Name: LED Thermo Flow - Combinando optogenética com Citometria de Fluxo (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-12-30T12:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 49 s
Description: Aprenda a integrar optogenética com citometria de fluxo para estudar sinalização celular em tempo real usando linfócitos B Ramos. Este dispositivo inovador permite caracterizar ferramentas optogenéticas com análise dinâmica de populações celulares.

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Agradecemos a J. Schmidt, da Universidade de Freiburg, por construir o dispositivo. Agradecemos a P. Nielsen e D. Medgyesi por seu apoio e leitura crítica deste manuscrito. Este estudo foi apoiado pela Deutsche Forschungsgemeinschaft através do SFB746 e pela Iniciativa de Excelência da Fundação Alemã de Pesquisa (GSC-4, Spemann Graduate School).

1. Desenho e Construção do Dispositivo <ol><li> As experiências-piloto NOTA: A intensidade da luz necessária para uma ferramenta e célula do tipo optogenetic específico podem variar significativamente. experiências-piloto com protótipos são úteis para estimar a intensidade da luz mínimo necessário. A ferramenta optogenetic utilizado para as experiências seguintes é uma construção de fusão Dronpa-Ligante-Dronpa. A sequência Dronpa foi obtido comercialmente (Veja Lista de Materiais). Um longo ligante foi clonado entre duas sequências Dronpa para permitir a construção de expresso para formar dímeros intramoleculares (e intermoleculares). As etapas descritas abaixo pode ser adaptado a muitas outras ferramentas optogenetic ou substâncias opticamente controlados. <ol><li> Transduzir linfócitos B Ramos com uma construção contendo Dronpa-Ligante-Dronpa seguindo as instruções do fabricante para a transdução usando o sobrenadante retroviral contendo-a partir de células de empacotamento. Colheita e contagem de células de acordo com um prériormente publicada protocolo 13. </li><li> Ressuspender as células a uma concentração de 1 x 10 6 / mL em meio (RPMI 1640, 10% FCS, 2 mM de L-glutamina inactivado pelo calor, 100 U / mL de penicilina, 100 U / mL de estreptomicina, e 50 uM de 2-mercaptoetanol) e transferi-los para um tubo de FACS de vidro. </li><li> Inserir o tubo num citómetro de fluxo e medir a intensidade de fluorescência de Dronpa (canal GFP) 14,15. </li><li> Usar óculos de proteção para todas as novas medidas para proteger os olhos de comprimentos de onda, possivelmente prejudiciais. </li><li> colocar manualmente uma luz LED 500 nm na parte exterior do tubo e continuar a medição da intensidade de fluorescência de Dronpa. </li><li> Aumentar o número e / ou intensidade das luzes LED até Dronpa intensidade de fluorescência diminui. </li><li> colocar manualmente uma luz LED 400 nm na parte exterior do tubo e continuar a medição da intensidade de fluorescência de Dronpa. </li><li> Aumentar o número e / ou intensidade das luzes LED até o fluo Dronparescência intensidade aumenta. </li><li> Use pelo menos tantas luzes LED para a construção do dispositivo, como previsto para ser necessário a partir do photoswitching nos passos 1.1.5 e 1.1.7. </li></ol></li><li> Construindo o dispositivo NOTA: O dispositivo foi construído por uma loja de usinagem profissional, o Technik Arbeitsgruppe da Universidade de Freiburg. A maioria das peças são feitos e não comercialmente disponíveis. As dimensões exactas de cada parte está representada nas Figuras 1 e 2. Para esclarecer a montagem deste dispositivo, Suplementar Video 1 é fornecido e os passos mais importantes são descritos abaixo. <ol><li> Um moinho peça a partir de cloreto de polivinilo (PVC) com as medidas exactas mostradas na Figura 1A. </li><li> Insira luzes LED nos orifícios perfurados de peça A e selar cada buraco com cola de PVC para evitar fugas de água. </li><li> Ligue LEDs a um transformador multicanal (cada comprimento de onda deve ocupar um elá separadael) com uma potência de saída ajustável de 0-29 mA. </li><li> Anexar a bainha exterior (B) com 3 parafusos a peça A, tal como descrito para proteger os LEDs de danos físicos. </li><li> Para ser capaz de ligar o dispositivo a uma bomba de água, cola, os grampos de tubo (C) nos orifícios perfurados da peça A (representada na Figura 1a, secção transversal Y: 9 mm e 61,5 milímetros) utilizando cola de PVC. </li><li> Corte um tubo de Plexiglas longa 58,5 mm (D1). </li><li> Fabricar peças D2 e D3 de vidro orgânico tal como representado na Figura 2. </li><li> pedaço de cola D3 para a parte inferior de D1 com Plexiglas cola. </li><li> Anexar uma borracha O-ring para peça D2 e ​​cola-lo para o topo da D1 com Plexiglas cola. NOTA: As peças de D1, D2 e ​​D3 em conjunto, formam parte D. </li><li> Insira peça D na peça A com 3 parafusos. </li><li> Teste o dispositivo de vazamento de água antes de aplicar energia ao transformador. </li></ol></li></ol> 2. medição da cinética de uma ferramenta de optogenética <ol&gt; <li> Prepare células <ol><li> células B Ramos Cultura em meio RPMI-meio (RPMI 1640, 10% de FCS, 2 mM de