Name: Método de entrega directa segmentos intra-hepática Usando um modelo de rato Liver Hilar Grampo (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-04-02T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 22 s
Description: Aprenda a técnica de infusão direta na veia porta usando um modelo de garrote hepático em ratos para estudar lesão de isquemia-reperfusão. Este método permite avaliar moléculas farmacológicas no transplante hepático.

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Nós gostaríamos de agradecer Dennis Mathias por seu trabalho ilustrativo. Este trabalho foi financiado pelo NIH T32AI 106704-01A1 eo Fundo T. Flesch de Transplante de Órgãos, Perfusão, Engenharia e Regeneração no The Ohio State University.

Todos os procedimentos foram realizados de acordo com as diretrizes do Animal Care Institucional e Guia do Conselho Nacional de Pesquisa para o cuidado humano e Uso de Animais de Laboratório (IACUC) e foi submetido a aprovação pela comissão de Ohio State University IACUC. 1. configuração inicial <ol><li> Defina-se o microscópio cirúrgico e a sala de operações (Figura 3, Figura 4). Ligue todos os equipamentos, incluindo que, para manter a anestesia e monitoramento de sinais vitais. Ligue o electrosurgical pad unidade e aquecimento. Posicione a bomba de infusão perto da mesa de operações. <ol><li> Desenha-se 10 ml de líquido para inalação de isoflurano (peso molecular 184,5) na seringa anestesia e colocá-la na unidade de anestesia. </li><li> Defina-se um recipiente de 200 ml de azoto líquido perto da mesa de operações e outra perto da centrífuga onde as amostras de sangue vai ser processado. </li><li> Position os instrumentos cirúrgicos, 4-0 e 7-0 sutura de seda trançada, cotonetes de algodão estéril, esponjas 4x4 não-tecidos, 5 mL seringas, seringas e 27 calibre de insulina perto da mesa de operações. </li></ol></li><li> Preparar a câmara de isoflurano e assegurar que o isoflurano suficiente é instilada no sistema de libertação da indução da anestesia. </li></ol> 2. Indução de Anestesia <ol><li> Antes de manusear o rato colocado no seguinte equipamento de protecção individual (EPI): máscara cirúrgica, luvas cirúrgicas, e bata descartável. </li><li> Pesar o rato e registrar o peso. NOTA: ratos Sprague Dawley deve ser usado. </li><li> Coloque o rato na câmara de anestesia e ligar o isoflurano e o oxigênio. Induzir a anestesia utilizando a câmara de isoflurano. </li><li> Grampo de cabelo abdominal do animal usando um cortador de cabelo elétrico para permitir a exposição mais limpa (Figura 5). </li><li> Coloque a parte de trás de animais na câmara de isoflurano para um additional de um minuto. Realizar uma pitada dedo do pé para verificar a profundidade da anestesia. </li></ol> 3. Procedimento <ol><li> Posicione o rato com o nariz do animal no cone do nariz e quatro extremidades imobilizadas com restrições ou fita sobre a almofada de aquecimento. </li><li> Continue a anestesia utilizando o sistema de entrega de anestesia, cone de nariz e isoflurano com anestesia de 3,6% para os animais pesando entre 200 e 250 g e 4% para animais com peso superior a 250 g. Confirmar profundidade da anestesia através da realização de uma pitada dedo do pé e uma pitada de pele. </li><li> Faça uma incisão abdominal na linha média do púbis até xifóide através da pele usando uma tesoura afiada (Figura 6). </li><li> Faça uma incisão no peritônio ao longo da linha alba do púbis até xifóide e digite o cuidar abdômen para não danificar a bexiga ou intestino. Como o fígado também adere ao peritônio anteriormente perto do apêndice xifóide, garantir que ele libera antes da incisão na parede abdominal neste area. </li><li> Faça uma incisão transversal através da pele e do peritônio ao nível da borda inferior do lóbulo direito do fígado. </li><li> Transformar o anestesia para baixo a 1,6% para os animais pesando entre 200 e 250 g e 2% para animais com peso superior a 