Name: Vivo-imaging da Drosophila Pupal Eye (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-01-12T13:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 54 s
Description: Aprenda a realizar imagens in vivo do olho pupal de Drosophila para estudar neuroepitélio e padrões celulares. Este método estabiliza tecidos vivos e revela dinâmicas de desenvolvimento ocular.

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Os autores agradecem a David Larson por desenvolver o protocolo original para a imagem do olho de pupa vivo da Drosophila. Agradecemos aos nossos colegas Richard Carthew, Shoichiro Tsukita e Matthew Freeman, que desenvolveram as moscas transgênicas que combinamos para gerar nossas linhas de moscas de imagens ao vivo. Brittany Baldwin-Hunter fez comentários úteis sobre o manuscrito. Este trabalho foi apoiado por fundos iniciais concedidos a Ruth Johnson pela Wesleyan University.

A Figura 3 mostra um resumo do procedimento experimental. 1. Preparação do Tecido <ol><li> Para determinar as consequências de expressão modificada de um gene de interesse, configure o seguinte cruzamento em duplicado e mantida a 25 ° C: UAS-transgene (machos) X GMR-GAL4; UAS-α-cat: GFP, ubi-DE-Cad: GFP; NOTA + / SM5-TM6b (fêmeas virgens): Para obter o controle cruzado tecido UAS-lacZ machos para GMR-GAL4; UAS-α-cat: GFP, ubi-DE-Cad: fêmeas GFP. β-galactosidase não gera defeitos no comportamento de células na retina. </li><li> Para melhorar a eficácia de transgenes RNAi, cross UAS-RNAi machos para GMR-GAL4, UAS-DCR-2; UAS-α-cat: GFP, ubi-DE-Cad: GFP; + / SM5-TM6b fêmeas virgens. NOTA: defeitos ocasionais no comportamento de células que expressam em retinas foram observados ectópica DCR-2 (dados não mostrados). Vigilância é recomendado se usar essa abordagem. </li><li> Seleito branco pré-pupas de genótipos adequados e coloque em 1,5 ml microtubos. Se as pupas expressar DCR-2, selecione pupas macho ou fêmea: expressão de UAS-DCR-2, uma inserção no cromossomo X, é mais forte nos machos. As pupas devem ser sexados a 0 hr APF antes de pigmentação do caso de pupa - as gônadas dos machos são visíveis como grandes globos translúcidos nas laterais da pupa (cerca de um terço do posterior). </li><li> Incubar microtubos contendo pupas, em um plástico ponta-box limpo a 25 ° C. Para evitar a dessecação de lugar pupas a 10 cm2 pedaço de tecido, embebido em água destilada, em ponta-box. NOTA: se a umidade na ponta-box se torna muito alto o caso de pupa pode ficar encharcado e difícil de dissecar em etapas subsequentes. </li><li> Incubar por tempo apropriado. Para capturar comportamentos celulares associados a padronização do olho, preparar pupas para geração de imagens em torno de 17 horas APF, 20 horas ou 24 horas APF APF. Veja resultados representativos para uma discussão mais aprofundada sobre quando os comportamentos específicos de células são melhor observados. </li><li> Coloque um pedaço de fita dupla face fresco em um Sylgard preto dissecção prato. Posicione um lado pupa, dorsal para cima, com a cabeça do pupa aderida à fita (Figura 1A) de dupla face .Try a não aderirem a região torácica e abdominal da pupa à fita dupla face. Com uma pinça cuidadosamente levantar e remover o opérculo para expor a cabeça de pupa. Rasgar ao longo do lado da caixa de pupa para expor a área em torno de um olho. </li><li> Remova cuidadosamente a pupa da fita adesiva. Se a pupa permanece aderente, aplique uma pequena quantidade de água destilada para a junção entre o caso de pupa e fita adesiva para enfraquecer a aderência. </li></ol> 2. Montagem <ol><li> Construa um pequeno 15 mm 2 moldura de papel mata-borrão e perfurar um buraco no middlethat é de 5,5 mm de diâmetro (Figura 1B). Mergulhe em água destilada e colocar emo centro de uma lâmina de microscópio. Usando uma seringa de 30 cc, esprema um anel uniforme de vaselina para cercar o quadro de papel mata-borrão. Certifique-se de que o anel de vaselina é marginalmente maior do que a largura da pupa e que o diâmetro do anel é ligeiramente menor que a largura de uma lamela de cobertura. </li><li> Adicionar uma pequena gota de vaselina directamente sobre a lâmina, no furo perfurado para o papel absorvente (Figura 1C) .Carefully providenciar a pupa, por seu lado, apoiado pelo rebordo vaselina (Figura 1D). </li><li> Coloque uma lamela em cima do anel de vaselina para que ele contata o epitélio acima do neuroepithelium olho (Figura 1D). Gentilmente comprimir a preparação para selar a lamela contra a vaselina e gerar uma pequena superfície de contato plana entre a região dos olhos pupa e lamela. </li></ol> 3. Imagem de Fluorescência <ol><li> Imagem a preparação de pupa usando ummicroscópio fluorescente. Cada 7 min captura secções em série através do domínio apical do neuroepitélio olho, na região das junções aderentes. NOTA: a) cortes seriados apropriados são geralmente 4-5 por z-stack composta de 0,2 um z-passos. b) Irregularidades na topologia do epitélio, incluindo colisões leves e dobras, pode tornar-se um desafio para adquirir imagens com foco de grandes regiões do tecido. Enquanto imagem, pode-se encontrar parte de uma área de interesse para ser em foco, e uma região vizinha de estar fora de foco. Incluindo uma pequena gota de água destilada entre o olho pupa e lamela pode eliminar algumas dobras de tecido aguda, mas não a característica topologia levemente desigual dos estágios iniciais da morfogênese olho de pupa. Nesses casos sobreamostra o tecido através do alargamento do z-stack até em foco fatias são adquiridos para todo o campo. c) A captura de cortes seriados a cada 7 min deve habilitar live-imagiologia por 3 a 4 horas sem uma redu significativasç ã o da intensidade da fluorescência da GFP que pode comprometer a qualidade da imagem. Intervalos de tempo mais curtos pode reduzir o tempo total da imagem. </li><li> Continuar imagiologia por 3 a 4 horas. Não use um foco automático e função do tempo que está disponível em muitos microscópios fluorescentes desde que o crescimento de pupa e bombeamento da hemolinfa move a posição da retina e vigilante re-focagem é necessária a cada 14-21 min. NOTA que a imagem para além das 4 horas podem retardar ou parar a morfogênese