L-glutamina inactivado pelo calor, 100 U / mL de penicilina, 100 U / mL de estreptomicina, e 50 uM de 2-mercaptoetanol) a uma densidade de 3- 10 x 10 6 células / ml a 37 ° C e 5% de CO 2. </li><li> Colheita células B Ramos por centrifugação a 350 xg e 4 ° C durante 5 min. </li><li> Contagem de células utilizando uma câmara de contagem Neubauer, seguindo as instruções do fabricante e ressuspender 1-5 x 10 6 células em 600 uL forma. </li><li> Transferência das células para um tubo FACS vidro, colocá-los no gelo e protegê-los da luz até a medição. </li></ol></li><li> Prepara-se o citómetro de fluxo e o dispositivo. <ol><li> Ligue o dispositivo a uma bomba de água aquecida e ajustar a temperatura para 37 ° C. </li><li> Ao usar tubos de FACS de vidro, trocar o anel em O preto do citómetro de fluxo com uma borracha O-ring e adicionalmente aplicar gr silíciofacilidade. </li></ol></li><li> Medição <ol><li> Insira cuidadosamente o tubo de FACS de vidro para dentro do dispositivo e conecte-o citômetro de fluxo (Figura 3). </li><li> Inicie a medição e registro Dronpa intensidade de fluorescência (canal GFP). </li><li> Iluminar a amostra de células com 400 nm ou 500 nm de luz, respectivamente, e registrar a intensidade de fluorescência Dronpa (canal GFP). </li></ol></li><li> Análise de dados <ol><li> Analisar os dados experimentais com fluxo adequado citômetro software. Gráfico de dispersão para a frente contra dispersão sideward e portão as células vivas. Traça-se a intensidade de fluorescência Dronpa ao longo do tempo. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Dugue, G. P., Akemann, W., Knopfel, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comprehensive+concept+of+optogenetics%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">A comprehensive concept of optogenetics.</a> Prog Brain Res. 196, 1-28 (2012).</li>
<li>Tischer, D., Weiner, O. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Illuminating+cell+signalling+with+optogenetic+tools%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Illuminating cell signalling with optogenetic tools.</a> Nat Rev Mol Cell Biol. 15 (8), 551-558 (2014).</li>
<li>Toettcher, J. E., Voigt, C. A., Weiner, O. D., Lim, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+promise+of+optogenetics+in+cell+biology%3A+interrogating+molecular+circuits+in+space+and+time%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">The promise of optogenetics in cell biology: interrogating molecular circuits in space and time.</a> Nat Methods. 8 (1), 35-38 (2011).</li>
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<li>Toettcher, J. E., Gong, D., Lim, W. A., Weiner, O. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-based+feedback+for+controlling+intracellular+signaling+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Light-based feedback for controlling intracellular signaling dynamics.</a> Nat Methods. 8 (10), 837-839 (2011).</li>
<li>Toettcher, J. E., Weiner, O. D., Lim, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+optogenetics+to+interrogate+the+dynamic+control+of+signal+transmission+by+the+Ras%2FErk+module%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Using optogenetics to interrogate the dynamic control of signal transmission by the Ras/Erk module.</a> Cell. 155 (6), 1422-1434 (2013).</li>
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<li>Wend, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optogenetic+control+of+protein+kinase+activity+in+mammalian+cells%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Synth+Biol%22%5BJournal%5D)">Optogenetic control of protein kinase activity in mammalian cells.</a> ACS Synth Biol. 3 (5), 280-285 (2014).</li>
<li>Zhou, X. X., Chung, H. K., Lam, A. J., Lin, M. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+control+of+protein+activity+by+fluorescent+protein+domains%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Optical control of protein activity by fluorescent protein domains.</a> Science. 338 (6108), 810-814 (2012).</li>
<li>Baumgarth, N., Roederer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+practical+approach+to+multicolor+flow+cytometry+for+immunophenotyping%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol+Methods%22%5BJournal%5D)">A practical approach to multicolor flow cytometry for immunophenotyping.</a> J Immunol Methods. 243 (1-2), 77-97 (2000).</li>
<li>Givan, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+cytometry%3A+an+introduction%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Flow cytometry: an introduction.</a> Methods Mol Biol. 699, 1-29 (2011).</li>
<li>Brakemann, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reversibly+photoswitchable+GFP-like+protein+with+fluorescence+excitation+decoupled+from+switching%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">A reversibly photoswitchable GFP-like protein with fluorescence excitation decoupled from switching.</a> Nat Biotechnol. 29 (10), 942-947 (2011).</li>
</ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

