Name: Implantação de Veia Cava Inferior interposição de enxerto no Rato Modelo (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-04T14:15:00.000+00:00
Duration: 12 min 39 s
Description: Aprenda a implantar enxertos vasculares tecidualmente engenheirados na veia cava inferior de ratos. Este método demonstra técnicas microcirúrgicas para estudar formação de neotecido e integração celular in vivo.

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Este trabalho foi financiado, em parte, por uma concessão do NIH (RO1 HL098228) para CKB.

NOTA: Todos os procedimentos com animais foram aprovados pelo Comitê Institucional Hospital Animal Care e Use do Nationwide Children. 1. Graft Manufacturing <ol><li> Tornar a solução ε-caprolactona e L-lactido copolímero P (AL / CL) por adição de 100 mg P (AL / CL) em 2 ml de dioxano sob uma coifa. Colocar a solução em um vórtice e misturar continuamente durante 1-1,5 horas para dissolver completamente. </li><li> Enquanto isso, retire a folha de ácido poliglicólico (PGA) senti do freezer e cortar várias seções 5 x 8 mm. Também cortou a ponta de uma pipeta mL 0,1-10 logo acima do filtro. </li><li> Inserir uma agulha 19 G (1,5 comprimento) na extremidade distal de uma ponta de pipeta e enrole o PGA sentiu ao redor da agulha usando micro fórceps. </li><li> Cuidadosamente empurre o feltro para a extremidade distal da ponta de pipeta, em que o lúmen é mais reto do que a parte proximal, usando uma agulha 18 G romba, enquanto a agulha G 19, é inserida no mesmo. </li><li> PipetaSolução de 40 ul de P (CL / LA) para a ponta da pipeta a partir do topo. Saturar o PGA sentida com a solução. Em seguida, empurre as bolhas de ar, utilizando um dispensador de pipeta. Repita esse processo, se necessário. </li><li> Colocar enxertos em um tubo de 50 ml e colocá-lo em um congelador a -80 ° C durante 20 min. Certifique-se que a cabeça das agulhas voltada para baixo. </li><li> Transferir o tubo para um liofilizador e vácuo durante 24 horas. Certifique-se de abrir a tampa do tubo de ter fluxo de ar. </li><li> Retire os enxertos e removê-los das agulhas. Cortar ambas as extremidades do enxerto deixando uma secção de ~ 5 mm e colocá-los de volta para as agulhas para manter a sua forma. Manter os enxertos num exsicador. </li><li> Coloque o andaime sob luz UV em um biossegurança capô O / N antes da semeadura de células. </li></ol> 2. Medula Óssea Mononuclear colheita de células e isolamento <ol><li> Eutanásia os ratos com uma sobredosagem de cetamina / xilazina (cetamina 200 mg / kg e xilazina, 20 mg / kg). </li><li> Retire os ossos (fêmur umd tíbias) a partir de 3 camundongos por 10 implantações de enxerto e coloque em uma placa de Petri com 10 cc RPMI. Corte ambas as extremidades dos ossos e da medula óssea nivelada, utilizando uma seringa com uma agulha de 25 G em uma nova placa de Petri com 3 cc RPMI. Recolha de medula óssea e solução de RPMI em um tubo de 15 cc e lava-se a placa de Petri com meio RPMI de 2 cc adicionais para recolher o remanescente da BM. </li><li> Tome amostra (5-10 mL) e contagem de células utilizando um contador de células automatizado ou hemocitômetro. Anote o resultado. </li><li> Colocar 5 ml de Ficoll em um tubo de centrífuga de 15 cc e adicionar medula óssea e solução de RPMI. Adicionar a solução muito cuidadosamente para evitar que a mistura com Ficoll. </li><li> Centrifugar a 528 xg por 30 minutos com &quot;NO FREIO&quot; a 24 ° C. </li><li> Retire a camada rosa superior. Recolhe-se o meio clara camada Figura 1, que é a camada de EMN, e diluir com PBS 01:01. </li><li> Centrifugar a solução diluída de MNC a 528 xg durante 10 min a 24 ° C. </li><li> Remover o sobrenadante e dilute a pelota com 5 ml de PBS. </li><li> Centrifugar a solução do agregado a 528 xg durante 10 min a 24 ° C. </li><li> Remover o sobrenadante. Diluir o sedimento com o volume apropriado de meio