Name: Cateterismo da artéria carótida e jugular para executar as medidas hemodinâmicas, infusões e Sangue de amostragem em um Rat Consciente Modelo (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-01-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 5 s
Description: Aprenda a técnica de cateterismo da artéria carótida e veia jugular em ratos para medidas hemodinâmicas, infusões e amostragem de sangue em modelo ambulatorial consciente.

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O programa intramural do NIH apoiou o desenvolvimento deste modelo. O suporte à publicação foi fornecido pela Harvard Apparatus Inc. e ADInstruments Inc. O trabalho dos autores foi feito como parte de uma pesquisa financiada pelo governo dos EUA; no entanto, as opiniões expressas não são necessariamente as dos Institutos Nacionais de Saúde.

Os procedimentos descritos abaixo foram realizados como parte de um protocolo aprovado pelo Comitê de Cuidados e Uso do Centro Clínico animal no National Institutes of Health. 1. Preparação para a cirurgia <ol><li> Gas esterilizar cateteres e instrumentos. </li></ol> 2. Prepare os cateteres <ol><li> Lave os cateteres com glicerol heparinizado (250 UI de heparina / 1 ml de glicerol) para garantir a permeabilidade e evitar vazamentos. Buj de extremidade do cateter, com uma tampa metálica (20 ga, 15 mm) para reter glicerol heparinizado. </li></ol> 3. Prepare Aseptic Workstation <ol><li> Use álcool 70% para pulverizar as estações de trabalho e de instrumentos bandejas. Use um campo estéril para cobrir a mesa e bandejas de instrumentos operacionais e instrumentos lugar na bandeja. </li></ol> 4. Prepare Rats para Cirurgia <ol><li> Lugar de rato individualmente em uma câmara de Lucite e expor a um anestésico; isoflurano (3-5%) misturaed com o oxigênio até inconsciente. Remover rato da câmara e fazer a barba peles de anterior e posterior áreas do pescoço. Aplique lubrificante pomada para os olhos. </li></ol> 5. Implantação do Cateter <ol><li> Coloque rato anestesiado (confirmado por toe pitada) sobre uma mesa cirúrgica aquecida na posição ventral; colocar o nariz em cone do nariz para manter a anestesia com respirações espontâneas (isoflurano; 3,5%). Esfregar delicadamente a área cirúrgica 3 vezes uso de Betadine e 70% de álcool alternados. Faça uma incisão na pele 0,5 centímetros da linha média entre as escápulas usando uma tesoura cirúrgica. </li><li> Reposicionar rato na posição dorsal; restringir delicadamente as pernas para cada lado da mesa usando elásticos; manter a anestesia. Coloque dois rolou gaze estéril 4x4 sob pescoço para hiperextensão ligeiramente para melhor exposição. Fazer uma incisão na pele direito cervical ventral 2 centímetros da linha média do pescoço, a nível da clavícula, usando um bisturi. </li></ol> 6. DireitoJugular Vein Cateterismo <ol><li> Utilizando uma tesoura cirúrgica, sem corte dissecar a veia jugular direita, para separar o salivar e tecidos linfáticos para visualizar e isolar uma secção de 5 mm do vaso. Usando sutura de seda 4-0, coloque um laço frouxo em ambas as extremidades cranianos e caudal da embarcação para maximizar a exposição do recipiente. Utilizando uma tesoura cirúrgica micro fazer uma incisão grande o suficiente para passar o cateter, de acordo com o vaso entre as duas ligaduras e amarrar a ligadura craniana em torno do navio. </li><li> Inserção do cateter venoso para dentro do vaso para o coração com a ajuda do gancho e micro fórceps de dissecação e avançar o cateter até que todo o segmento de PU 3F é no vaso. Use as ligaduras nas extremidades cranial e caudal para fixar o cateter para o navio. </li></ol> 7. Esquerda Carótida Cateterismo <ol><li> Usando uma pinça hemostática, sem rodeios dissecar o músculo omo-hióideo longitudinalmente para expor a artéria carótida esquerda e isolate uma secção de 5 milímetros da embarcação. Verifique se o nervo vago (na cor branca) está completamente separado da artéria. Tome cuidado para não rasgar ou quebrar o nervo. </li><li> Usando sutura de seda 4-0, coloque um laço solto na extremidade caudal do navio, amarrar a extremidade craniana do recipiente e colocar uma pinça buldogue caudalmente acima da sutura para parar o fluxo de sangue após a incisão. Utilizando uma tesoura cirúrgica micro, fazer uma incisão, grande o suficiente para passar o cateter, de acordo com o vaso entre as duas ligaduras. Inserção do cateter arterial para