Name: O transplante de válvula pulmonar Usando um modelo do rato de Heterotópica Transplante de Coração (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 56 s
Description: Aprenda o transplante heterotópico de válvula pulmonar em modelo murino para estudar formação de neotecido e estenose em valvas cardíacas. Este método permite análises moleculares detalhadas com reagentes específicos.

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Este trabalho foi financiado, em parte, por uma concessão do NIH (RO1 HL098228) para CKB.

Nota: Todos os procedimentos com animais foram aprovados pelo Comitê Institucional Hospital Animal Care e Use do Nationwide Children. 1. Pulmonar Válvula Cardíaca Colheita de um doador de válvula do coração mouse <ol><li> Autoclave todos os instrumentos cirúrgicos antes da cirurgia: 1x tesoura fina, micro fórceps 3x, pinças vasculares micro 2x, braçadeira 1x fórceps de aplicação, suporte da agulha micro 1x, tesoura primavera 1x, 1x afastador. </li><li> Um 6-8 semanas de idade fêmea C57BL / 6 de rato é usado como um doador de válvula cardíaca pulmonar. Remover o rato da sua gaiola e pesá-lo, em seguida, a eutanásia com um cocktail de cetamina / xilazina (cetamina 200 mg / kg e xilazina, 20 mg / kg, IP) sobredosagem. </li><li> Clipe da área do peito e coloque o mouse em uma posição de decúbito dorsal sobre uma almofada. Em seguida, fazer a toracotomia. Expor o coração, fazer um pequeno corte no átrio direito, e aspergir o ventrículo esquerdo com gelo salina fria. </li><li> Sem rodeios dissecção da artéria pulmonar (AP) a partir da ascensão de umorta. Cortar a válvula pulmonar (PV), juntamente com dois milímetros punho da artéria pulmonar. Elimine o resto do coração. </li><li> Armazenar o PV em heparina frio e solução salina (100 unidades / ml). Nota: O PV pode ser mantido na solução durante duas horas antes do transplante para o coração de dador. </li></ol> 2. Preparação coração doador <ol><li> Um 6-8 semanas de idade fêmea C57BL / 6 de rato é usado como um doador de coração. Remover o rato da sua gaiola e pesá-lo, em seguida, a eutanásia com um cocktail de cetamina / xilazina (cetamina 200 mg / kg e xilazina, 20 mg / kg, IP) sobredosagem. Este é um procedimento terminal. </li><li> Clipe da área do peito e coloque o mouse em uma posição de decúbito dorsal sobre uma almofada. Em seguida, fazer a toracotomia. Sem rodeios separar o coração, veia cava inferior (VCI), veia cava superior (VCS), aorta ascendente, PA, e veia pulmonar. Perfundir da VCI com gelo frio salina estéril. </li><li> Ligadura da VCI, SVC, e veia pulmonar com seda 6-0 sutura em seguida, corte superior aoligaduras. </li><li> Corte a aorta e PA com 2 milímetros punho. </li><li> Recorte o PV e descartá-la. </li></ol> 3. Válvula de Transplante de Coração em um coração do doador <ol><li> Imediatamente após o passo 2.5, coloque a válvula cardíaca a partir do passo 1.5 para o coração do doador e orientar a válvula cardíaca. </li><li> Fixe o PV com um ponto no lado direito da válvula usando 10-0 suturas monofilamento em agulhas cônicos e começar a sutura contínua com 5-6 stiches do outro lado do PV. </li><li> Depois de terminar o lado da frente, girar o coração na horizontal e começa a suturar o lado de trás do PV para o coração de dador. </li><li> Armazenar o coração em solução de heparina / solução salina estéril fria. Nota: O coração do dador podem ser mantidas na solução durante duas horas antes da implantação até o rato