do olho. </li><li> Use software deconvolution apropriado para reduzir o fundo e aumentar o contraste das imagens de cortes de série. Para cada arquivo z-stack, faça o seguinte no software LAS AF (ver Tabela de Materiais): Vá até o painel Ferramentas, selecione Deconvolution 3D e clique em Aplicar. </li><li> Gerar imagem para cada arquivo de pilha deconvoluídos uma projeção máxima (MP): Vá até o painel Ferramentas, selecione Projeção 3D e clique em Aplicar. NOTA: O algoritmo de máxima de projeção pode falhar para gerar um uniformely imagem em foco para o tecido que foi oversampled. Uma técnica para afiar as regiões fora de foco é descrito na etapa 5.2. </li></ol> 4. Pós-Imaging Resgate Pupal e Verificação Fenótipo <ol><li> Para avaliar se os artefatos foram introduzidos ou a pupa prejudicado durante o exame, retire cuidadosamente a pupa da plataforma de imagem: usando uma pinça retire a lamela e transferir a pupa para um frasco limpo de alimentos. Guarde-o em temperatura ambiente ou 25 ° C até que a mosca adulta emerge. </li><li> Examine cuidadosamente o fenótipo do olho adulto e comparar com os olhos de moscas adultas emergentes da cruz fly inicial. </li></ol> 5. Processamento de Imagem <ol><li> Alinhamento automático Image: NOTA: O tecido Drosophila ao vivo vai mudar e crescer ao longo do processo de imagem. Consequentemente, os centros de imagens recolhidas nos sucessivos pontos de tempo pode não corresponder ao mesmo ponto no tecido Drosophila. Além disso, oToda disco retinal gira cerca de 30 ° entre ~ 21 e 23 hr APF. Para realçar os comportamentos de células individuais e reduzir as distrações causadas pelo crescimento do organismo, alinhe cada MP image.While esta pode ser realizada manualmente, o software de edição de imagem usada aqui (ver Tabela de Materiais) tem algoritmos internos que podem acelerar o processo. <ol><li> Na guia Arquivo do menu principal, Scripts Abrir e selecione Carregar arquivos em Stack. </li><li> Importe os arquivos de imagem MP no painel Layers de carga e selecione OK. Certifique-se de que a tentativa de alinhar automaticamente Fonte opção Imagens não está marcada. NOTA: Se esta opção for selecionada, o software pode utilizar um algoritmo de alinhamento que distorce os dados da imagem. </li><li> Uma vez que todos os arquivos MP ter carregado no painel de Layers, certifique-se que todas as imagens estão em ordem cronológica de tal forma que o ponto de tempo mais próximo está no topo da pilha de camadas. Se as camadas não estão na ordem correta, arraste e solte-os até que eles são ordenadoscorretamente. </li><li> Selecione Auto-Align Layers na guia Editar do menu principal. Escolha Reposition e clique em OK. </li><li> Se o algoritmo Auto-Align não consegue orientar os quadros para um ponto focal relevante, fazer pequenos ajustes usando a ferramenta Move. </li></ol></li><li> Afiação Composite: NOTA: regiões Fora de foco de uma imagem inicial MP pode ser aguçado por «culturas &#39;a pilha deconvoluídos correspondente no software LAS AF. Recorte de uma pilha permite um arquivo para restringir manualmente o intervalo de uma pilha-z que é submetido ao algoritmo de projecção máxima. <ol><li> Localize a função de corte no painel Ferramentas (na guia Processos). Restringir manualmente as fatias iniciais e finais, que abrangem apenas o cinto de adesão no interior da região inicialmente fora de foco. Clique em Aplicar para gerar um novo arquivo de pilha que é otimizado para esta região. </li><li> Gerar uma nova projeção máxima para a pilha otimizado localmente e exportação como um arquivo TIFF. </li><li> Em the software de edição de imagem (ver Tabela de Materiais), Scripts abertas (localizadas na guia Arquivo do menu principal) e selecione Carregar Arquivos na Pilha. </li><li> Importe o arquivo de imagem inicial MP e arquivo otimizado localmente MP para um ponto determinado momento no painel Layers de carga e selecione OK. Certifique-se de que a tentativa de alinhar automaticamente Fonte opção Imagens não está marcada. </li><li> Selecione as duas camadas nas camadas painel e em seguida, escolha Mesclar camadas automaticamente (localizado na guia Editar do menu principal) para mascarar automaticamente as regiões apropriadas das duas imagens, produzindo uma forma uniforme em foco campo da retina. Salve esta imagem composta como um arquivo TIFF. </li><li> Repita os passos 5.2.1 através de 5.2.5 para todas as imagens subótimas MP. </li></ol></li><li> Outros Ajustes: girar, cortar e ajustar os níveis das camadas de filmes: <ol><li> Com todas as camadas selecionadas, use a ferramenta Transform (Edit&gt; Free Transform) para girar as imagens, de modo que o eixo dorso-ventral da retina está alinhadopara o eixo y do quadro de filme. </li><li> Se necessário, use a ferramenta de corte para reduzir o campo de visão para um tamanho e forma desejados. </li><li> Use de ajuste do nível (de quadros individuais) para ajudar a aumentar o contraste entre a membrana celular e do corpo da célula. </li><li> Para efeitos estilísticos e enfatizar comportamentos de células específicas, apresentar falsa cor para destacar pontos de interesse em cada quadro. </li></ol></li><li> Animação: transformar as imagens em um filme: <ol><li> Abra o painel de Animação a partir da guia do Windows do menu principal. Selecione Criar Quadros de Camadas no menu localizado no canto superior direito do painel de Animação. </li><li> Note-se que as camadas são adicionadas ao painel de animação em ordem sequencial começando a partir do fundo da pilha. Para inverter a ordem dos quadros, primeiro selecione todos os quadros e, em seguida, selecione Inverter quadros a partir do menu do painel Animação. </li><li> Selecione um tempo de retardo de imagem para cada quadro usando o menu suspenso abaixo do polegar quadroprego. NOTA: O atraso de quadro para Movies 1-4 apresentada neste artigo é de 0,8 segundos. </li><li> Na guia Arquivo do menu principal, aberta Exportar e selecione Acabamento em Vídeo. Escolha QuickTime Export sob Opções de arquivo e selecione um formato de vídeo desejado. Sob rendem Opções definir Frame Rate para personalizada, insira uma taxa de quadros de 15, e clique em Render. </li></ol></li></ol>