A Thermo Fluxo de LED é um dispositivo inovador para estudar ferramentas optogenética em um citômetro de fluxo. Até agora, as amostras optogenética foram iluminados apenas com lasers de microscopia ou dispositivos lanterna 11,12. Dependendo do ângulo e distância da lanterna para a amostra, uma variabilidade substancial na quantidade de iluminação está prevista entre experiências. Além disso, há um limite para o número de lanternas uma única pessoa pode operar em um experimento. Is...

Optogenetic ferramentas têm vindo a ganhar popularidade, em parte, porque podem ser usadas para decifrar a fiação das vias de sinalização 1-4. Eles baseiam-se na capacidade das proteínas fotoactiváveis ​​para alterar a sua conformação e ligação de afinidade quando iluminada com luz. Combinando estas proteínas de elementos de sinalização permite a regulação específica de um único jogador dentro de complexas vias de sinalização intracelular 5-12. Consequentemente, uma via de sinalização pode ser estudada com alta resolução temporal e espacial. A maioria dos estudos optogenetic baseados em células utilizam métodos baseados em microscopia combinados com a cultura na presença de luz, seguido por análise bioquímica 11,12. Em contraste, um citómetro de fluxo singulariza células ao longo de um capilar e mede o tamanho da célula, granularidade e intensidades de fluorescência. Este método tem grandes vantagens em relação a microscopia ou bioquímicos métodos, incluindo a capacidade de analisar thousands de células na resolução de uma única célula vivendo em um tempo muito curto. Por isso, é desejável combinar Optogenetics com a citometria de fluxo. Para nosso conhecimento, não existe um protocolo estabelecido para citometria de fluxo optogenética. Um procedimento amplamente aceito é iluminar manualmente células de fora do tubo de reacção com dispositivos lanterna. No entanto, a iluminação manual no fluxo requer citómetro que a luz passe através do tubo de reacção e, para a imagem de células vivas, uma forma cilíndrica, da câmara de água aquecida. Isto faz com que a dispersão de luz substancial e perda de luz. Além disso, a intensidade da luz fornecida pela iluminação manual não é reprodutível entre experiências (ângulo, a distância, etc.) e não há um limite prático para o número de comprimentos de onda em um experimento. Ao construir o dispositivo LED Thermo Flow, fomos capazes de superar essas limitações. Com este dispositivo, as células podem ser iluminados com determinados comprimentos de onda em um tempforma durante as medições de citometria de fluxo controlado-ratura. Isto permite a quantidades precisas e reprodutíveis de luz dentro e entre experimentos. Para demonstrar a utilidade do nosso dispositivo in vivo, nós gravado o sinal de fluorescência de Dronpa em células B Ramos durante photoswitching. células B Ramos são derivados a partir de um linfoma de Burkitt humano. Dronpa é uma proteína fluorescente que existe como um monómero, dímero ou tetrâmero. Na sua forma monomérica, é não fluorescente. Iluminação com 400 nm de luz induz dimerização e tetramerização e torna a Proteína Fluorescente Dronpa. Este processo pode ser invertido por iluminação com luz de 500 nm. A proteína Dronpa tem sido utilizado para controlar a função e localização de proteínas de sinalização 4,13. Aqui, nós expressa uma proteína Dronpa-Linker-Dronpa em células B Ramos para estudar photoswitching de Dronpa em um citômetro de fluxo. Usando o nosso dispositivo, fomos capazes de forma eficiente ereproducibly PHOTOSWITCH Dronpa durante a gravação de sua intensidade de fluorescência em tempo real. Este método oferece vantagens substanciais através de protocolos de iluminação atuais com iluminação manual e amplia significativamente o repertório experimental para obter ferramentas optogenética e compostos gaiola. Usando o nosso dispositivo será significativamente simplificar e acelerar a descoberta e desenvolvimento de novas ferramentas optogenética.