destinatário. </li></ol> 4. Heterotópico Transplante de Coração para um destinatário Rato <ol><li> Um 6-8 semanas de idade fêmea C57BL / 6 de ratinho foi utilizado como um recipient. Remover o rato da sua gaiola e pesá-lo, depois anestesiados com um cocktail de cetamina / xilazina (cetamina 100 mg / kg de xilazina e 10 mg / kg). O cetoprofeno (5 mg / kg) é utilizado como pré-anestésica analgésico. </li><li> Depois de verificar o nível de sedação pela cauda beliscar, prenda o cabelo abdominal e torácica. Lubrifique os olhos com pomada oftálmica estéril, e coloque o mouse em uma posição de decúbito dorsal sobre uma almofada. Desinfetar o abdômen com Betadine e álcool pads. Em seguida, cubra o mouse com um campo estéril e expor apenas a área da incisão. </li><li> Faça uma laparotomia mediana incisão abaixo do xifóide até a região suprapúbica, e inserir um afastador auto de retenção. Enrole os intestinos em salina umedecido gaze. Sem rodeios definir a aorta infra-renal e veia cava. </li><li> Coloque duas suturas de seda 6-0 proximal e distal ao redor da aorta e veia cava inferior para conter a circulação sanguínea. </li><li> Coloque o coração do doador, no lado direito da aorta abdominal e cobri-lo com gau estérilze. Hidrate-lo com soro fisiológico. </li><li> Realizar uma Aortotomia na aorta abdominal com uma agulha G 30, e estender a abertura com uma tesoura para o tamanho da aorta do doador. </li><li> Realizar um fim-de lado anastomose usando estéreis suturas 10-0 monofilamento as agulhas cônicos. Fixar a aorta do dador com um ponto na extremidade proximal da abertura na aorta abdominal e iniciar a sutura contínua com 4-5 stiches a partir da extremidade distal da aorta abdominal. </li><li> Virar o coração para o lado esquerdo, cobri-lo com uma solução salina infundida gaze, e iniciar a sutura contínua com 4-5 stiches a partir da extremidade distal da aorta abdominal. </li><li> Fazer uma venotomia na VCI usando uma agulha G 30 e estender a abertura para o tamanho da artéria pulmonar do dador. </li><li> Realizar um fim a anastomose lado usando estéreis suturas 10-0 monofilamento as agulhas cônicos. Fixar o doador PA com um ponto na extremidade proximal da abertura na VCI e iniciar a sutura contínua com 4-5 de stichesa extremidade distal da veia cava inferior. Desta vez, por causa da aorta é na forma, certifique-se de sutura da parede esquerda da PA do dador está no interior da veia cava inferior. </li><li> Lave o lúmen da VCI com heparina e solução salina (100 unidades / ml). Fechar a parede direita do doador e do receptor PA IVC suturando-os continuamente para a extremidade distal. </li><li> Remover a ligadura distal e controlar a hemorragia através da aplicação de um agente hemostático estéril absorvível tópica. Quando a hemorragia parar completamente, retirar a sutura proximal e controlar a hemorragia da mesma maneira. </li><li> Retorne os intestinos e fechar a musculatura abdominal e pele em duas camadas usando uma sutura de monofilamento 6-0 poliamida preto. </li><li> Injetar 0,5 ml por via subcutânea de solução salina e coloque o rato em uma gaiola de recuperação em um bloco de aquecimento até que o mouse é totalmente móvel. Após a recuperação, o retorno do mouse para uma nova gaiola com roupa de cama de papel. Dar medicação para dor (Ibuprofeno, 30 mg / kg, a água potável) para 48 horas. Fazernão devolver um animal que passou por uma cirurgia para a companhia de outros animais até que esteja totalmente recuperado. </li></ol>