RPMI (~ 200 mL). </li><li> Tomar uma amostra mL 5-10 e contagem de células utilizando um contador de células automatizado ou hemocitômetro. Anote o resultado. Repetir a contagem de células mais uma vez e calcular o número médio de célula. </li><li> Dilui-se a concentração das células para um milhão células/10 ul usando RPMI. </li></ol> 3. Sementeira celular <ol><li> Andaime Prewet pela adição de 5 mL RPMI luminally por 5 min, em seguida, retire RPMI. </li><li> Adicionar 10 mL de medula óssea derivados mono células nucleares em RPMI a partir do Passo 2,12 a lúmen andaime e aguarde 10 minutos para permitir que as células para anexar para o cadafalso. </li><li> Cortar uma agulha 19 G 1 cm de comprimento e colocar a agulha para dentro do lúmen do andaime para manter a forma do andaime. Coloque a amostra em uma placa de 24 poços. &lt;/ Li&gt; <li> Adicionar 1000 mL de RPMI a cada poço e incubar S / N na incubadora. </li></ol> 4. Graft Implantation <ol><li> Autoclave todos os instrumentos cirúrgicos antes da cirurgia: 1x tesoura fina, micro fórceps 3x, pinças vasculares micro 2x, braçadeira 1x fórceps de aplicação, suporte da agulha micro 1x, tesoura primavera 1x, 1x afastador. </li><li> 6-8 semanas de idade do sexo feminino C57BL / 6 são usados ​​como engenharia de tecidos receptores de enxertos vasculares. Remover o rato da sua gaiola e pesá-lo, em seguida, através de anestesiar uma injecção intraperitoneal no quadrante inferior direito do abdómen com um cocktail de cetamina / xilazina (cetamina 100 mg / kg e xilazina, 10 mg / kg). O cetoprofeno (5 mg / kg, IP) é usado como um analgésico de pré-anestesia. </li><li> Verifique o nível de sedação por beliscar conto, em seguida, prenda o cabelo abdominal. Lubrifique os olhos com pomada oftálmica estéril, e coloque o mouse em uma posição de decúbito dorsal sobre uma almofada. Desinfetar o abdômen com Betadine e álcool pads. CoVer o mouse com um campo estéril e expor apenas a área da incisão. </li><li> Faça uma laparotomia mediana incisão abaixo do xifóide até a região suprapúbica, e inserir um afastador auto-retenção. Enrole os intestinos em salina umedecido gaze. Sem rodeios definir a aorta infra-renal e veia cava. </li><li> Coloque duas pinças vasculares micro em ambos os lados proximal e distal da aorta ea veia cava, em seguida, sem rodeios separar a aorta da veia cava Transecto veia cava. Se necessário, ligadura dos ramos da aorta abdominal com 10-0 suturas monofilamento as agulhas cônicos. </li><li> Implantar uma veia cava inferior, com interposição de enxerto extremidade proximal e distal à anastomose de acabar usando uma estéril 10-0 sutura. Apare o enxerto, geralmente 1-2 mm, dependendo da anatomia do mouse. Fixar o enxerto com um ponto em ambas extremidades proximais e distais e iniciar a sutura contínua com 4-5 stiches do outro lado do enxerto. Depois de terminar a parte da frente, vire as braçadeiras e enxertospara o outro lado e suturar o lado de trás do enxerto. Durante a implantação, lave o enxerto com solução de heparina com frequência para prevenir a trombose aguda. </li><li> Retirar a braçadeira proximal e controlar a hemorragia através da aplicação de um agente hemostático estéril absorvível tópica. Quando a hemorragia parar completamente, retirar a pinça distai e controlar a hemorragia da mesma maneira. Faça fluxos sanguíneos certeza através do enxerto. </li><li> Feche a musculatura abdominal e pele em duas camadas usando uma sutura de monofilamento 6-0 poliamida preto com agulha rosqueada incluído. </li><li> Injetar 0,5 ml por via subcutânea de solução salina e coloque o rato em uma gaiola de recuperação em um bloco de aquecimento até que o mouse é totalmente móvel. Após a recuperação, o retorno do mouse para uma nova gaiola com roupa de cama de papel. Dar medicação para dor (Ibuprofeno, 30 mg / kg, a água potável) para 48 horas. </li></ol>

