelecer os mecanismos patológicos no trabalho durante MI e desenvolvimento de abordagens terapêuticas eficazes requer metodologia para simular reproducibly a incidência clínica e refletir as alterações fisiopatológicas associadas ao MI. Aqui, nós descrevemos um método cirúrgico para induzir MI em modelos de rato que pode ser utilizado para a curto prazo de isquemia-reperfusão (I / R), bem como lesões de ligação permanente. A principal vantagem deste método é o de facilitar a localização da artéria descendente anterior esquerda (LAD) para permitir a ligação exacta desta artéria para induzir isquemia no ventrículo esquerdo do coração do rato. Posicionamento preciso da ligadura sobre o LAD aumenta a reprodutibilidade do tamanho do infarto e, portanto, produz resultados mais confiáveis. Maior precisão na colocação da ligadura vai melhorar as abordagens cirúrgicas padrão para simular MI em camundongos, thus reduzir o número de animais experimentais necessárias para estudos estatisticamente relevantes e melhorar a nossa compreensão dos mecanismos que produzem a disfunção cardíaca após IAM. Este modelo do rato de MI também é útil para o teste pré-clínico de tratamentos que visam dano miocárdico seguinte MI.

Após 24 horas de reperfusão, a análise do tamanho do infarto e da área em risco (AAR), por phthalo corante azul e cloreto de trifenil tetrazólio (TTC), ligadura da LAD pode ser confirmada pela observação de branqueamento de tecido do miocárdio distal à sutura bem como disfunção da parede anterior. A reperfusão pode ser verificado pelo retorno da cor vermelha para o tecido do miocárdio e a demonstração de alguma recuperação do anterior movimento da parede. As áreas de infarto (branco) deve se...

Nós introduzimos um método cirúrgico para induzir experimental de isquemia / reperfusão (I / R) prejuízo para simular o infarto do miocárdio (MI) em modelos de mouse que permite uma maior clareza no posicionamento da ligadura na artéria descendente anterior esquerda (LAD) para aumentar a reprodutibilidade de experimentos MI em camundongos.

Um modelo murino de isquemia-reperfusão, através da ligadura da artéria Descendente Anterior Esquerda