<ol><li>Polito, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+morbidity+and+mortality+in+very+preterm+VLBW+infants+with+congenital+heart+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Intens+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Increased morbidity and mortality in very preterm VLBW infants with congenital heart disease.</a> Intens Care Med. 39, 1104-1112 (2013).</li>
<li>Wren, C., Reinhardt, Z., Khawaja, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Twenty+year+trends+in+diagnosis+of+life+threatening+neonatal+cardiovascular+malformations%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Dis+Child+Fetal%22%5BJournal%5D)">Twenty year trends in diagnosis of life threatening neonatal cardiovascular malformations.</a> Arch Dis Child Fetal. 93, F33-F35 (2008).</li>
<li>Vacanti, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beyond+transplantation+Third+annual+Samuel+Jason+Mixter+lecture%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+surgery%22%5BJournal%5D)">Beyond transplantation Third annual Samuel Jason Mixter lecture.</a> Archives of surgery. 123, Chicago Ill. 545-549 (1960).</li>
<li>Tudorache, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+replacement+of+aortic+heart+valves+with+tissue-engineered+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+engineering+Part+A%22%5BJournal%5D)">Orthotopic replacement of aortic heart valves with tissue-engineered grafts.</a> Tissue engineering Part A. 19, 1686-1694 (2013).</li>
<li>van Geldorp, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patient+outcome+after+aortic+valve+replacement+with+a+mechanical+or+biological+prosthesis+weighing+lifetime+anticoagulant+related+event+risk+against+reoperation+risk%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+thoracic+and+cardiovascular+surgery%22%5BJournal%5D)">Patient outcome after aortic valve replacement with a mechanical or biological prosthesis weighing lifetime anticoagulant related event risk against reoperation risk.</a> The Journal of thoracic and cardiovascular surgery. 137, 881-886 (2009).</li>
<li>El Oakley, R., Kleine, P., Bach, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Choice+of+prosthetic+heart+valve+in+today%27s+practice%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Choice of prosthetic heart valve in today's practice.</a> Circulation. 117, 253-256 (2008).</li>
<li>Quinn, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+Models+for+Bench+to+Bedside+Translation+of+Regenerative+Cardiac+Constructs%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Pediatric+cardiology%22%5BJournal%5D)">Animal Models for Bench to Bedside Translation of Regenerative Cardiac Constructs.</a> Progress in Pediatric cardiology. 35, (2013).</li>
<li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+heart+valves+valve+leaflet+replacement+study+in+a+lamb+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+Annals+of+thoracic+surgery%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering heart valves valve leaflet replacement study in a lamb model.</a> The Annals of thoracic surgery. 60, S513-S516 (1995).</li>
<li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+of+heart+valves+in+vitro+experiences%5BTitle%5D)+AND+%22The+Annals+of+thoracic+surgery%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering of heart valves in vitro experiences.</a> The Annals of thoracic surgery. 70, 140-144 (2000).</li>
<li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineered+heart+valves.+Autologous+valve+leaflet+replacement+study+in+a+lamb+model%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Tissue engineered heart valves. Autologous valve leaflet replacement study in a lamb model.</a> Circulation. 94, II164-II168 (1996).</li>
<li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+biodegradable+three+dimensional+matrices+for+tissue+engineering+of+heart+valves%5BTitle%5D)+AND+%22ASAIO+journal+%28American+Society+for+Artificial+Internal+Organs%22%5BJournal%5D)">Evaluation of biodegradable three dimensional matrices for tissue engineering of heart valves.</a> ASAIO journal (American Society for Artificial Internal Organs. 46, 107-110 (1992).</li>
<li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+in+vivo+experience+with+tissue-engineered+trileaflet+heart+valves%29%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Early in vivo experience with tissue-engineered trileaflet heart valves).</a> Circulation. 102, III22-III29 (2000).</li>
</ol>