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<li>Sawamoto, K., Okano, H., Kobayakawa, Y., Hayashi, S., Mikoshiba, K., Tanimura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+function+of+argos+in+regulating+cell+fate+decisions+during+Drosophila+eye+and+wing+vein+development%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">The function of argos in regulating cell fate decisions during Drosophila eye and wing vein development.</a> Dev. Biol. 164, 267-276 (1994).</li>
<li>Yu, S. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+pathway+of+signals+regulating+effector+and+initiator+caspases+in+the+developing+Drosophila+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">A pathway of signals regulating effector and initiator caspases in the developing Drosophila eye.</a> Development. 129, 3269-3278 (2002).</li>
<li>Liu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+tugging+force+regulates+the+size+of+cell-cell+junctions%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci%22%5BJournal%5D)">Mechanical tugging force regulates the size of cell-cell junctions.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 107, 9944-9949 (2010).</li>
<li>Miyake, Y., Inoue, N., Nishimura, K., Kinoshita, N., Hosoya, H., Yonemura, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Actomyosin+tension+is+required+for+correct+recruitment+of+adherens+junction+components+and+zonula+occludens+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Actomyosin tension is required for correct recruitment of adherens junction components and zonula occludens formation.</a> Exp. Cell Res. 312, 1637-1650 (2006).</li>
</ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