o coração com a ajuda do gancho e micro fórceps de dissecação. </li><li> Usar um suporte de agulha lisa sem bloqueio para segurar a porção do cateter no interior do vaso apertado antes de remover o grampo de buldogue. Avançar o cateter com um par de pinças, enquanto o afrouxamento do suporte de agulha lentamente até que todo o segmento de cateter 2F PU é no vaso. Amarre a ligadura caudal solta ao redor do cateter e navio para garantir, mas não tão tight como a oclusão, o cateter. </li></ol> 8. Usando um Hemostat Em linha reta, um túnel cinco centímetros do tubo de volta Subcutânea atrás da orelha e através da incisão entre a escápula. Exteriorizar os cateteres através do tubo e retirar o tubo. 9. Feche a Ventral incisão com três aço inoxidável grampos de sutura, ea Dorsal incisão com fio de seda 4-0 para garantir a Cateteres exteriorizado no lugar. Monitor de 10. Pós-cirúrgico e Cuidados <ol><li> Após cateterismo, encerrar a anestesia e recuperar o rato em decúbito lateral em uma gaiola com cama de celulose. Observe os ratos em intervalos de RH 2 por pelo menos 4 horas ou até que não mostrando sinais de dor e, em seguida, uma vez por dia. Dê cetoprofeno [5 mg / kg, injeção subcutânea (SQ)] imediatamente após o procedimento e cada 12 horas se o rato mostra sinais de dor ou angústia. Em nossa experiência, não há ratos têm exigido analgesia adicional para a dor após a INICIAl injecção. Características observadas que provocam consideração para doses adicionais de analgesia incluem, mas não se limitando a; postura anormal; aumento / diminuição da freqüência respiratória, unthrifty / ungroomed, infecção / inflamação do local da incisão, secreção ocular, piloereção (&quot;haircoat cravado&quot;), redução da atividade em resposta a estímulos sonoros ou táteis. NOTA: Os ratos recuperados durante 72 horas que ganham&gt; 10 g de peso pré-cateterismo serão incluídos no estudo. </li></ol> 11. A ligação a hemodinâmica do sistema <ol><li> Após a recuperação, se inscrever ratos saudáveis ​​(ganho de peso&gt; 10 g) em estudo. Coloque ratos em câmara de Lucite e anestesiar como descrito anteriormente. </li><li> Coloque cortina estéril na mesa cirúrgica com pinça hemostática estéril, micro fórceps, 1 ml seringas com agulha romba anexados. NOTA: As pontas da pinça hemostática deve ser coberto com borracha para evitar danos no cateter. Coloque rato anestesiado em um cirúrgicatabela na posição e lugar ventral nariz no cone do nariz para manter a anestesia (3-5%), com respirações espontâneas. </li><li> Braçadeira arterial e cateteres venosos usando um par de borracha tampado hemostats logo abaixo a ficha de metal. Utilizar um par de fórceps para remover o pino de metal no final do cateter e anexar uma seringa de 1 ml cheio com solução salina de heparina com uma agulha cega ligada. Por sua vez, remova as hemostats e retirar 0,1 ml para garantir os cateteres são patentes. </li><li> Re-braçadeira os cateteres, retire a agulha e anexar esse fim a um cateter mais tempo (pré-lavado com heparina salina) que está ligado a um suporte giratório e amarrado em cima da gaiola caixa de sapatos. Conecte esses cateteres para os transdutores para aquisição de dados e gravação, amostragem, ou infusão. NOTA: Todos os cateteres são protegidos com condutas mola enrolada longos o suficiente para permitir a gama completa de um animal de movimento em sua gaiola. </li><li> Após conexão cateter, encerrar anestesia erecuperar os animais na posição esternal numa gaiola com cama de celulose. Para manter a permeabilidade do cateter arterial, lave manualmente as linhas com 0,05 ml de solução salina heparina (50 UI / ml) a cada 1 hora, durante 24 horas, que coincidem com as avaliações regulares dos animais. </li></ol> 12. coleta de sangue, de Monitorização da Pressão and Drug Administration <ol><li> Anexar seringa vazia para torneira ligada ao cateter arterial e retirar 0,6 ml nivelado embutido. Anexar amostra seringa, tomar amostra, e voltar a 0,6 ml nivelado em linha seguida por 0,7 ml solução salina heparinizada. </li><li> Usar dados de hardware e software de aquisição de medir e MAP registro e freqüência cardíaca de forma contínua. </li><li> Ligue o sistema de entrega de drogas automatizada (ADDS) ao cateter venoso. NOTA: Adiciona ajusta a taxa de infusão de vasopressor (alto, baixo, ou 0 dose) com base no MAP detectada a pressões mantidos dentro da faixa fisiológica normal. </li></ol>