Não temos nada a divulgar.

A taxa de mortalidade do presente processo é de cerca de 20%, que foi principalmente causada por hemorragia no local da transplante de PV e anastomose sobre a aorta do doador para a aorta abdominal do destinatário. Na maioria dos casos, a taxa de mortalidade diminui significativamente 48 horas pós cirurgia. Os ratos de sobrevivência mostraram fortes batimentos cardíacos e do fluxo de sangue através do PV implantado. Todo o processo leva quatro horas para um cirurgião experiente micro. Levará cerca de 250 ratos para domi...

Defeitos cardiovasculares congênitos são uma das principais causas de mortalidade infantil no mundo 1,2 ocidental. Entre eles, a estenose da válvula pulmonar e os defeitos da válvula aórtica bicúspide são uma forma que ocorre com freqüência 3. Cirurgia de substituição da válvula cardíaca é uma escolha rotina de cirurgias reconstrutivas; no entanto, complicações, incluindo estenose e calcificação da válvula cardíaca, ea dependência ao longo da vida em anticoagulantes são uma fonte significativa de problemas de saúde crônica e morte 4-7. Além disso, a falta de potencial crescimento requer cirurgias de revisão, que aumenta ainda mais a mortalidade dos pacientes jovens 4,8,9. Numa tentativa para desenvolver uma válvula cardíaca de substituição funcional com um potencial de crescimento, Shinoka et al. Células autólogas semeadas em uma válvula cardíaca sintética biodegradável 8. A válvula sintético transformado em uma válvula cardíaca nativa como a estrutura com potenciômetro crescimentoai. Preliminares grandes estudos com animais demonstraram a viabilidade da utilização desta metodologia para criar uma válvula cardíaca funcional 10. No entanto, estudos de implantação de longo prazo demonstraram pouca durabilidade devido ao espessamento progressivo da válvula neotissue resultando em estreitamento da válvula cardíaca. Trabalhe a partir de Sodian et al. Utilizada a metodologia Shinoka, mas finalmente substituiu a matriz PGA com um elastômero biodegradável, que deu as propriedades biomecânicas da válvula de engenharia de tecidos construir um perfil mais fisiológico 9,11,12. No estudo in vivo, apesar do sucesso da implantação, um revestimento de células endoteliais confluentes não foi formado, o que poderia limitar o sucesso a longo prazo deste andaime 12. A fim de projetar racionalmente uma válvula cardíaca sintético de segunda geração melhorada, um modelo murino de transplante de válvula cardíaca foi criado para investigar os mecanismos celulares e moleculares underlyinformação g neotissue, espessamento da válvula, e o desenvolvimento de estenose. Modelos murinos oferecem uma vasta gama de reagentes moleculares, incluindo transgénicos, que não estão facilmente disponíveis em outras espécies 7. Neste modelo de transplante de coração válvula, um vivo substituição da válvula cardíaca pulmonar ex singênico foi realizada pela primeira vez; e, em seguida, o coração, com a válvula de coração implantado foi implantado heterotopicamente no hospedeiro singeneico usando uma técnica de microcirurgia. Este modelo permite a substituição da válvula do coração sem a necessidade de circulação extracorpórea. Neste trabalho, uma explicação detalhada de uma colheita de válvula cardíaca, preparações de coração doador, o transplante de válvula cardíaca e transplante cardíaco heterotópico é descrito. Os resultados mostraram uma pulsação contínua a partir do coração do doador, que era independente do batimento cardíaco destinatário. O fluxo de sangue através da válvula pulmonar implantado foi medida usando um sistema de ultra-som de alta freqüência com uma onda pulsada Fazerppler.