A descrição de desenvolvimento do tipo selvagem (acima) constitui a base para a comparação de padrões de eventos em RNAi ou genótipos superexpressão. Comparações de desenvolvimento do tecido vivo são de valor inestimável para determinar precisamente quais os comportamentos celulares são regulados por uma proteína de interesse. Além disso, e não descrita aqui, imagem de células vivas permite que se faça descrições qualitativas e / ou quantitativas da função de um gene de interesse em que os eventos padrão a olho. Por 30-...

O composto do olho de Drosophila é caracterizada por a disposição dos seus estereotipado ~ 750 ommatidia separadas por um favo de mel-reticulado de células de pigmento acessório 4,5. Estas células de pigmento são modeladas por uma combinação coordenada de eventos: movimentos locais de células, crescimento de células, alterações na forma da célula, e a apoptose. Visualização vivo deste epitélio permite estudar os mecanismos moleculares subjacentes a esses acontecimentos num contexto tridimensional fisiologicamente relevante e não perturbada. Em contraste com os protocolos anteriores 6,7, a técnica descrita aqui incorpora um método eficiente para estabilizar o movimento tecidos estranhos que não pode ser desacoplado do processo de imagiologia. Este método aumenta a estudos de comportamento de células no desenvolvimento de Drosophila epitélio pupa olho - um tecido que cresce, gira, e deslocamentos ao longo da imagem. Além disso, a estabilização de movimento técnica dedescrito aqui será útil para estudar as células em outros contextos em que ocorre o movimento estranho. Para visualizar os limites das células no campo de retina de Drosophila, mosca linhas transgénicas foram geradas que expressam ubi-DE-caderina: GFP, bem como UAS-α-catenina: GFP sob o controlo do controlador do olho GMR-GAL4 específico 1-3. A utilização de dois marcadores de membrana GFP permite a visualização de limites da célula com menor intensidade de luz. Isso minimiza o dano tecidual e fotodegradação na exposição repetida a comprimentos de onda de alta energia, permitindo uma maior taxa de quadros e duração do filme. Para melhorar a eficácia de transgenes RNAi, UAS-DCR-2 também foi incorporada uma segunda linha de fly 8. Numa terceira actualização de protocolos anteriores, um equipamento de imagem simples que pode ser facilmente montado na maioria dos laboratórios é descrito. Este aparelho elimina a exigência de ter uma imagem r especializadaig gerado por uma universidade &quot;máquina shop &#39;ou serviço similar. Este equipamento de imagem é semelhante ao utilizado para a imagem de outros tecidos pupa 9,10. É apresentado aqui um protocolo de imagens ao vivo de células simples que pode ser usado para avaliar directamente os eventos morfogenéticas que contribuem para a modelação do olho de ~ 17 e 42 horas após a formação pupário (hr APF). Especificamente, este protocolo permite que se determinar as conseqüências de modificar a expressão de genes durante o desenvolvimento de pupa.