<ol><li>Buckingham, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Indwelling+catheters+for+direct+recording+of+arterial+blood+pressure+and+intravenous+injection+of+drugs+in+the+conscious+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharm.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Indwelling catheters for direct recording of arterial blood pressure and intravenous injection of drugs in the conscious rat.</a> J Pharm. Pharmacol. 28 (5), 459-461 (1976).</li>
<li>Buckle, J. W., Nathaniels, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proceedings%3A+A+dual+catheter+system+for+the+simultaneous+infusion+and+sampling+of+the+vascular+system+of+the+unrestrained+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Proceedings: A dual catheter system for the simultaneous infusion and sampling of the vascular system of the unrestrained rat.</a> J. Physiol. 242 (2), 55P-56P (1974).</li>
<li>Solomon, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effective+dosing+of+lipid+A+analogue+E5564+in+rats+depends+on+the+timing+of+treatment+and+the+route+of+Escherichia+coli+infection%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Effective dosing of lipid A analogue E5564 in rats depends on the timing of treatment and the route of Escherichia coli infection.</a> J. Infect. Dis. 193 (5), 634-644 (2006).</li>
<li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacillus+anthracis+cell+wall+produces+injurious+inflammation+but+paradoxically+decreases+the+lethality+of+anthrax+lethal+toxin+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Bacillus anthracis cell wall produces injurious inflammation but paradoxically decreases the lethality of anthrax lethal toxin in a rat model.</a> Intensive Care Med. 36 (1), 148-156 (2010).</li>
<li>Quezado, Z. M., Natanson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+hemodynamic+abnormalities+and+vasopressor+therapy+in+sepsis+and+septic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Kidney+Dis%22%5BJournal%5D)">Systemic hemodynamic abnormalities and vasopressor therapy in sepsis and septic shock.</a> Am. J. Kidney Dis. 20 (3), 214-222 (1992).</li>
<li>Perdue, P. W., Kazarian, K. K., Nevola, J., Law, W. R., Williams, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+local+and+systemic+antibiotics+in+rat+fecal+peritonitis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">The use of local and systemic antibiotics in rat fecal peritonitis.</a> J. Surg. Res. 57 (3), 360-365 (1994).</li>
<li>Qiu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+individual+survival+benefits+of+tumor+necrosis+factor+soluble+receptor+and+fluid+administration+are+not+additive+in+a+rat+sepsis+model%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med%22%5BJournal%5D)">The individual survival benefits of tumor necrosis factor soluble receptor and fluid administration are not additive in a rat sepsis model.</a> Intensive Care Med. 37 (10), 1688-1695 (2011).</li>
<li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Severity+of+sepsis+alters+the+effects+of+superoxide+anion+inhibition+in+a+rat+sepsis+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Severity of sepsis alters the effects of superoxide anion inhibition in a rat sepsis model.</a> J. Appl. Physiol. 97 (4), 1349-1357 (2004).</li>
<li>Karzai, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protection+with+antibody+to+tumor+necrosis+factor+differs+with+similarly+lethal+Escherichia+coli+versus+Staphylococcus+aureus+pneumonia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Protection with antibody to tumor necrosis factor differs with similarly lethal Escherichia coli versus Staphylococcus aureus pneumonia in rats.</a> Anesthesiology. 99 (1), 81-89 (2003).</li>
<li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femoral+Arterial+and+Venous+Catheterization+for+Blood+Sampling%2C+Drug+Administration+and+Conscious+Blood+Pressure+and+Heart+Rate+Measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements.</a> J. Vis. Exp. (59), e3496(2012).</li>
</ol>