<table><tbody><tr><td>Microscópio DPBS</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>Leica</td><td></td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J (H-2b), Fêmea</td><td>Jackson Laboratories</td><td>664</td><td>8-12 semanas</td></tr><tr><td>Injeção de Cloridrato de Cetamina</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-2053</td><td></td></tr><tr><td>Solução Estéril de Xilazina</td><td>Akorn Inc.</td><td>NADA# 139-236</td><td></td></tr><tr><td>Cetoprofeno</td><td>Fort Dodge Saúde Animal</td><td>NDC 0856-4396-01</td><td></td></tr><tr><td>Ibuprofeno</td><td>Dose de precisão</td><td>NDC 68094-494-59</td><td></td></tr><tr><td>Heparina Sagente</td><td>de Sódio Farmacêuticos</td><td>NDC 25021-400</td><td></td></tr><tr><td>Solução salina (cloreto de sódio estéril a 0,9%)</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-0138-22</td><td></td></tr><tr><td>Injeção de cloreto de sódio a 0,9%</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-4888-10</td><td></td></tr><tr><td>Pomada Oftálmica de Petrolato</td><td>Dechra Produtos Veterinários</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Almofadas de Preparação de Iodo</td><td>Triad Descartáveis, Inc.</td><td>NDC 50730-3201-1</td><td></td></tr><tr><td>Almofadas de preparação de álcool</td><td>McKesson Corp.</td><td>NDC 68599-5805-1</td><td></td></tr><tr><td>Aplicadores com ponta de algodão</td><td>Fisher Sientific</td><td>23-400-118</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura fina</td><td>FST</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Adson Fórceps</td><td>FST</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Grampo Pinça de aplicação</td><td>FST</td><td>00072-14</td><td></td></tr><tr><td>S & T Vascular Clamp</td><td>FST</td><td>00396-01</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura de Mola</td><td>FST</td><td>15008-08</td><td></td></tr><tr><td>Colibri Retractors</td><td>FST</td><td>17000-04</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Fórsei</td><td>FST</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 - Fórceps Fino</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 Fórceps</td><td>FST</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Tish Porta-Agulhas/ Fórceps</td><td>Micrins</td><td>MI1540</td><td></td></tr><tr><td>Sutura de Monofilamento de Poliamida Preta, 10-0</td><td>AROSurgical Instruments Corporation</td><td>TI638402</td><td>Para suturar o enxerto</td></tr><tr><td>Sutura de Monofilamento de Poliamida Preta, 6-0</td><td>AROSurgical Instruments</td><td>SN-1956</td><td>Para musculatura e fechamento da pele</td></tr><tr><td>Esponjas não tecidas</td><td>McKesson Corp.</td><td>94442000</td><td></td></tr><tr><td>Hemostático absorvível</td><td>Ethicon</td><td>1961</td><td></td></tr><tr><td>Seringa de 1 ml</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Seringa de 3 ml</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>Seringa de 10 ml</td><td>BD</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>18 G 1 1/2 pol., Agulha</td><td>BD</td><td>305190</td><td></td></tr><tr><td>25 G 1 pol., Agulha</td><td>BD</td><td>305125</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 pol., Agulha</td><td>BD</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Recirculador de Água Quente</td><td>Gaymar</td><td>TP-700</td><td></td></tr><tr><td>Almofada de Aquecimento</td><td>Gaymar</td><td>TP-22G</td><td></td></tr><tr><td>Aparador</td><td>Wahl</td><td>9854-500</td><td></td></tr><tr><td>VEVO2100 Ultrassom de Alta Frequência</td><td>VisualSonics</td><td><a href="http://www.visualsonics.com/vevo2100">http://www.visualsonics.com/vevo2100</a></td><td>O número de catálogo e o preço podem ser adquiridos com os representantes de vendas.</td></tr><tr><td>Gel de transmissão de ultrassom</td><td>Parker Laboratories, INC.</td><td>01-02</td><td></td></tr><tr><td>Sistema de Anestesia para Animais de Laboratório de Mesa</td><td>VetEquip, INC.</td><td></td><td></td>901806</tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Baxter</td><td>1001936060</td><td></td></tr></tbody></table>

o transplante de válvula pulmonar usando um modelo do rato de heterotópica transplante de coração

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Engenharia de tecidos de válvulas cardíacas, válvulas especialmente descelularizados, estão começando a ganhar impulso no uso clínico de cirurgia reconstrutiva com resultados mistos. No entanto, os mecanismos celulares e moleculares do desenvolvimento neotissue, espessamento da válvula, e o desenvolvimento de estenose não são pesquisadas extensivamente. Para responder às perguntas acima, foi desenvolvido um modelo de transplante heterotópico murino coração válvula. A válvula cardíaca foi colhida a partir de um camundongo doador válvula e transplantadas para um doador de rato coração. O coração com uma nova válvula foi transplantado heterotopicamente a um rato destinatário. O coração transplantado mostrou o seu próprio batimento cardíaco, independente de batimentos cardíacos do destinatário. O fluxo de sangue foi quantificado usando um sistema de ultra-som de alta freqüência com Doppler pulsátil. O fluxo através da válvula pulmonar implantado mostrou a frente de fluxo com refluxo mínimo e pico de fluxo foi próximo a 100 mm / seg. Este modelo murino de transplante de válvula cardíaca é highly versátil, de modo que pode ser modificada e adaptada para fornecer diferentes ambientes hemodinâmicas e / ou pode ser usado com vários ratinhos transgénicos para estudar o desenvolvimento neotissue em uma válvula cardíaca de engenharia de tecidos.