<ol><li>Heart Association, A. merican <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+Disease+and+Stroke+Statistics%E2%80%942012+Update%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart Disease and Stroke Statistics—2012 Update.</a> Circulation. 125, (2012).</li>
<li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creation+Of+Viable+Pulmonary+Artery+Autografts+Through+Tissue+Engineering%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Creation Of Viable Pulmonary Artery Autografts Through Tissue Engineering.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 115, 536-546 (1998).</li>
<li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Late-term+results+of+tissue-engineered+vascular+grafts+in+humans%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Late-term results of tissue-engineered vascular grafts in humans.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 139, 431-436 (2010).</li>
<li>Shin'oka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Midterm+clinical+result+of+tissue-engineered+vascular+autografts+seeded+with+autologous+bone+marrow+cells%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Midterm clinical result of tissue-engineered vascular autografts seeded with autologous bone marrow cells.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 129, 1330-1338 (2005).</li>
<li>Brennan, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+vascular+grafts+demonstrate+evidence+of+growth+and+development+when+implanted+in+a+juvenile+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered vascular grafts demonstrate evidence of growth and development when implanted in a juvenile animal model.</a> Ann Surg. 248, 370-377 (2008).</li>
<li>Roh, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Construction+of+an+autologous+tissue-engineered+venous+conduit+from+bone+marrow-derived+vascular+cells%3A+optimization+of+cell+harvest+and+seeding+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pediatric+Surgery%22%5BJournal%5D)">Construction of an autologous tissue-engineered venous conduit from bone marrow-derived vascular cells: optimization of cell harvest and seeding techniques.</a> Journal of Pediatric Surgery. 42, 198-202 (2007).</li>
<li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+vascular+grafts+form+neovessels+that+arise+from+regeneration+of+the+adjacent+blood+vessel%5BTitle%5D)+AND+%22The+FASEB+Journal%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered vascular grafts form neovessels that arise from regeneration of the adjacent blood vessel.</a> The FASEB Journal. 25, 2731-2739 (2011).</li>
<li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+critical+role+for+macrophages+in+neovessel+formation+and+the+development+of+stenosis+in+tissue-engineered+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22The+FASEB+Journal%22%5BJournal%5D)">A critical role for macrophages in neovessel formation and the development of stenosis in tissue-engineered vascular grafts.</a> The FASEB Journal. 25, 4253-4263 (2011).</li>
<li>Naito, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+Natural+History+of+Extracellular+Matrix+Production+in+Tissue-Engineered+Vascular+Grafts+during+Neovessel+Formation%5BTitle%5D)+AND+%22Cells+Tissues+Organs%22%5BJournal%5D)">Characterization of the Natural History of Extracellular Matrix Production in Tissue-Engineered Vascular Grafts during Neovessel Formation.</a> Cells Tissues Organs. 195, 60-72 (2012).</li>
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<li>Mirensky, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+vascular+grafts%3A+does+cell+seeding+matter%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pediatric+Surgery%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered vascular grafts: does cell seeding matter.</a> Journal of Pediatric Surgery. 45, 1299-1305 (2010).</li>
<li>Roh, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+vascular+grafts+transform+into+mature+blood+vessels+via+an+inflammation-mediated+process+of+vascular+remodeling%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered vascular grafts transform into mature blood vessels via an inflammation-mediated process of vascular remodeling.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 4669-4674 (2010).</li>
<li>Mirensky, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+arterial+grafts%3A+long-term+results+after+implantation+in+a+small+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pediatric+Surgery%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered arterial grafts: long-term results after implantation in a small animal model.</a> Journal of Pediatric Surgery. 44, 1127-1133 (2009).</li>
<li>Lee, Y. U., Naito, Y., Kurobe, H., Breuer, C. K., Humphrey, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biaxial+mechanical+properties+of+the+inferior+vena+cava+in+C57BL%2F6+and+CB-17+SCID%2Fbg+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomechanics%22%5BJournal%5D)">Biaxial mechanical properties of the inferior vena cava in C57BL/6 and CB-17 SCID/bg mice.</a> Journal of Biomechanics. 46, 2277-2282 (2013).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