Os autores não têm potenciais conflitos de interesse.

<html> Investigando abordagens terapêuticas para um modelo clínico da doença exige que a capacidade de executar com precisão monitorização hemodinâmica, exigindo, portanto, o acesso vascular. Em nosso modelo de sepse, o cateterismo arterial fornece monitoramento de pressão sistêmica e venosa permite a aplicação da terapia clínica padrão. A terapia padrão para sepse inclui a infusão de antibióticos para tratar a infecção bacteriana e a infusão de fluidos e de fármacos para manter a pressão arterial dentro da gama desejada. Ambos os cateteres são utilizados para a coleta de sangue. Neste projeto, a aplicação de infusão programável bombas com accionamento automático da taxa de perfusão vasopressor baseado em tempo real as médias de pressão arterial é um avanço em relação à situação clínica que requer titulação manual por parte do pessoal médico e no cenário pré-clínico torna o uso desta modalidade possível para o estudo de um grande número de animais de tratamento. . e_content &quot;&gt; Algumas complicações foram sentidas no início do desenvolvimento do modelo Estes incluíram oclusão parcial arterial e cateteres venosos de mais aperto, laços em componentes PU2 e PU3, (1-2%); extravio de cateter venoso jugular em um pequeno ramo, (&lt;1%); morte súbita inexplicada após a recuperação (sem trombo pulmonar ou outro órgão danos evidentes), (1-2%) resolvido, mantendo concentração de isoflurano 2-3,5% com taxa de 2 O fluxo de 2 L / min . Outras complicações cirúrgicas comuns de hemorragia, infecção local e danos auto-infligidos não foram observados. Uma vez que a proficiência cirúrgica é atingido, cada procedimento deve ser capaz de ser concluída em não mais do que 15 min. A taxa de sucesso é medido como uma recuperação saudável e cateteres de patente, pode-se esperar que excede 90%, uma vez completamente formado. Uma animal adicional é incluído em cada estudo para minimizar a perda de dados e o número total de animais necessários e conta para um cateter que não pode ser &quot;emfusão só &quot;ou mortalidade devido a complicações. A etapa mais importante neste processo é a concepção e colocação de cateteres. Os materiais devem ser suave na ponta, a fim de não perfurar a parede do vaso sem engaste muito facilmente. O corpo do cateter tem de ser mais rígida (de ponta) para ser capaz de fazer avançar para dentro do recipiente suficiente e ser fixado no seu lugar. A Figura 1 mostra os três diâmetros de tubagem que estão conectados para o cateter arterial e 2 tubos de diâmetro diferente ligado para os cateteres venosos. Estes componentes são deslizados um dentro do outro para reduzir diâmetro na ponta do cateter e são coladas em conjunto com âncoras adicionados para assegurar a colocação do cateter no vaso ou coração é mantido. Uma vez recuperado e conectado à giratória e corda, o mapa e as formas de onda de PVC deve ser semelhante aos dados representados na Figura 2. Para manter patenc cateter arterialy durante o monitoramento, de um autoclismo heparina salina por hora (0,05 ml) deve ser realizada. A infusão contínua mantém a desobstrução do cateter venoso. Durante a ligação da linha e flush, muita atenção deve ser pago para garantir que não haja bolhas de ar na linha. Uma bolha de ar de ≥0.1ml pode resultar em uma embolia no pulmão, cérebro ou outros órgãos. Formas de onda de hemodinâmica são registados e analisados ​​ao longo do estudo. Quando se comprime em tempo o eixo x, A Figura 3 mostra as mudanças na PAM e PVC ao longo de 1 h, bem como as alterações na frequência e efeito da infusão do vasopressor. O procedimento tem várias limitações potenciais. Em nossos estudos, os cateteres permanecer patente por até 11 dias. Não se sabe quanto tempo os cateteres permaneceria patente para além deste período. Para ajustar os cateteres, tal como descrito, existe uma dimensão mínima vascular, o que se correlaciona aproximadamente com peso roedor, que obrigue os animais inscritos neste estudo a ser maior do que200 g. O uso de um cateter de diâmetro menor resultaria no aumento da resistência ao fluxo diminuição da patência. Atingir as medidas de pressão venosa central requer a colocação do cateter preciso no átrio suficiente para a conta para o tamanho e crescimento durante o período de estudo e pode ser um desafio. Uma vez dominado, arterial e cateterismo vascular pode fornecer a base para uma ampla variedade de modelos de roedores que exigem monitorização hemodinâmica, coleta de sangue e infusão de fluidos ou terapias, minimizando qualquer dor e angústia durante a instrumentação ou manusear uma vez recuperado. De facto, em conjunto com uma publicação descrevendo JOVE 10 cateterismo anterior da veia femoral, temos realizado com sucesso este modelo com três cateteres implantados.

Arterial e venosa cateterismo de ratos tem sido muito utilizado em pesquisas de laboratório. 1, 2 Cateterismo pode ser usado para monitoramento de parâmetros hemodinâmicos, incluindo sistólica, diastólica e pressão arterial média (PAM), freqüência cardíaca (FC) e da pressão venosa central (PVC) 3,4. Além disso, esses cateteres de infusão de permitir o tratamento padrão ou terapias potenciais, bem como a amostragem de sangue para analisar ainda mais o mecanismo subjacente de uma doença ou de tratamento. Portanto, tendo acesso vascular em um modelo animal pequeno é crítica para estudar as medidas de desempenho clínicos e os efeitos do tratamento. Para estudar as causas subjacentes da doença crítica, é importante para desenvolver o primeiro um modelo para simular a condição humana. Inoculação intra-traqueal de uma quantidade conhecida de bactérias tem sido utilizados com sucesso para reproduzir a patogénese da pneumonia, uma infecção pulmonar grave o que então se desenvolve em sépsis.3, 5 Monitoramento medidas hemodinâmicas e fornecer tratamento clínico convencional é fundamental para simular cuidados de suporte de rotina. Tratamento clínico padrão inclui infusão de antibióticos, que auxilia na limpeza da infecção subjacente e a administração de fluidos e vasoconstritores, duas terapias empregadas em pacientes sépticos para manter a pressão arterial. 5-7 Acesso Vascular, especificamente implantação de cateteres de patentes é especialmente importante quando estudamos terapias experimentais para sepse. Durante muitos anos, a capacidade de administrar o tratamento clínico padrão para roedores foi limitada pela disponibilidade de materiais com as propriedades necessárias para a construção de cateteres implantáveis ​​e a capacidade da tecnologia de infusão para distribuir pequenos volumes com precisão ao longo do tempo. Além disso, a capacidade de desencadear uma infusão, em resposta à monitorização contínua de uma medida hemodinâmica específico permite uma posição consistente e reprodutívelmodelo ard tratamento pelo uso de amostra maior tamanhos típicos de estudos com roedores. 8, 9 Estas limitações tecnológicas em materiais e hardware de precisão foram superados, mas para proporcionar simultaneamente terapias de rotina durante o acompanhamento de parâmetros hemodinâmicos, tanto arterial e acesso vascular venosa deve estar disponível. O vídeo detalha a técnica cirúrgica de implantes artéria carótida e cateteres na veia jugular comuns em um rato anestesiado. Após um período de recuperação de 72 h, os animais serão anestesiados e re-ligado a um tirante de configuração giratória e ligado à carcaça do roedor usado para ligar os cateteres implantados ao sistema de monitorização hemodinâmica. Durante o estudo, o sistema permite que um fluido de infusão com base ou entrega de um determinado volume a uma determinada taxa de infusão ou um sistema automatizado que proporciona uma taxa de infusão de acordo com a pressão arterial média detectado para manter uma determinada gama de pressão. O sistema de infusão de líquidosusa seringa programável bombas que fazem interface com saídas digitais do sistema de aquisição de dados e são controlados pelo software de monitorização, o MAP. A configuração de baraço e giro permite a livre circulação do rato durante o estudo, enquanto a monitoração da pressão, infusão de líquidos e vasoconstritores, e realizando coleta de sangue sem ter que manipular os animais. O monitoramento simultâneo de até 12 animais instrumentado com dois cateteres cada (em nossa configuração) com o hardware expansível para monitoramento 24 animais instrumentados permite uma grande flexibilidade para o estudo de vários grupos estratificados em cada experimento. Este procedimento de cateterização pode ser benéfico para instalações de pesquisa que utilizam modelos de roedores semelhantes que precisam de acesso vascular para o monitoramento, a amostragem e tratamento por até 11 dias. Se o centro de pesquisa, considerando este procedimento tem experiência com roedores e uma estrutura de apoio adequada para a manutenção destes animais, em seguida, developing essas habilidades podem proporcionar uma economia de custos significativa, reduzindo o custo total por rato cateterização de mais de US $ 180 a menos de US $ 50 (incluindo rato naïve, componentes de cateter e custos técnicos) e aumentando a flexibilidade de horários (ratos ingênuos estão prontamente disponíveis vs. cronograma de entrega empresa de ratos implantados). O sucesso desse processo depende das habilidades do indivíduo que executa os cateterismos. Os animais de formação exigidos para se tornar proficientes neste procedimento variou de 20 a 40 ratos com uma taxa de patência cateter resultante de&gt; 90%.