A figura 1 ilustra o esquema do modelo de transplante de válvula cardíaca utilizando transplante cardíaco heterotópico. A válvula cardíaca foi colhida a partir de um doador e implantado em um coração de um segundo rato doador. Em seguida, o coração com a nova válvula cardíaca foi implantado no abdómen de um rato receptor. Figura 2 mostra uma ilustração do coração implantado no espaço abdominal (A), logo após o transplante de coração (B), e 5 minutos apó...

De modo a compreender os mecanismos celulares e moleculares subjacentes neotissue formação e desenvolvimento de estenose em válvulas cardíacas de engenharia de tecidos, foi desenvolvido um modelo murino de transplante heterotópico de válvula cardíaca. A válvula cardíaca pulmonar foi transplantado para destinatário usando o coração técnica de transplante heterotópico.

O transplante de válvula pulmonar Usando um modelo do rato de Heterotópica Transplante de Coração

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

O objetivo geral deste procedimento é investigar os mecanismos celulares e moleculares subjacentes à formação de novo tecido, espessamento valvar e desenvolvimento de estenose em uma válvula cardíaca bioartificial. Isso é realizado primeiramente colhendo a válvula pulmonar do tecido cardíaco de um camundongo doador. Na segunda etapa, todo o coração é coletado de um segundo doador.A válvula cardíaca pulmonar doador é então implantada no coração doador, e o coração com a nova válvula cardíaca é transplantado heterotopicamente para um camundongo receptor. Em última análise, a função do coração transplantado e o fluxo sanguíneo através da válvula pulmonar podem ser monitorados com um sistema de ultrassom de alta frequência no modo Doppler de onda de pulso. A principal vantagem do uso do modelo murino em comparação com outros modelos de animais maiores é que o uso de um modelo murino nos permite aproveitar uma ampla gama de reagentes moleculares que nos permitem estudar os mecanismos celulares e moleculares subjacentes à formação de tecido neo vascular no desenvolvimento de estenose e válvulas cardíacas bioengenheiradas. Geralmente, indivíduos novos neste método enfrentarão dificuldades devido à complexidade da microcirurgia com sobrevida.A demonstração visual deste método é essencial, pois a correta realização da anastomose nos sítios de transplante é difícil de aprender e porque é difícil realizar a anastomose em vasos de pequeno calibre sem hemorragia. Para obter a válvula cardíaca pulmonar do doador, primeiro fixe a região torácica de um camundongo doador fêmea com seis a oito semanas de idade, da linhagem C57 black six, e posicione o camundongo em posição dorsal. Após realizar uma toracotomia, exponha o coração, faça um pequeno corte no átrio direito e perfunda o ventrículo esquerdo com solução salina gelada. Em seguida, dissecção romba da artéria pulmonar da aorta ascendente e, então, ressecção da válvula pulmonar juntamente com um coto de dois milímetros da artéria pulmonar, armazenando a válvula pulmonar em uma solução fria de heparina e salina por até duas horas antes do transplante no coração do doador para colheita do coração doador.Após realizar uma toracotomia em um camundongo doador fêmea eutanasiado, com idade entre seis e oito semanas, da linhagem C57 black six, como acabou de ser demonstrado, isole o coração, a veia cava inferior, a veia cava superior, a aorta ascendente, a artéria pulmonar e a veia pulmonar. Passe solução salina estéril e gelada pela veia cava inferior e, em seguida, ligue a veia cava inferior, a veia cava superior e a veia pulmonar com sutura de seda 6.0. Corte acima das ligaduras, corte a aorta e a artéria pulmonar com um colarinho de dois milímetros e remova a válvula pulmonar para transplantar a válvula cardíaca pulmonar para o coração doador. Primeiro, posicione a válvula dentro do coração doador e oriente o tecido.Em seguida, utilize suturas de monofilamento de 10 oh em agulhas cônicas para dar um ponto no lado direito da válvula para fixá-la. Depois, dê cinco a seis pontos contínuos ao longo do outro lado da válvula pulmonar. Após concluir a parte frontal da válvula, gire o coração horizontalmente e suture a parte traseira da válvula pulmonar no coração doador.Em seguida, ligue a veia pulmonar do coração do doador e extraia o coração. Então, coloque o coração em uma solução salina fria com heparina por até duas horas antes do implante no camundongo receptor. Agora, confirme a sedação de um camundongo fêmea receptor com seis a oito semanas de idade, da linhagem C57 black six, por meio do aperto