O modelo de rato de TEVG é uma ferramenta valiosa para estudar os mecanismos celulares e moleculares da formação neotissue e o desenvolvimento de estenose. O semeado BM-MNC foi mostrado em ambas as imagens histológicas e SEM das células semeadas sobre o enxerto 11. Eficiência sementeira celular também foi demonstrado utilizando um ensaio de ADN 7. Utilizando este sistema modelo, mostrou que a sementeira de células, reduz a incidência do desenvolvimento de estenose TEVG, que foi o modo principal de ...

As cardiopatias congênitas são doenças graves que afetam cerca de 8% dos nascidos vivos nos Estados Unidos. Aproximadamente 25% desses recém-nascidos com defeitos cardíacos congênitos ou 2,4 por 1.000 nascidos vivos, necessitam de tratamento invasivo no primeiro ano de sua vida 1. O tratamento mais eficaz para a doença cardíaca congênita é a cirurgia reconstrutiva. Infelizmente, as complicações decorrentes da utilização de condutas vasculares actualmente disponíveis são a causa mais importante de morbidade e mortalidade no pós-operatório. Para resolver este problema, desenvolvemos os primeiros da engenharia de tecidos enxertos vasculares (TEVGs) para uso clínico 2. TEVGs foram construídos a partir de tubos de poliéster biodegradável semeados com medula óssea autólogo de células derivadas de mononucleares (BM-PTM) e implantados como canais venosos para cirurgia cardíaca congênita. Os resultados mostraram excelentes taxas de permeabilidade em 1-3 anos de follow-up, mas com significativa incidência de estenose <saté&gt; 3,4. Ficou claro que era necessária uma melhor compreensão da formação neotissue vascular eo mecanismo subjacente ao desenvolvimento de estenose TEVG. A fim de compreender melhor o desenvolvimento de TEVGs e o mecanismo do desenvolvimento de estenose, um modelo de ovino foi criado 5,6. Neste modelo, os TEVGs transformado com sucesso em vasos de vida e foram semelhantes em ambos morfologia e função das veias nativas. Este uso de um modelo animal de grande porte foi um bom primeiro passo na prestação de informações pré-clínica importante que ajudou o uso clínico de TEVGs. No entanto, a plena compreensão dos mecanismos celulares e moleculares da formação neotissue vascular em TEVGs usando grandes modelos animais é limitada devido às limitações na caracterização molecular de fenótipos celulares vasculares devido à falta de espécies ferramentas moleculares específicos. Para superar essas limitações, um modelo murino de TEVGs foi desenvolvido em razão do rápido avanço na genética do rato e sua extensa moleculaCaracterização r, com a vantagem adicional de uma escala de tempo encurtado. O modelo murino de interposição IVC fielmente recapitulado o processo de formação Neovaso formado que ocorre em animais de grande porte e seres humanos, mas ao longo de um curso de tempo muito mais curto de 6-9. Aqui, um protocolo detalhado para a fabricação de enxerto de pequena escala utilizando matrizes biodegradáveis, foram descritos colheita BM-MNC e isolamento, BM-MNC semeadura no andaime, e implantação de enxerto no modelo murino.