<table><tbody><tr><td>Pinça de micro dissecação reta</td><td>Instrumento cirúrgico</td><td>Roboz</td><td>RS-8102</td></tr><tr><td>Pinça hemostática reta delicada</td><td>Instrumento cirúrgico</td><td>Roboz</td><td>RS-7114</td></tr><tr><td>Pinça hemostática curva delicada</td><td>Miltex</td><td>&nbsp; Instrumento cirúrgico 7-4</td><td></td></tr><tr><td>Serrefine curvo, micro braçadeira muito delicada</td><td>Roboz</td><td>RS-5471</td><td>instrumento cirúrgico</td></tr><tr><td>Gancho de micro dissecação</td><td>Miltex</td><td>19-220</td><td>instrumento cirúrgico</td></tr><tr><td>Angulado na borda tesoura de mola micro dissecadora</td><td>Roboz</td><td>RS-5618</td><td>instrumento cirúrgico</td></tr><tr><td>Tesoura de operação leve</td><td>Roboz</td><td>RS-6750</td><td>instrumento cirúrgico</td></tr><tr><td>Cabo e lâmina de bisturi (#10)</td><td>Instrumento cirúrgico Cincinnati Surgical</td><td>RS-9843</td><td></td></tr><tr><td>Pacote de 4-0 sutura de seda com agulha curvada</td><td>Instrumento cirúrgico</td><td>Ethicon</td><td>FS-2</td></tr><tr><td>Suporte de agulha de micro sutura reta Instrumento</td><td>cirúrgico</td><td>Roboz</td><td>RS-6410</td></tr><tr><td>Clipe de ferida</td><td>Stoelting</td><td>59027</td><td>instrumento cirúrgico</td></tr><tr><td>Gaze estéril 2"x2"&nbsp;</td><td>Dynarex</td><td>3362</td><td>Gaze consumível</td></tr><tr><td>4"x4"&nbsp;</td><td>Covidien</td><td>2556</td><td>consumível</td></tr><tr><td>Vaporizador de anestesia</td> Equipamento <td>de V703001</td><td></td><td>Surgivet</td></tr><tr><td>Caixa de lúcia Equipamento</td><td>personalizado</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Equipamento Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mesa de corrente descendente</td><td>Equipamento</td><td>Airscience</td><td></td></tr><tr><td>Plataforma cirúrgica de mesa</td><td>Equipamento</td> <td>personalizado</td><td></td></tr><tr><td>Cateter Arterial</td><td>Personalizado - Scientific Commodities Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cateter Venoso</td><td>Consumível Personalizado - Scientific Commodities Inc.</td><td></td><td>consumíveis</td></tr><tr><td>Sistema de aquisição de dados</td><td>ADInstruments</td><td>Powerlab 16/30</td><td>Software</td></tr><tr><td>de análise de dados</td><td>ADInstruments</td><td>LabChart v7.3</td><td>Bombas</td></tr><tr><td>de infusão programáveis</td><td>Harvard Apparatus</td><td>PHD</td><td>Ultra equipment</td></tr></tbody></table>

cateterismo da artéria carótida e jugular para executar as medidas hemodinâmicas, infusões e sangue de amostragem em um rat consciente modelo