dos dedos dos pés.Em seguida, após cortar os pelos abdominais e lubrificar os olhos com pomada oftálmica estéril, posicione o camundongo em posição recumbente dorsal, desinfete o abdômen com compressas de Betadine e álcool, e cubra o camundongo com um campo estéril, deixando exposta apenas a área de incisão. A seguir, realize uma incisão mediana de laparotomia, da região abaixo do xifóide até a região suprapúbica. Então, insira um retrator auto-retenível e enrole os intestinos em gaze umedecida com soro fisiológico.De forma direta, identifique a aorta infrarrenal e a veia cava. Em seguida, posicione dois pontos de seda 6-0 e realize ligaduras proximal e distal ao redor da aorta e da veia cava inferior. Para restringir a circulação sanguínea, utilize uma agulha de calibre 30 para realizar uma autotomia aórtica na aorta abdominal e uma venotomia na veia cava inferior.Amplie a abertura com tesoura até o tamanho da aorta doadora e da artéria pulmonar. Coloque o coração doador no lado direito da aorta abdominal e cubra-o com gaze estéril umedecida, mantendo-a úmida. Fixe a aorta doadora com um ponto na extremidade proximal da abertura na aorta abdominal e, em seguida, coloque quatro a cinco pontos contínuos a partir da extremidade distal da aorta abdominal.Gire o coração para o lado esquerdo. Cubra-o com gaze impregnada com solução salina e sutura a extremidade distal da aorta abdominal com mais quatro a cinco pontos contínuos. Fixe a artéria pulmonar do doador com um ponto na extremidade proximal da abertura da veia cava inferior e, em seguida, coloque quatro a cinco pontos contínuos a partir da extremidade distal da veia cava inferior.Em seguida, lave a luz da veia cava inferior com solução de heparina e soro fisiológico. Feche a parede direita da artéria pulmonar do doador e da veia cava inferior do receptor com pontos contínuos até a extremidade distal. Agora remova o ligadura distal e aplique um agente hemostático estéril absorvível tópico para controlar a hemorragia.Quando a hemorragia parar completamente, remova o ponto proximal e controle a segunda hemorragia da mesma maneira; o coração transplantado começará a bater dentro de cinco minutos após a anastomose bem-sucedida. Em seguida, retorne os intestinos e use seis pontos em oito para fechar a musculatura abdominal e a pele em duas camadas. Por fim, injete subcutaneamente 0,5 mililitros de solução salina e coloque o camundongo em uma gaiola de recuperação sobre uma placa aquecida até que o animal esteja totalmente móvel.Após a recuperação, coloque o camundongo sozinho até que esteja completamente recuperado em uma nova gaiola com cama de papel e administre medicação analgésica. Água potável por 48 horas. Nestas imagens, o coração implantado no espaço abdominal logo após o transplante cardíaco e cinco minutos após o transplante são mostrados.Após a remoção das suturas em ambos os lados da aorta e da veia cava inferior, o coração começa a bater dentro de um a dois minutos e torna-se mais rosado à medida que a circulação sanguínea se inicia. Observe a maior dilatação no átrio direito. À medida que a pulsação cardíaca gradualmente se fortalece e se estabiliza após 24 horas, o fluxo sanguíneo através da válvula pulmonar implantada pode ser medido por via percutânea 10 dias após o implante.Utilizando um sistema de ultrassom de alta frequência com modo Doppler de onda pulsada, é possível observar em modo B as localizações da aorta, ventrículo direito, válvula pulmonar implantada e artéria pulmonar. A sobreposição amarela do volume de amostragem está localizada na VP implantada, conforme ilustrado no esquema. Como indicado no gráfico, a onda QRS do coração doador é detectada ritmicamente e de forma independente em relação à onda do coração receptor, com uma velocidade de pico de aproximadamente 100 milímetros por segundo.Ao realizar este procedimento, é importante lembrar-se de interromper completamente qualquer hemorragia no local do transplante da valva pulmonar ou em uma anastomose entre a aorta do doador e a aorta abdominal do receptor após este procedimento. Outros métodos, como o transplante de válvulas cardíacas bioengenheiradas em camundongos, podem ser realizados para responder perguntas adicionais sobre a origem das células que povoam a valva cardíaca doente. Após assistir a este vídeo, você deverá ter adquirido uma boa compreensão de como colher a valva cardíaca pulmonar, como realizar um transplante de valva cardíaca e um transplante cardíaco heterotópico em um modelo de camundongo.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