<table><tbody><tr><td>Ácido poliglicólico (PGA) feltro</td><td>Biomedical Structures</td><td></td><td>Custome encomendou</td></tr><tr><td>ponta de pipete, 0,1-10 &mu; l&nbsp;</td><td>Fisher Sientific</td><td>02-707-456</td><td></td></tr><tr><td>Liofilizador</td><td>Labconco</td><td>7070020</td><td></td></tr><tr><td>RPMI medium 1604</td><td>Gibco</td><td>11875-093</td><td></td></tr><tr><td>Placa de Petri</td><td>BD</td><td>353003</td><td></td></tr><tr><td>placa de 24 poços</td><td>Corning</td><td>3526</td><td></td></tr><tr><td>tubo de 15 cc&nbsp;</td><td>BD</td><td>352096</td><td></td></tr><tr><td>Ficoll</td><td>Sigma</td><td>10831-100ml</td><td>Também chamado de 'Histopaque'DPBS</td></tr> <tr><td></td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>Cortador de osso Littauer 4.5" Reto</td><td>Roboz</td><td>RS-8480</td><td>Para BM colheita</td></tr><tr><td>Fórceps 4.5"</td><td>Roboz</td><td>RS-8120</td><td>Para BM colheita</td></tr><tr><td>Tesoura 4.5"</td><td>Roboz</td><td>RS-5912</td><td>Para microscópio de colheita BM</td></tr><tr><td></td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>C57BL / 6J (H-2b), Fêmea</td><td>Jackson Laboratories</td><td>664</td><td>8-12 semanas</td></tr><tr><td>Injeção de cloridrato de cetamina</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-2053</td><td></td></tr><tr><td>Solução estéril de xilazina</td><td>Akorn Inc.</td><td>NADA# 139-236</td><td></td></tr><tr><td>Cetoprofeno</td><td>Fort Dodge Saúde Animal</td><td>NDC 0856-4396-01</td><td></td></tr><tr><td>Ibuprofeno</td><td>PrecisionDose</td><td>NDC 68094-494-59</td><td></td></tr><tr><td>Heparina</td><td>sódica Sagent Pharmaceticals</td><td>NDC 25021-400</td><td></td></tr><tr><td>Solução salina (cloreto de sódio estéril a 0,9%)</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-0138-22</td><td></td></tr><tr><td>Injeção de cloreto de sódio a 0,9%</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-4888-10</td><td></td></tr><tr><td>Pomada oftálmica de petrolato</td><td>Dechra Produtos Veterinários</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Almofadas de preparação de iodo</td><td>Triad Disposables, Inc.</td><td>NDC 50730-3201-1</td><td></td></tr><tr><td>Almofadas de preparação de álcool</td><td>McKesson Corp.</td><td>NDC 68599-5805-1</td><td></td></tr><tr><td>Aplicadores com ponta de algodão</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-118</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura fina</td><td>FST</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Pinça Micro-adson</td><td>FST</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Pinça de aplicação de pinça</td><td>FST</td><td>00072-14</td><td></td></tr><tr><td>S& T Grampo vascular</td><td>FST</td><td>00396-01</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura de mola</td><td>FST</td><td>15008-08</td><td></td></tr><tr><td>Afastadores Colibri</td><td>FST</td><td>17000-04</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 fórceps</td><td>FST</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 - pinça fina</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 fórceps</td><td>FST</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Porta-agulhas Tish/ fórceps</td><td>Micrins</td><td>MI1540</td><td></td></tr><tr><td>Sutura de monofilamento de poliamida preta, 10-0</td><td>AROSurgical Instruments Corporation</td><td>TI638402</td><td>Para sutura do enxerto</td></tr><tr><td>Sutura de monofilamento de poliamida preta, 6-0</td><td>AROSurgical Instruments</td><td>SN-1956</td><td>Para musculatura e fechamento da pele</td></tr><tr><td>Esponjas não tecidas</td><td>McKesson Corp.</td><td>94442000</td><td></td></tr><tr><td>Hemostático absorvível</td><td>Ethicon</td><td>1961</td><td></td></tr><tr><td>Seringa de 1 ml</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Seringa de 3 ml</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>Seringa de 10 ml</td><td>BD</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>18 G 1,5 pol., Agulha</td><td>BD</td><td>305190</td><td></td></tr><tr><td>25 G 1 pol., Agulha</td><td>BD</td><td>305125</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 pol., Agulha</td><td>BD</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Recirculador de água quente</td><td>Gaymar</td><td>TP-700</td><td></td></tr><tr><td>Almofada de aquecimento</td><td>Gaymar</td><td>TP-22G</td><td></td></tr><tr><td>Aparador</td><td>Wahl</td><td>9854-500</td><td></td></tr></tbody></table>