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

O sucesso de um modelo animal pequeno para estudar a doença crítica é, em parte, dependente da habilidade do modelo para simular a condição humana. Inoculação intra-traqueal de uma quantidade conhecida de bactérias tem sido utilizados com sucesso para reproduzir a patogénese da pneumonia, que então se desenvolve em sépsis. Monitoramento de parâmetros hemodinâmicos e fornecer tratamento clínico padrão, incluindo a infusão de antibióticos, fluídos e medicamentos para manter a pressão arterial é fundamental para simular cuidados de suporte de rotina neste modelo, mas para fazê-lo requer tanto arterial e acesso vascular venosa. O vídeo detalha a técnica cirúrgica de implantes artéria carótida e cateteres na veia jugular comuns em um rato anestesiado. Após um período de recuperação de 72 h, os animais serão anestesiados e re-ligado a um tirante de configuração giratória e ligado à caixa de roedor que liga os cateteres implantados ao sistema de monitorização hemodinâmica. Esta configuração permite a livre circulação dorato durante o estudo, enquanto monitora continuamente as pressões, infusão de líquidos e medicamentos (antibióticos, vasopressors) e realizando coleta de sangue.

As alterações na pressão vascular são transmitidos através dos cateteres cheios de fluido (Figura 1) e convertida em sinais eléctricos representados pelas formas de onda hemodinâmicos (Figuras 2, 3). Sem acesso vascular, estas medidas não poderiam ser feitas. Transmissão em tempo real das formas de onda permite a detecção e análise de mudanças em um batimento a batimento base (Figura 2). Comprimir a escala de tempo das formas de onda permite quantificar as alterações que ocorrem ao longo de um período mais longo (minutos até dias) (Figura 3, 4 curvas superiores), que pode ser correlacionada com as alterações nas taxas de infusão vasopressora (Figura 3, 4 curvas inferiores). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig1.jpg"> Figura 1. Cateter Projeto: Os detalhes dos componentes das arteriais e venosos cateteres PU, poliuretano;. PE, polietileno (comprimento do segmento) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig1highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig2.jpg"> Figura 2. Em tempo real formas de onda Mapa de 4 roedores típicos 7 dias após o cateterismo mais de 7 seg. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig2highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig3.jpg"> Figura 3. ondas MAP compactado pelo tempo de 4 roedores típicos (superiores 4 formas de onda) 7 dias após o cateterismo mais de 1 hora. Quando o mapa é em média mais baixos (4 formas de onda), esse valor é usado para disparar ACRESCENTA elevada (&lt;90 mmHg) , baixo (&lt;100 mmHg) ou parar (&gt; 110) resposta do fluxo da bomba de infusão. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig3highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

Acessos vasculares para medir a hemodinâmica, fornecer fluidos e realizar amostras de sangue são importantes para qualquer estudo de modelo de pequenos animais. Apresentamos uma técnica de implante de cateteres na artéria carótida e na veia jugular comum em um rato anestesiado para conexão a um sistema para realização de monitoramento, infusões e amostragem.

Cateterismo da artéria carótida e jugular para executar as medidas hemodinâmicas, infusões e Sangue de amostragem em um Rat Consciente Modelo