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

O objetivo geral deste procedimento é obstruir o fluxo sanguíneo em uma parte do coração para provocar lesão por isquemia e reperfusão. Para simular um infarto do miocárdio, isso é realizado primeiramente mediante uma toracotomia para expor a artéria descendente anterior esquerda ou LAD. Na segunda etapa, uma sutura é amarrada ao redor da LAD para interromper o fluxo sanguíneo.Em seguida, após um período isquêmico, a sutura é removida e a artéria é reperfundida com sangue. Na etapa final, a incisão cirúrgica é fechada. Por fim, a gravidade do infarto do miocárdio pode ser medida pela análise dos níveis de biomarcadores séricos e pela histologia do tecido cardíaco.A principal vantagem do nosso método existente para simular infecção por malária é que é fácil localizar o LED e posicionar o sutura corretamente. Bem, a demonstração visual é muito importante porque as manipulações são muito difíceis de aprender, e as descrições escritas não transmitem a complexidade dessas manipulações. Este é um procedimento razoavelmente difícil, e, em geral, as pessoas têm pouca experiência com ele, tendo dificuldade em identificar o LED ou controlar sangramentos caso venham a ocorrer durante o procedimento.Bem, uma das implicações é que essa abordagem pode ser usada para testar compostos terapêuticos quanto à sua eficácia no tratamento do infarto do miocárdio. Como um modelo animal precisa ser utilizado nessas abordagens para permitir a medição eficaz, começo colando um pedaço de seda cirúrgica quente, com pelo menos 10 centímetros de comprimento, em uma plataforma cirúrgica. Em seguida, passo a sutura ao redor dos incisivos superiores anteriores do camundongo anestesiado, puxo o animal com firmeza, e depois fixo a cauda à plataforma e as patas aos lados do corpo do animal.Após limpar os locais cirúrgicos depilados com Betadine e álcool, posicione a plataforma com a cabeça do camundongo voltada para a extremidade da bancada e faça uma incisão cervical mediana de 0,5 centímetro na pele. Separe os lobos da glândula tireoide em sua ínsua para expor o músculo Esternóideos, onde a traqueia pode ser vista sob o músculo. Em seguida, remova a agulha interna de um trocarte de calibre 18 e, com uma das mãos, mova levemente para cima a língua do camundongo utilizando uma pinça curva.Localize a traqueia através da incisão cutânea cervical e, em seguida, use a outra mão para inserir suavemente o tubo de intubação com trocarte até que ele seja visualizado dentro da traqueia. Agora, configure um respirador animal fornecendo 2% de isoflurano em oxigênio com uma taxa de fluxo de 0,4 litros por minuto para proporcionar ventilação artificial ao animal, utilizando um conector em formato de Y modificado para ligar o tubo de intubação ao ventilador; a posição correta do tubo traqueal pode ser confirmada pela expansão torácica simétrica. Remova a fita da cauda e vire o camundongo suavemente para posicioná-lo em decúbito lateral direito para a cirurgia subsequente.Em seguida, prenda novamente a cauda e as patas à plataforma com fita adesiva para realizar a toracotomia. Primeiro, faça uma incisão oblíqua com aproximadamente um centímetro de comprimento e dois milímetros de distância da borda esternal esquerda, na direção onde a pata dianteira esquerda se encontra com o corpo. Aproximadamente um a dois milímetros abaixo do ponto onde a pata e o corpo se unem.A veia torácica superficial está próxima a este local, e o corte deve ser feito de modo que a extremidade lateral da incisão chegue até a veia, mas sem cortá-la. Corte o músculo torácico para expor as costelas subjacentes, tomando cuidado para evitar lesão acidental do vaso.Em seguida, abra a cavidade torácica com uma incisão de seis a oito milímetros no terceiro espaço intercostal, a pelo menos dois milímetros da borda esternal, onde se localiza a artéria torácica interna, tomando cuidado para não danificar a artéria. A seguir, insira afastadores torácicos caseiros na incisão e puxe suavemente para trás, alargando a incisão até atingir de oito a dez milímetros de largura. Tomando cuidado para evitar o pulmão, o coração agora deverá estar parcialmente visível sob os pulmões.Use a pin&ccedil;a curva para levantar suavemente o peric&aacute;rdio, separ&aacute;-lo e, em seguida, deslizar o tecido para tr&aacute;s do afastador. Agora, use um microsc&oacute;pio de disseca&ccedil;&atilde;o para localizar a art&eacute;ria coron&aacute;ria descendente anterior esquerda, ou LAD, que percorre o meio da parede card&iacute;aca desde perto do &aacute;pice do cora&ccedil;&atilde;o at&eacute; o ventr&iacute;culo esquerdo e aparece vermelha brilhante e fortemente puls&aacute;til na