implantação de veia cava inferior interposição de enxerto no rato modelo

Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

Scaffolds biodegradáveis ​​semeado com células mononucleares da medula óssea (BMCS) são muitas vezes utilizados para a cirurgia reconstrutiva para tratar anomalias cardíacas congênitas. Os resultados clínicos a longo prazo mostrou excelentes taxas de permeabilidade, porém, com significativa incidência de estenose. Para investigar os mecanismos celulares e moleculares da formação neotissue vascular e prevenir o desenvolvimento de estenose em engenharia de tecidos enxertos vasculares (TEVGs), foi desenvolvido um modelo do rato do enxerto com aproximadamente 1 mm de diâmetro interno. Em primeiro lugar, os TEVGs foram montados a partir de andaimes tubulares biodegradáveis ​​fabricadas a partir de um tecido não urdido de ácido poliglicólico sentida malha revestida com ε-caprolactona e L-lactido copolímero. Os suportes foram então colocados num liofilizador, aspirado durante 24 h, e armazenado num excicador até sementeira celular. Em segundo lugar, a medula óssea foi colhida a partir de ratinhos dadores e as células mononucleares foram isoladas por centrifugação em gradiente de densidade. Em terceiro lugar, aproximadamente um milhão de células foramsemeadas num andaime e incubadas O / N. Finalmente, os andaimes sem sementes foram então implantados como infra-enxertos na veia cava de interposição em camundongos C57BL / 6. Os enxertos implantados demonstraram excelente patência (&gt; 90%) sem evidência de complicações tromboembólicas ou formação de aneurisma. Este modelo murino nos ajudará a compreender e quantificar os mecanismos celulares e moleculares da formação neotissue no TEVG.

Um esquema de implantação TEVG é mostrado na Figura 1. Medula óssea foi colhida a partir de um rato dador e células mono nucleares foram isolados usando centrifugação de densidade e em seguida semeadas num andaime biodegradável. Os andaimes semeados foram incubados O / N e implantado a um mouse destinatário como uma veia cava inferior interposição de enxerto. A figura 2 ilustra a microscopia eletrônica de varredura da PGA-P (CL / LA) andaime. O diâmetro inte...

Para melhorar o nosso conhecimento da formação neotissue celular e molecular, um modelo murino da TEVG foi recentemente desenvolvida. Os enxertos foram implantados como infra-enxertos na veia cava de interposição em camundongos C57BL / 6. Este modelo consegue resultados semelhantes aos obtidos em nossa investigação clínica, mas ao longo de um curso de tempo muito reduzido.

Implantação de Veia Cava Inferior interposição de enxerto no Rato Modelo

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. ...

O objetivo geral deste procedimento é investigar os mecanismos celulares e moleculares da formação de novo tecido e do desenvolvimento de estenose em enxertos vasculares bioengenheirados. Primeiro, scaffolds tubulares biodegradáveis são montados por meio do revestimento de uma malha de fieltro não tecido de ácido poliglicólico com um copolímero de épsilon-caprolactona e L-lactídeo. Os próximos passos consistem em colher medula óssea e isolar as células mononucleares por meio de centrifugação em gradiente de densidade.Em seguida, aproximadamente 1 milhão de células são semeadas no suporte e incubadas durante a noite. O passo final é implantar o suporte semeado como enxerto de interposição na veia cava inferior. Em última análise, os resultados podem demonstrar infiltração celular e deposição de matriz extracelular no enxerto vascular produzido por engenharia tecidual por meio de imunohistoquímica.As implicações dessa técnica são compreender melhor o que causa a formação de estenose em enxertos vasculares tecidualmente engenheirados e, em seguida, utilizar essas informações para projetar um enxerto vascular tecidualmente engenheirado aprimorado. A partir do nosso estudo clínico, desc

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Research

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Medicine

Medicina

O rato modelo de transplante cardíaco heterotópico tem sido comprovada por muitos pesquisadores de ser um método importante para o estudo dos mecanismos de rejeição e de resposta imune. No entanto, as técnicas envolvidas são ainda um desafio. Ao modificar as técnicas padrão que temos tido sucesso com mais de 1.000 transplantes.