<table><tbody><tr><td>Tubo FACS de vidro</td><td>Thermo Fisher Scientific; Waltham, EUA</td><td>14-961-26 Tubos de</td><td>vidro borossilicato 12x75 mm</td></tr><tr><td>Citômetro de Fluxo</td><td>BD Bioscienceg; Heidelberg, Alemanha</td><td>Fortessa II Special</td><td>Order</td></tr><tr><td>Dronpa: pcDNA3-mNeptune2-N</td><td>Addgene; Cambridge, EUA</td><td>41645</td><td></td></tr><tr><td>PolyJet</td><td>SignaGen, Rockville, EUA</td><td>SL100688</td><td></td></tr><tr><td>LED 505 nm</td><td>Avago Technologies; Boeblingen, Alemanha</td><td>HLMP-CE34-Y1CDD</td><td></td></tr><tr><td>LED 400 nm</td><td>Avago Technologies; Boeblingen, Alemanha</td><td>UV5TZ-400-15</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de acrílico 15 mm</td><td>Maertin; Freiburg, Alemanha</td><td>76999</td><td></td></tr><tr><td>Plexiglas 3 mm</td><td>Maertin; Freiburg, Alemanha</td><td>692230</td><td></td></tr><tr><td>Plexiglas 2,5 mm</td><td>Maertin; Freiburg, Alemanha</td><td>692225</td><td></td></tr><tr><td>Plexiglas 1,5 mm</td><td>Maertin; Freiburg, Alemanha</td><td>692215</td><td></td></tr><tr><td>telha de PVC 5 mm</td><td>Maertin; Freiburg, Alemanha</td><td>690020.005</td><td></td></tr><tr><td>Telha de PVC 6 mm</td><td>Maertin; Freiburg, Alemanha</td><td>690020.006</td><td></td></tr><tr><td>Bloco de PVC 50 mm</td><td>Maertin; Freiburg, Alemanha</td><td>690020.050</td><td></td></tr><tr><td>RPMI</td><td>Invitrogen, Life Technologies; Darmstadt, Alemanha</td><td>61870-010</td><td></td></tr><tr><td>2-Mercaptoetanol</td><td>EMD; Alemanha</td><td>805740</td><td></td></tr><tr><td>FCS</td><td>PAN Biotech; Aidenbach, Alemanha</td><td>P30-3302</td><td></td></tr><tr><td>Penicilina/Estreptomicina (10.000 U/mL)</td><td>Invitrogen, Life Technologies; Darmstadt, Alemanha</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>Cola plexiglas Acrifix</td><td>Evonic industries, Essen, Alemanha</td><td>1R0192</td><td></td></tr><tr><td>Tangit Cola PVC-U</td><td>Henkel, D&uuml; sseldorf, Alemanha</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