superf&iacute;cie do cora&ccedil;&atilde;o. &Agrave;s vezes, a veia card&iacute;aca &eacute; confundida com a LAD, contudo uma ilumina&ccedil;&atilde;o adequada pode ajudar a distinguir os dois vasos.Se a iluminação for muito intensa, pode ser difícil visualizar as diferenças de cor entre os vasos. Em seguida, coloque um fragmento de algodão de um a dois milímetros entre o átrio esquerdo e o ventrículo esquerdo. Para levantar o átrio esquerdo e ajudar a expor a artéria descendente anterior (LAD) e esclarecer sua posição, utilize o tronco pulmonar para identificar o orifício esquerdo, segure o coração no lugar e, para facilitar a amarração do ligadura, aplique pressão suavemente logo abaixo do ponto pretendido para a ligadura, cerca de dois milímetros abaixo da ponta do orifício esquerdo.Em seguida, use uma agulha cônica para passar um fio de seda 6-0 sob a artéria descendente anterior (LAD), tomando cuidado para não penetrar na câmara do ventrículo esquerdo nem danificar a LAD. Faça um nó duplo frouxo com o fio, deixando uma alça de diâmetro de dois a três milímetros. Em seguida, introduza um pedaço de tubo PE 10 com dois a três milímetros de comprimento através da alça e aperte a alça ao redor da artéria e do tubo.Fixe o laço fazendo um nó corrediço adicional, tomando cuidado para não danificar a parede do ventrículo. Confirme a oclusão da artéria descendente anterior (LAD) verificando o aparecimento de uma coloração pálida ou alteração na parede anterior do ventrículo esquerdo, o que deve ocorrer dentro de alguns segundos após a ligadura. Em seguida, remova o afastador e prenda a pele com um grampo bulldog para fechar temporariamente a ferida após o período de isquemia, remova o grampo bulldog e insira os afastadores torácicos para expor o ligadura.Em seguida, desamarre o nó e remova o tubo de PE 10. Após 15 a 20 segundos, confirme a reperfusão observando o retorno da coloração vermelho-rosada na parede anterior do ventrículo esquerdo. Por fim, para fechar a cavidade torácica, feche a incisão no terceiro espaço intercostal com quatro pontos de seda autógena, tomando cuidado para manter os pulmões afastados do fio enquanto der os nós dos pontos.Aplicar leve pressão sobre o tórax com o porta-agulha para minimizar qualquer ar que possa estar aprisionado na cavidade torácica. Em seguida, utilizar pontos contínuos de seda autógena 4-0 para fechar todas as camadas musculares do tórax e, depois, usar pontos de náilon para fechar a pele com outro ponto contínuo. Quando a sutura estiver concluída, interromper o fluxo de isoflurano enquanto o oxigênio continua a fluir.Em seguida, após monitorar cuidadosamente o animal até que ele retome um padrão respiratório normal, extubar o camundongo, removendo o tubo lentamente para evitar aspiração de qualquer secreção da cavidade oral. A aplicação do corante azul evans permite identificar a região do coração onde ocorre a oclusão da artéria descendente anterior esquerda (LAD), enquanto os corações que não são corados com o corante azul mostram apenas a área de infarto após 24 horas de reperfusão. As áreas brancas devem ser distinguíveis das áreas em risco, em vermelho, e das áreas sem risco.Em azul, os tamanhos dos infartos dependem da duração da isquemia. Importante, os níveis cardíacos de troponina I são baixos em animais submetidos a cirurgia simulada, que passam por todos os procedimentos cirúrgicos exceto isquemia e reperfusão, em comparação com animais que sofrem infarto do miocárdio. Isso indica que a cirurgia simulada não produz patologia cardíaca significativa, enquanto a lesão por isquemia e reperfusão é suficiente para provocar o aumento desse biomarcador amplamente utilizado para infarto do miocárdio.Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como realizar uma cirurgia sobrevivente em camundongos para simular a infecção por malária. Após este procedimento, outros métodos, como a coloração histológica do coração, podem ser realizados para determinar o tamanho do infarto e a eficácia de diferentes terapias. É importante lembrar que, por se tratar de um procedimento invasivo, é necessário gerenciar adequadamente a dor e o estresse, sendo fundamental controlar a dor com analgésicos de acordo com as diretrizes locais, as diretrizes institucionais e as diretrizes nacionais. Um ponto importante a lembrar para este experimento é planejá-lo de forma a responder à sua pergunta específica.Por exemplo, se for necessário obter um infarto grave, pode ser preciso prolongar o período isquêmico durante a cirurgia.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Este vídeo demonstra como usar um modelo rápido e confiável para o estudo de processos Pathobiological e fisiopatológicas da isquemia miocárdica.