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

O objetivo geral deste procedimento é apresentar uma técnica para implantar cateteres na artéria carótida e na veia jugular comum Para medir a hemodinâmica, fornecer fluidos e realizar amostras de sangue em um rato ambulatorial. Isso é feito primeiro colocando um cateter na veia jugular direita e, em seguida, colocando um cateter na artéria carótida esquerda. Os dois cateteres são então tunelados sob a pele e exteriorizados entre as omoplatas.Em última análise, os cateteres são conectados a uma configuração de amarração e giro que permite um movimento livre do rato. Enquanto o experimentador pode medir pressões, infundir fluidos e coletar amostras de sangue. A demonstração visual desse método é fundamental, pois várias das etapas são difíceis de aprender.A permeabilidade do cateter depende da colocação precisa, que é muito orientada para a técnica, aumentando a importância de ver como é feito antes da cirurgia. Todos os instrumentos e cateteres devem ser esterilizados a gás. Verifique se há vazamentos nos cateteres usando glicerol heparinizado, enchendo cada cateter e tampando-o com uma rolha de metal.Limpe a estação de trabalho e todas as superfícies com etanol 70%. Em seguida, cubra a mesa de operação com uma cortina estéril e coloque uma cortina adicional na bandeja de instrumentos. Quando o rato estiver inconsciente, raspe o pescoço nos lados anterior e posterior.Após o barbear, aplique lubrificante nos olhos do rato. Agora transfira o animal para o local da cirurgia. Coloque-o sobre uma almofada quente para manter a temperatura corporal.Em seguida, prenda um cone nasal e forneça 3,5% de flúor. Complete os preparativos limpando a pele com esfoliantes alternados de Betadine e etanol 70%. Confirme se o rato não responde usando um beliscão no dedo do pé.Em seguida, inicie a cirurgia primeiro usando uma tesoura, faça uma incisão na linha média da pele de 0,5 centímetro entre o escapo Em seguida, vire o rato para a posição dorsal. Em seguida, prenda suavemente as pernas para os lados com elásticos e coloque um pouco de gaze enrolada sob o pescoço para melhorar a exposição do local da cirurgia.Agora use um bisturi para fazer uma incisão ventral de dois centímetros na pele cervical à direita da próxima linha média e no nível da clavícula para cateterizar a veia jugular direita. Primeiro, use um hemostático para dissecar sem rodeios a veia jugular direita. Separe os tecidos salivares e linfáticos e isole uma seção de cinco milímetros da jugular.Em seguida, usando quatro suturas de seda zero, coloque uma gravata solta nas extremidades cranial e coddle da veia jugular para maximizar sua exposição. Em seguida, com uma tesoura microcirúrgica, faça uma incisão para o cateter longitudinalmente entre as ligaduras. Em seguida, amarre a ligadura craniana ao redor do vaso após a incisão.Use o gancho de dissecação micros e a pinça para inserir o cateter na jugular em direção ao coração até que todo o segmento PU três F esteja no vaso. Em seguida, aperte as ligaduras nas extremidades cranial e do mimo para prender o cateter. Agora cateterize a artéria carótida esquerda.Primeiro, use um hemostático para dissecar sem rodeios o músculo oma e expor uma seção de cinco milímetros da artéria carótida esquerda. Certifique-se de que o nervo vago esteja completamente separado da artéria. Não destrua ou quebre o nervo.Em seguida, coloque quatro suturas de seda zero com um ranho solto na extremidade do vaso. Em seguida, amarre a extremidade cranial do vaso e, criticamente, coloque uma braçadeira de buldogue acima da sutura para interromper o fluxo sanguíneo após a incisão. Usando uma tesoura microcirúrgica, faça uma incisão longitudinal entre as ligaduras para passar o cateter.Em seguida, insira o cateter arterial em direção ao coração usando um gancho de microdissecação e uma pinça. Agora, sem travá-lo, use um pequeno porta-agulha para segurar firmemente a parte do cateter no vaso. Em seguida, remova o bulldog clamp.Em seguida, usando a pinça, avance o cateter enquanto afrouxa lentamente o porta-agulha encaixando todo o segmento de PU dois F na carótida. Esta etapa exigirá prática para minimizar a perda de sangue. Agora aperte a ligadura do bebê ao redor do cateter, mas não tão apertado a ponto de ocluir.Para finalizar, use um hemostático reto para tunelar subcutaneamente, um tubo de cinco centímetros atrás da orelha e através da incisão entre o escapo. Em seguida, exteriorize os cateteres através do tubo e remova o tubo. Agora feche a incisão do ventrículo com três clipes de aço inoxidável enquanto prende os cateteres exteriorizados.Em seguida, feche a incisão dorsal usando quatro pontos de seda zero. Agora termine a anestesia e deixe o rato se recuperar em decúbito lateral na cama de celulose no pós-operatório. Observe os ratos a cada duas horas por pelo menos quatro horas ou até que eles não mostrem sinais de dor.Em seguida, verifique os ratos diariamente. Se um rato precisar de dor, forneça cetoprofeno a cada 12 horas na preparação. Lave previamente os cateteres longos envoltos em bobina com solução salina de heparina.Esses cateteres são conectados ao topo de uma gaiola de caixa de sapatos usando um giro e prendem os cateteres externalizados no rato, anestesiam um rato como antes e fornecem anestésico por meio de um cone nasal para garantir que o rato tolere o procedimento. Agora, usando a braçadeira de hemostáticos com tampa de borracha, os cateteres arteriais e venosos logo abaixo dos pinos do plugue de metal, a borracha é para evitar danificar os cateteres. Em seguida, use uma pinça para remover o pino de metal na extremidade do cateter e, com uma agulha embotada, coloque uma seringa de um mililitro cheia de solução salina de heparina.Por sua vez, remova os hemostáticos e retire 0,1 mililitros para verificar se os cateteres estão pérvios. Agora aperte os cateteres, remova a agulha e coloque os cateteres mais longos. Em seguida, conecte os cateteres longos aos transdutores.Depois de concluído, deixe o rato se recuperar na posição esternal sobre a camada de celulose. Para manter a permeabilidade do cateter arterial, lave as linhas com 0,05 mililitros de solução salina de heparina a cada hora, coincidindo com avaliações regulares do animal Para coletar uma amostra de sangue. Primeiro, conecte uma seringa vazia à torneira de parada conectada ao cateter arterial.Retire uma descarga em linha de 0,6 mililitro. Em seguida, coloque uma seringa de amostra na linha e colha a amostra de sangue. Em seguida, retorne o volume de descarga em linha e siga-o com 0,7 mililitros de solução salina heparinizada.Enquanto isso, a PAM e as frequências cardíacas são registradas no software e os medicamentos podem ser administrados usando um sistema automatizado conectado ao cateter venoso, que mantém as condições fisiológicas usando dados de pressão em tempo real. As mudanças na pressão vascular são transmitidas através dos cateteres de campo de fluido e convertidas em sinais elétricos. Os dados são representados como formas de onda hemodinâmicas.Sem acesso vascular, essas medidas não poderiam ser feitas. O streaming de dados em tempo real permite que o experimentador detecte e analise alterações batida a batida. A compressão da escala de tempo das formas de onda pode ser feita para quantificar as mudanças que ocorrem em longos períodos de tempo.Como esperado, esses dados se correlacionarão com mudanças na taxa de infusão do vasopressor Uma vez dominada, essa técnica pode ser feita em menos de 15 minutos se for realizada corretamente.