led thermo flow - combinando optogenética com citometria de fluxo

LED Thermo Flow &#8212; Combining Optogenetics with Flow Cytometry

As ferramentas optogenéticas permitem investigações funcionais isoladas de quase qualquer molécula de sinalização dentro de vias de sinalização complexas. Um grande obstáculo é a entrega controlada de luz à amostra de células e, portanto, as ferramentas mais populares para estudos optogenéticos são análises celulares baseadas em microscopia e experimentos in vitro. O citômetro de fluxo tem grandes vantagens sobre um microscópio, incluindo a capacidade de medir rapidamente milhares de células com resolução de célula única. No entanto, ainda não é amplamente utilizado em optogenética. Aqui, apresentamos um dispositivo que combina o poder da optogenética e da citometria de fluxo: o LED Thermo Flow. Este dispositivo ilumina células em comprimentos de onda, intensidades de luz e temperaturas específicas durante as medições de citometria de fluxo. Pode ser construído a baixo custo e ser usado com os citômetros de fluxo mais comuns. Para demonstrar sua utilidade, caracterizamos a cinética de fotoscomutação das proteínas Dronpa in vivo e em tempo real. Este protocolo pode ser adaptado a quase todas as substâncias opticamente controladas e expande substancialmente o conjunto de experimentos possíveis. Mais importante, simplificará muito a descoberta e o desenvolvimento de novas ferramentas optogenéticas.

Usando o fluxo Thermo LED com um citômetro de fluxo O núcleo funcional do dispositivo é uma câmara cilíndrica, em que as luzes LED estão dispostas de uma maneira circular, apontando para dentro. Esta câmara pode ser ligado a um abastecimento de água e a bomba, o que permite controlar a temperatura dos LEDs, bem como a amostra de células. Os LEDs são ligados a um transformador e, por conseguinte, a intensidade da luz de cada comp...

Substâncias opticamente controladas são ferramentas poderosas para estudar as vias de sinalização. Para expandir o espectro de experimentos possíveis, desenvolvemos um dispositivo para estudar substâncias opticamente controladas em tempo real usando citometria de fluxo: o LED Thermo Flow.

LED Thermo Flow - Combinando optogenética com Citometria de Fluxo

Optogenetic tools allow isolated, functional investigations of almost any signaling molecule within complex signaling pathways. A major obstacle is the ...