LAD Ligadura: Um Modelo murino de Infarto do Miocárdio

Numerosas manipulações genéticas e / ou injeções intramiocárdica de genes, proteínas, células e / ou biomateriais são sobrepostos sobre a dimensão do tempo em estudos de lesão de isquemia / reperfusão aguda e crônica em camundongos remodelação. Este vídeo ilustra os procedimentos de microcirurgia para isquemia / reperfusão, ligadura da artéria coronária permanente, e estudos de injeção intramiocárdica.

Ligadura da artéria coronária e injeção intramiocárdica em um modelo murino de infarto

O procedimento cirúrgico utilizado para induzir o enfarte do miocárdio experimental em ratos começa com toracotomia esquerda entre a terceira e quarta das nervuras, a fim de visualizar a superfície anterior do coração e do pulmão esquerdo. A artéria coronária esquerda é ligada, a caixa é fechada e o rato é deixado a recuperar-se espontaneamente.

Técnica modificada para ligação da artéria coronária em ratos

Neste vídeo, descrevemos um procedimento cirúrgico para gerar um modelo de infarto do miocárdio em camundongos ligando permanentemente a artéria coronária descendente anterior.

Gerando Modelo Murino de Infarto do Miocárdio: Um Procedimento Cirúrgico para Ligadura Permanente da Artéria Coronária Descendente Anterior em Modelo de Camundongo

A insuficiência cardíaca é a principal causa de hospitalização e uma das principais causas de mortalidade. Um modelo de ligadura permanente da artéria coronária descendente anterior em camundongos é aplicado para investigar o remodelamento ventricular e a disfunção cardíaca pós-infarto do miocárdio. A técnica de medidas hemodinâmicas invasivas em camundongos é apresentada.

A ligação permanente da artéria coronária descendente anterior esquerda em Ratos: Um Modelo de Remodelação pós-infarto do miocárdio e insuficiência cardíaca

Fornecemos um método confiável para ligadura da artéria descendente anterior (DA) em um modelo de camundongo. Este método é comparativamente menos invasivo do que outros métodos, envolvendo intubação endotraqueal, abordagem de toracotomia do lado esquerdo e toracocentese. Este método pode ser usado como modelo para infarto agudo do miocárdio (IM) agudo e crônico.

Murino Descendente Anterior Esquerda (LAD) ligação da artéria coronária: um modelo melhorado e simplificado para Infarto do Miocárdio

Nisto nós descrevemos um procedimento cirúrgico que mostra como conseguir a ligadura permanente da artéria coronária descendente esquerdo-anterior nos ratos. Este modelo é de grande relevância para investigar a fisiopatologia do infarto do miocárdio e os processos biológicos concomitantes.

Modelo de infarto do miocárdio murino usando ligadura permanente da artéria coronária descendente anterior esquerda

Descrevemos um método simples e reprodutível que pode induzir infarto do miocárdio ou lesão de isquemia-reperfusão miocárdica em camundongos por ligadura precisa da artéria coronária descendente anterior esquerda através de micromanipulação.

Indução de Infarto do Miocárdio e Lesão de Isquemia-Reperfusão Miocárdica em Camundongos

Apresenta-se aqui um procedimento cirúrgico para ligadura permanente da artéria coronária esquerda em camundongos. Este modelo pode ser utilizado para investigar a fisiopatologia e a resposta inflamatória associada após o infarto do miocárdio.

Laqueadura da Artéria Coronária Esquerda: Um Modelo Murino Cirúrgico de Infarto do Miocárdio

Aqui nós descrevemos o procedimento detalhado de isquemia e reperfusão em ratos que resulta em lesão reprodutível sem mortalidade para incentivar a padronização da técnica em todo o campo. Este modelo de lesão por isquemia-reperfusão intestinal pode ser utilizada para estudar os mecanismos celulares e moleculares da lesão e da regeneração.

Modelo murino de isquemia-reperfusão

Aprenda a induzir lesão de isquemia/reperfusão em camundongos através da ligadura precisa da artéria descendente anterior esquerda. Este método cirúrgico aprimora a reprodutibilidade de modelos experimentais de infarto do miocárdio.

Um modelo murino de isquemia-reperfusão, através da ligadura da artéria Descendente Anterior Esquerda

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