<table><tbody><tr><td>GMR-GAL4; UAS-a-cat:GFP, ubi-DE-Cadherin:GFP; + / SM5-TM6b</td><td>Disponível a pedido dos autores</td><td></td><td></td></tr><tr><td>UAS-dcr-2; UAS-a-cat:GFP, ubi-DE-Caderina:GFP; + / SM5-TM6b&nbsp;</td><td>Disponível a pedido dos autores</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fita adesiva dupla adesiva</td><td>3M</td><td>665</td><td></td></tr><tr><td>Prato</td><td></td><td></td> de dissecação Black Sylgard <td>Encha a placa de Petri de vidro até a borda com Sylgard (de cor preta com pó de carvão finamente moído) ou Sylgard 170; deixe em temperatura ambiente por 24-48 horas para polimerizar</td></tr><tr><td>Sylgard</td><td>Dow Corning</td><td>SYLG184</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard (Black)</td><td>Dow Corning</td><td></td><td></td>SYLG170</tr><tr><td>Placa de Petri de vidro</td><td>Corning</td><td>7220-85</td><td></td></tr><tr><td>25 x 75 x 1 mm lâmina de microscópio de vidro</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-413</td><td></td></tr><tr><td>22 x 40 mm lamínula de cobertura de vidro</td><td>VWR</td><td>48393-172</td><td></td></tr><tr><td>Fórceps&nbsp;</td><td>Ferramentas de Ciência Fina</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>Whatman 3mm Papel para Cromatografia</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-713-336</td><td></td></tr><tr><td>Vaselina</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-086-291</td><td>Ou compre na farmácia local.</td></tr><tr><td>Seringa de 30 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>S7510-30</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio Leica TCS SP5 DM</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LAS AF Versão 2.6.0.7266 software de microscópio</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

vivo-imaging da drosophila pupal eye

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Processos inerentes de Drosophila desenvolvimento pupal pode mudar e distorcer o epitélio olho nas maneiras que fazem comportamento célula individual difícil de controlar durante imagens de células vivas. Estes processos incluem: rotação da retina, crescimento celular e movimento do organismo. Além disso, as irregularidades na topologia do epitélio, incluindo colisões sutis e dobras muitas vezes apresentado como o pupa é preparado para a imagem latente, fazer-se um desafio para adquirir imagens com foco de mais do que alguns ommatidia em um único plano focal. O fluxo de trabalho descrito aqui remédios esses problemas, permitindo uma fácil análise de processos celulares durante Drosophila desenvolvimento pupal olho. Apropriadamente pupas-staged estão dispostos em uma plataforma de imagiologia que podem ser facilmente montados na maioria dos laboratórios de Ubiquitina-DE-caderina:. GFP e GMR-GAL4 UAS -driven-α-catenina: GFP são utilizados para visualizar os limites da célula no epitélio do olho 1 -3. Após deconvolution éaplicado a imagens fluorescentes capturados em múltiplos planos focais, as imagens de projecção máximos são gerados para cada ponto de tempo e aumentada utilizando software de edição de imagem. Algoritmos de alinhamento são usados ​​para estabilizar rapidamente movimento supérfluo, fazendo com que o comportamento das células individuais mais fácil de controlar.

Vivo-imaging do olho de pupa é uma estratégia bem-sucedida para observar o comportamento de células que contribuem para a padronização do neuroepithelium. O papel das proteínas específicas pode ser facilmente avaliada através da expressão de transgenes que modificam os níveis de proteína durante o desenvolvimento do olho. Para fazer isso GMR-GAL4 é utilizado para conduzir a expressão do transgene por trás do sulco morfogenética. Isto oferece a vantagem de não perturbar eventos anteriores que estabelecem o campo...

Este protocolo apresenta um método eficiente para obter imagens do neuroepitélio do olho pupal de Drosophila vivo. Este método compensa o movimento do tecido e a topologia irregular, melhora a visualização dos limites celulares por meio do uso de várias proteínas de junção marcadas com GFP e usa um equipamento de imagem facilmente montado.

Vivo-imaging da Drosophila Pupal Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

O objetivo geral deste procedimento é demonstrar um método eficiente para gerar imagens ao vivo Isso é feito removendo primeiro o permanente O da caixa da pupila e rasgando ao longo do lado para expor o neuro epitélio de um olho. O segundo passo é montar um equipamento de imagem e montar a pupa em uma pequena gota de vaselina.Em seguida, seções seriadas do neuroepitélio na região do cinturão de adesão são adquiridas usando um microscópio de fluorescência padrão. A etapa final é estabilizar a filmagem e fazer ajustes de cor no software de edição de imagem padrão. Em última análise, a imagem de células vivas do neuroepitélio da drosófila é usada para elucidar os comportamentos celulares desse padrão.A demonstração visual do olho deste método é crítica, pois dissecar parcialmente uma pupa e, em seguida, montá-la corretamente no equipamento de imagem pode ser complicado porque os pupi são bastante frágeis nesta fase. Além disso, a orientação correta da pupa e a colocação correta da lamínula acima do epitélio ocular são essenciais para o sucesso da imagem. Demonstrando o procedimento estará Mark Hellerman do nosso laboratório.Para iniciar o experimento, selecione pré-pús brancos de genó

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia do Desenvolvimento

Aqui nós descrevemos um protocolo para analisar a migração de células gliais no olho Drosophila desenvolvimento, utilizando análise microscópica ao vivo emparelhado com GFP tag células gliais.