O objetivo geral deste método é estimular substâncias opticamente controladas durante as medições de citometria de fluxo. Este novo dispositivo pode ajudar a responder a questões-chave no campo da sinalização celular, combinando o poder de substâncias opticamente controladas com citometria de fluxo. Pela primeira vez, as ferramentas optogenéticas podem ser caracterizadas e analisadas usando citometria de fluxo.Nenhum método estabelecido comparável existia até hoje. Para começar, suspenda os linfócitos Ramos B transduzidos na concentração de um milhão de células por mililitro e transfira-os para um tubo de vidro FACS. Em seguida, troque o O-ring preto do citômetro de fluxo por um O-ring de borracha e aplique graxa de silicone para criar uma vedação melhor.Insira o tubo de vidro em um citômetro de fluxo e coloque o protótipo de LED ao redor do tubo com as luzes apagadas. Meça a intensidade de fluorescência de Dronpa no canal GFP. A etapa mais crítica do procedimento é o manuseio dos tubos de vidro.Os tubos de vidro FACS são muito frágeis e, portanto, recomenda-se praticar a inserção dos tubos de vidro no citômetro antes de fazer experimentos. Em seguida, acenda a luz LED de 500 nanômetros na parte externa do tubo e continue medindo a intensidade de fluorescência de Dronpa. Aumente a intensidade das luzes LED até que a intensidade de fluorescência de Dronpa diminua, a fim de estimar a intensidade mínima de luz necessária, a fim de medir a fotocomutação da proteína Dronpa-Linker-Dronpa.Em seguida, ligue a luz LED de 400 nanômetros do protótipo na parte externa do tubo e continue medindo a intensidade de fluorescência do Dronpa. Aumente a intensidade da luz das luzes LED de 400 nanômetros até que a intensidade da fluorescência Dronpa aumente. Comece seguindo as instruções de design e fabricação no protocolo de texto que acompanha para fabricar as camadas interna e externa do dispositivo LED de fotocomutação.Insira os LEDs de comprimento de onda de 400 e 500 nanômetros nos canais do dispositivo. Cole-os no lugar e conecte-os conforme as instruções. Esses comprimentos de onda específicos serão usados para alternar as proteínas de fusão Dronpa-Linker-Dronpa entre seus estados escuro e claro.Em seguida, monte o dispositivo e certifique-se de que seja à prova d'água para evitar vazamentos antes de ligar o transformador. Após a montagem do dispositivo, colha os linfócitos Ramos B e suspenda-os em uma densidade de três a dez milhões de células por mililitro. Transfira 600 microlitros das células para um tubo FACS de vidro.Coloque-os no gelo e proteja as células da luz até que sejam medidos. Conecte o dispositivo montado a uma bomba de água aquecida e ajuste a temperatura para 37 graus Celsius. Em seguida, insira cuidadosamente o tubo FACS de vidro no dispositivo e conecte-o ao citômetro de fluxo.Registre a intensidade fluorescente de Dronpa no canal GFP. O design desses dispositivos optogenéticos inclui uma câmara que pode ser conectada a um suprimento de água circulante para manter a temperatura da amostra em um valor constante. Embora o dispositivo emitisse três comprimentos de onda diferentes, apenas um aumento marginal de temperatura foi observado na amostra FACS, ao fluir água a 37 graus Celsius através do dispositivo.A construção de fusão Dronpa-Linker-Dronpa foi clonada e transduzida em células Ramos B. Quando direcionado para o estado monômero por uma fonte de luz de 500 nanômetros, a intensidade da emissão diminui. Então, uma vez que a fonte de luz é trocada para a luz de 400 nanômetros, o monômero Dronpa é rapidamente alterado para o estado de dímero e a intensidade aumenta rapidamente.Usando este dispositivo, a proteína de fusão citosólica Dronpa-Linker-Dronpa foi capaz de ser fotocomutada várias vezes. A mudança para o estado escuro ocorre lentamente, enquanto a mudança para o estado claro acontece quase instantaneamente. A recuperação espontânea da fluorescência de Dronpa no escuro mostra que a fotocomutação eficiente para a forma brilhante requer iluminação específica e ocorre apenas lentamente espontaneamente.A análise cinética mostra que a velocidade de fotocomutação é em geral muito reprodutível e que, mesmo após uma longa incubação no escuro, apenas cerca de dez por cento da fluorescência é recuperada sem fotochave. Seguindo este procedimento, qualquer análise de citometria de fluxo, incluindo medições de fluxo de cálcio, pode ser realizada para explorar a funcionalidade da ferramenta optogenética escolhida. Após seu desenvolvimento, essa técnica abrirá caminho para pesquisadores no campo da optogenética explorarem a fiação das vias de sinalização celular.Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como estabelecer um protocolo de fotocomutação para sua ferramenta optogenética específica. Não se esqueça de que a luz ultravioleta pode ser extremamente perigosa e a precaução, como óculos de proteção, deve sempre ser usada durante a realização deste procedimento.

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Aqui, apresentamos um protocolo para analisar a transferência de célula a célula de informação oscilatória pelo controle de optogenetic e viver monitoramento da expressão do gene. Essa abordagem fornece uma plataforma única para testar um significado funcional dos programas de expressão do gene dinâmico em sistemas multicelulares.

Um método de Optogenetic para controlar e analisar os padrões de expressão de Gene em interações de célula para célula

Aqui apresentamos um método baseado em citometria de fluxo para visualização e quantificação de marcadores associados à senescência múltipla em células únicas.

Detecção simultânea baseada em imagens e flutometria de marcadores de senescência fluorescentes múltiplas em células cancerígenas senescentes induzidas por terapia

A bioquímica visual de molécula única estudada através de câmaras microfluídicas é muito facilitada usando barril de vidro, seringas à prova de gás, conexões estáveis de tubos para células de fluxo e eliminação de bolhas colocando válvulas de comutação entre as seringas e a tubulação. O protocolo descreve armadilhas ópticas duplas que permitem a visualização de transações de DNA e interações intermoleculares.

Uso de pinças ópticas duplas e microfluídicas para estudos de molécula única

Este estudo descreve um método para experimentos de alto rendimento usando uma matriz de LED impressa em 3D para otimizar a expressão gênica induzível por luz em células HEK293T.

Otimização rápida de um sistema induzível por luz para controlar a expressão gênica de mamíferos

Aprenda a integrar optogenética com citometria de fluxo para estudar sinalização celular em tempo real usando linfócitos B Ramos. Este dispositivo inovador permite caracterizar ferramentas optogenéticas com análise dinâmica de populações celulares.

LED Thermo Flow - Combinando optogenética com Citometria de Fluxo

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