O rato modelo de transplante cardíaco heterotópico tem sido comprovada por muitos pesquisadores de ser um método importante para o estudo dos mecanismos de rejeição e de resposta imune. No entanto, as técnicas envolvidas são ainda um desafio. Ao modificar as técnicas padrão que temos tido sucesso com mais de 1.000 transplantes.

Transplante cardíaco heterotópico em ratos

Uma técnica é demonstrada para o procedimento microcirúrgico para transplante heterotópico de corações em camundongos, incluindo métodos simplificados para coleta de doadores e anastomose de vasos receptores.

Um método modificado para heterotópico Rato coração transplante

O manuscrito descreve as etapas necessárias para realizar o transplante cardíaco heterotópico no mouse.

Técnica de transplante heterotópico Murino Coração

Para estudar o alotransplante combinado de órgãos sólidos e compostos vascularizados, descrevemos um novo modelo heterotópico de transplante de parede torácica, timo e coração em camundongos usando uma técnica de manguito cervical sem sutura.

A Microsurgical Modelo Novel para heterotópico, em bloco da parede torácica, Thymus, e Transplante Cardíaco em Ratos

Aqui, nós descrevemos um modelo pré-clínico do grande-animal (porcine) da transplantação transplantação orthotopic do do coração que foi estabelecida firmemente e utilizada para investigar estratégias cardioprotetores novas.

Um modelo pré-clínico porcino de transplante cardíaco ortotópico

Uma nova técnica para reconstrução do circuito sanguíneo em um modelo de transplante de coração de camundongo heterotópico é demonstrada.

Reconstrução do circuito sanguíneo em um modelo de transplante de coração de rato abdominal

Este protocolo descreve um método simples e eficiente para o transplante de folhetos de válvulas aórticas sob a cápsula renal para permitir o estudo da aoreatividade das válvulas cardíacas.

Um modelo simplificado para transplante de válvula cardíaca heterotópica em roedores

No presente protocolo, um modelo de transplante cardíaco em camundongos é utilizado para investigar o mecanismo de rejeição do enxerto cardíaco. Neste modelo heterotópico de transplante cardíaco, a eficiência da operação é melhorada, e a sobrevida dos enxertos cardíacos é garantida por uma anastomose cervical término-terminal do implante cardíaco usando uma técnica de Cuff modificada.

Técnica de Cuff Modificada para Modelo de Transplante Cardíaco Heterotópico Cervical:

Modelos de transplante cardíaco de camundongos representam valiosas ferramentas de pesquisa para o estudo da imunologia do transplante. O presente protocolo detalha o transplante cardíaco cervical heterotópico de camundongos que envolve a colocação de manguitos na artéria carótida comum do receptor e no tronco da artéria pulmonar do doador para permitir o fluxo sanguíneo laminar.

Transplante cardíaco cervical heterotópico de camundongo utilizando manguitos vasculares

Este protocolo apresenta uma técnica simplificada de anastomose de sutura ponta a ponta para transplante cardíaco cervical murino, fornecendo um modelo robusto e reprodutível para o estudo da imunologia de transplantes.

Transplante cardíaco de camundongo heterópico cervical usando a técnica de anastomose ponta a lateral para estudar imunologia de transplante

Aprenda o transplante heterotópico de válvula pulmonar em modelo murino para estudar formação de neotecido e estenose em valvas cardíacas. Este método permite análises moleculares detalhadas com reagentes específicos.

O transplante de válvula pulmonar Usando um modelo do rato de Heterotópica Transplante de Coração

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