Transplante cardíaco heterotópico em ratos

De modo a compreender os mecanismos celulares e moleculares subjacentes neotissue formação e desenvolvimento de estenose em válvulas cardíacas de engenharia de tecidos, foi desenvolvido um modelo murino de transplante heterotópico de válvula cardíaca. A válvula cardíaca pulmonar foi transplantado para destinatário usando o coração técnica de transplante heterotópico.

O transplante de válvula pulmonar Usando um modelo do rato de Heterotópica Transplante de Coração

A técnica do manguito encurta e facilita o modelo de transplante cardíaco cervical heterotópico em camundongos, evitando anastomoses de sutura tecnicamente desafiadoras de pequenos vasos. Os detalhes técnicos mostrados neste vídeo devem permitir que as pesquisas estabeleçam esse modelo em seus laboratórios.

Heterotopic Cervical Transplante Cardíaco em Ratos

Este vídeo demonstra um modelo para estudar o desenvolvimento de hiperplasia miointimal após cirurgia de interposição venosa em ratos.

Veia Interposição Modelo: Um modelo adequado para estudar Bypass Graft Perviedade

O presente protocolo visa criar experimentalmente hiperplasia intimal venosa submetendo veias à pressão arterial arterial para o desenvolvimento de estratégias para atenuar a hiperplasia intimal venosa após cirurgia de revascularização usando enxertos venosos.

Um modelo de interposição venosa de coelho imitando cirurgia de revascularização usando enxertos de veia para avaliar hiperplasia intimal sob pressão arterial

Uma nova técnica para reconstrução do circuito sanguíneo em um modelo de transplante de coração de camundongo heterotópico é demonstrada.

Reconstrução do circuito sanguíneo em um modelo de transplante de coração de rato abdominal

Modelos de transplante cardíaco de camundongos representam valiosas ferramentas de pesquisa para o estudo da imunologia do transplante. O presente protocolo detalha o transplante cardíaco cervical heterotópico de camundongos que envolve a colocação de manguitos na artéria carótida comum do receptor e no tronco da artéria pulmonar do doador para permitir o fluxo sanguíneo laminar.

Transplante cardíaco cervical heterotópico de camundongo utilizando manguitos vasculares

Este protocolo fornece informações técnicas para a reconstrução de vasos usando a técnica do manguito no transplante hepático ortotópico de camundongos.

Reconstrução Vascular com a Técnica do Manguito no Transplante Hepático Ortotópico de Camundongo

Aqui, é apresentado um protocolo para o implante de um enxerto vascular de engenharia tecidual na artéria carótida de camundongo usando a técnica do manguito, fornecendo um modelo animal adequado para investigar os mecanismos de regeneração do tecido vascular.

Implante de enxerto vascular de engenharia de tecidos na artéria carótida de camundongo via técnica de manguito

Apresentamos um modelo reprodutível de camundongo de alotransplante composto vascularizado de membros posteriores para pescoço, heterotópico. Esse protocolo supermicrocirúrgico, envolvendo anastomoses de vasos de 0,3 a 0,5 mm, integra guiagem com filamento de náilon e algemamento venoso. Ela oferece uma plataforma confiável para estudos translacionais sobre tolerância, lesões por isquemia-reperfusão e mecanismos imunológicos em alotransplante composto vascularizado.

Transplante Heterotópico de Membro Posterior para Pescoço no Camundongo: Um Modelo Supermicrocirúrgico de Alotransplante Composto Vascularizado

Aprenda a implantar enxertos vasculares tecidualmente engenheirados na veia cava inferior de ratos. Este método demonstra técnicas microcirúrgicas para estudar formação de neotecido e integração celular in vivo.

Implantação de Veia Cava Inferior interposição de enxerto no Rato Modelo

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