catheterization-carotid-artery-jugular-vein-to-perform-hemodynamic

Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

O grampo hiperinsulinêmico euglicêmico-é o "padrão ouro" para a avaliação da ação da insulina. A insulina é infundida a uma taxa constante estimulando a captação de glicose. A quantidade de glicose exógena infundido para combater essa queda é um indicativo de sensibilidade à insulina. Aqui, o procedimento é realizado em um rato, consciente desenfreada.

Hiperinsulinêmico euglicêmico-Clamp in the Rat Consciente

Cateterização crônica dos vasos sangüíneos no rato é muitas vezes necessária para a administração de substâncias, obter amostra de sangue durante um período de tempo ou para medições de pressão direta consciente sangue. Cateterismo arterial femoral do rato e medidas correspondentes da pressão arterial em que o animal consciente será demonstrado.

Cateterismo arterial e venoso femoral para coleta de sangue, Drug Administration e Pressão Arterial Consciente e Medidas de freqüência cardíaca

Neste vídeo, demonstramos um procedimento cirúrgico para canular a artéria carótida esquerda em um modelo de rato.

Canulação da artéria carótida em modelo de rato

Oclusão carotídea bilateral juntamente com hipotensão sistêmica produz isquemia cerebral em ratos, resultando em danos ao hipocampo com gravidade reproduzível. Assuntos animais são prejudicados com padrões previsíveis de danos cerebrais, eles se recuperam expediente, e as taxas de mortalidade são comparativamente baixas.

2-oclusão do vaso / hipotensão: um modelo de rato de isquemia cerebral

Um protocolo para as infusões crónicas de glicose e Intralipid no rato é descrito. Este modelo pode ser utilizado para estudar o impacto do excesso de nutrientes sobre a função do órgão de parâmetros fisiológicos.

Um Modelo de Infusão Crónica de nutrientes no Rato

Este artigo descreve um modelo de rato de fibrilação ventricular induzida eletricamente e ressuscitação por compressão torácica, ventilação e aplicação de choques elétricos que simula um episódio de parada cardíaca súbita e ressuscitação cardiopulmonar convencional. O modelo permite reunir insights sobre a fisiopatologia da parada cardíaca e explorar novas estratégias de ressuscitação.

Um modelo de rato de Fibrilação Ventricular e Reanimação por Técnica de tórax fechado convencional

Aqui um protocolo para a amostragem contínua do sangue durante a imagem latente de PET/CT dos ratos para medir a função de entrada arterial (AIF) é descrito. O cateterismo, a calibração e a configuração do sistema e a análise dos dados da radioatividade sanguínea são demonstrados. Os dados gerados fornecem parâmetros de entrada para a modelagem Biocinética subsequente.

A amostragem contínua do sangue no tomography de emissão de Positron animal pequeno/tomography computado permite a medida da função de entrada arterial

Técnicas microcirúrgicas detalhadas são demonstradas para estabelecer um modelo de rato de cannulação vesícula ve jugular de longo prazo para coleta de sangue sequencial no mesmo animal. Parâmetros fisiológicos e hematológicos foram monitorados durante a fase de recuperação do rato. Este modelo foi aplicado para estudar farmacocinética de polifenól administrado oralmente sem induzir o estresse animal.

Habilidades Microcirúrgicas de Estabelecer Cannulação permanente de veia jugular em ratos para amostragem de sangue serial de droga administrada oralmente

Apresentamos aqui uma combinação de métodos eficazes de restrição em ratos e punção da veia subclávia que permitem a coleta de sangue rápida, segura e repetida em ratos sem anestesia.

Coleta de sangue da veia subclávia em ratos conscientes

Este protocolo experimental descreve um modelo de rato canulado por ducto linfático hepático que permite avaliação direta e quantitativa da drenagem linfática e vascular hepática. O modelo permite amostragem simultânea de sangue linfático hepático e sistêmico para investigar o transporte hepático, metabolismo e sinalização imunológica, apoiando estudos de farmacocinética de medicamentos e biologia específica do fígado.

Um modelo abrangente de RAT para avaliação de vias de transporte hepático por meio de amostragem simultânea linfática e vascular sanguínea

Aprenda a técnica de cateterismo da artéria carótida e veia jugular em ratos para medidas hemodinâmicas, infusões e amostragem de sangue em modelo ambulatorial consciente.

Cateterismo da artéria carótida e jugular para executar as medidas hemodinâmicas, infusões e Sangue de amostragem em um Rat Consciente Modelo (Vídeo) | JoVE Journal

Cateterismo da artéria carótida e jugular para executar as medidas hemodinâmicas, infusões e Sangue de amostragem em um Rat Consciente Modelo

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