Imagens ao vivo da migração das células da glia no Disco Drosophila Eye Imaginal

Mesoscópica fluorescência tomografia opera além dos limites de penetração de tecido de corte de microscopia de fluorescência. A técnica é baseada na projeção multi-iluminação e uma descrição do transporte de fótons. Demonstramos in-vivo visualização de corpo inteiro em 3D da morfogênese da GFP-expressando asa em discos...

Mesoscópica de fluorescência para Tomografia In-vivo Imaging de desenvolvimento Drosophila</em

Hemócitos Drosophila dispersam sobre a totalidade do embrião em desenvolvimento. Este protocolo demonstra como montar e imagem essas migrações usando embriões com hemócitos fluorescente etiquetado.

Imagens ao vivo de Drosophila melanogaster Embrionárias Migrações hemócitos

Preparação de Desenvolvimento e Adultos Drosophila Brains e retina de imagens ao vivo

Neste vídeo, descrevemos um método para imagens de células vivas de células em divisão assimétrica órgão sensorial progenitoras e células epidérmicas em...

Em células vivas, imagens de células precursoras de órgãos sensoriais na Intact Drosophila As pupas

Fonte: Hellerman, M. B., et al. Imagens ao vivo do  olho de pupa  de Drosophila. J. Vis. Exp. (2015)O vídeo demonstra uma técnica de imagem ao vivo para estudar o padrão dos olhos em uma pupa de Drosophila melanogaster. Os marcadores marcados com proteína fluorescente verde (GFP) permitem a visualização da organização e diferenciação celular durante a formação da estrutura ocular em desenvolvimento.

Imagens ao vivo do olho de pupa de Drosophila usando microscopia de fluorescência

O método de tomate / GFP-FLP / FRT envolve visualizando células fotorreceptoras mosaico em viver Drosophila. Ele pode ser usado para seguir os destinos das células fotorreceptoras individuais na retina durante dias ou semanas. Este método é ideal para estudos de degeneração da retina e doenças neurodegenerativas ou o desenvolvimento de células fotorreceptoras.

O tomate / GFP-FLP / FRT Method for Imaging ao vivo de Mosaico Adulto<em&gt; Drosophila</em&gt; As células fotorreceptoras

Este trabalho demonstra o uso de um microscópio confocal de varredura rápida para o comportamento das células de imagem diretamente através do pupário. Ao deixar o caso de pupa intacto, este método permite a observação e medição de processos celulares dinâmicos numa fase de desenvolvimento de Drosophila que é difícil de estudar directamente.

Imagem Através do Pupal Caso de<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Este protocolo detalha um método simplificado utilizado para conduzir imagem de células vivas, no contexto de um cérebro de larvas intacta. Abordagens imagens de células vivas são de valor inestimável para o estudo de células-tronco neurais divisões assimétricas, bem como outros processos neurogênicas e de desenvolvimento, de forma consistente descobrir mecanismos que anteriormente eram negligenciados.

Imagens ao vivo de<em&gt; Drosophila</em&gt; larval Neuroblastos

Este protocolo descreve um método detalhado para a longo prazo ex vivo cultura e imagens ao vivo de um disco imaginal Drosophila. Ele demonstra a diferenciação de fotorreceptores e rotação ommatidial dentro do período de 10 h de imagens ao vivo do disco olho. O protocolo é simples e não requer instalação caros.

Longo prazo Imagens ao vivo de<em&gt; Drosophila</em&gt; Disco para os olhos

Aqui, um protocolo é apresentado para imagens ao vivo de longo prazo da perna de Drosophila durante o estágio de pupa, envolvendo a remoção completa do pupário. Este protocolo também pode ser aplicado a outros tecidos.

Imagem ao vivo de longo prazo do desenvolvimento da perna de pupa de Drosophila após a remoção do pupário

Aprenda a realizar imagens in vivo do olho pupal de Drosophila para estudar neuroepitélio e padrões celulares. Este método estabiliza tecidos vivos e revela dinâmicas de desenvolvimento ocular.

Vivo-imaging da Drosophila Pupal Eye

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