250 g. </li><li> Retrair o processo xifóide usando uma braçadeira mosquito curvo. </li><li> Afastadores lugar de nervura que puxam as nervuras tão longe quanto possível a partir da linha média (Figura 7). Cortar o falciforme, frénico e ligamentos gástricas. Virar o fígado usando umedecidos cotonetes estéreis. </li><li> Corte ligamentos adicionais conforme necessário para obter acesso à porta. Executar a rotação visceral com solução salina humedecido gaze (Figura 7). </li><li> Remover o tecido conjuntivo frouxo que recobre o hilo portal utilizando dissecção cortante ou contundente. Remover o tecido conjuntivo frouxo que recobre o comprimento da veia portal. </li><li> Use uma pinça para empurrar através do conjuntivo frouxo tedição posterior ao ducto veia porta esquerda, artéria e bile tornando uma janela e coloque 4-0 Potts sutura, mas não apertar para baixo (Figura 8). </li><li> Limpar fora o tecido conjuntivo frouxo que cobre o ramo posterior à veia portal que vem em aproximadamente ao nível do rim direito. Esta veia será usado para canulação. </li><li> Desenhar 0,5 mL de sangue para fora da vena cava inferior (IVC) com uma seringa de insulina (Figura 9). Colocar os 0,5 mL de sangue em um pequeno frasco, centrifugar a 135 xg durante 12 min. Tentativa para retirar soro. <ol><li> Se uma linha distinta não pode ser apreciado entre as células vermelhas do sangue e soro, tentar centrifugar durante um adicional de 2 - 3 minutos, a 135 x g. Colhem-se soro e colocar num frasco de alanina-aminotransferase (ALT). Encaixe congelar esta amostra, colocando-o directamente em azoto líquido. </li></ol></li><li> Corte dois pedaços de 7-0 sutura e lugar perto da veia que serão utilizados para a cânulação. Coloque a primeira 7-0 laço em torno dessa veia, tanto medial quanto possível. Amarrar este ciclo e usá-lo para retrair usando uma braçadeira mosquito curva (Figura 10). Coloque um segundo 7-0 laço na veia que será usado para canulação perto de sua interseção com a veia porta e coloque uma gravata, mas não apertar para baixo. </li><li> Preparar a bomba de perfusão com uma seringa de 5 ml com 3 ml de reagente. Primeiro o tubo. </li><li> Grampo veia porta distal utilizando uma braçadeira de microcirurgia. NOTA: Isto irá reduzir o sangramento quando a veia está incisão para canulação. </li><li> Cortar um orifício com 0,5 mm de veia entre o fio de sutura 7-0 e estadia sua intersecção com a veia portal usando uma tesoura pequena microcirúrgicos. Usar 27-0 cateter para canular o sistema venoso portal esquerda (Figura 11, Figura 12). Insira o cateter após a bifurcação das veias porta esquerda e direita. </li><li> Verifique a colocação da cânula por infusing 1 mL de solução salina normal e para assistir os lóbulos laterais e medianas esquerdo do fígado para branquear. manualmente confirmar que cateter é passado o take-off da veia porta direita, mas não além do take-off da veia portal alimentando o lobo médio. </li><li> Cinch para baixo a sutura Potts e começar a tempo de isquemia. Apertar 7-0 sutura em volta da veia e 27-0 cateter para o manter no lugar e remover o grampo a partir da veia porta distal. </li><li> Iniciar a infusão de polietileno glicol superóxido-dismutase (SOD-PEG, 0,00067 g / ml) usando a bomba de infusão. Comece a infusão tão perto quanto possível do início do tempo de isquemia. </li></ol> 4. Acompanhamento <ol><li> Continue a monitorar os sinais vitais do animal ao longo da infusão. Entregar 2 mL de 0,9% solução salina normal ou 2 mL de PEG-SOD (0,00067 g / ml) dissolvido em 0,9% de solução salina normal durante um período de 15 min. </li></ol> 5. A reperfusão <ol><li> Permitir uma hora para passar desde o início do itempo isquêmico. Este é 1-h de tempo de isquemia quente. </li><li> Retire a sutura Potts. Remover o cateter 27-0. Cinch para baixo o 7-0 sutura em torno da veia. Observe o tempo. Isto marca o tempo de reperfusão. </li></ol> 6. Amostragem Continuação <ol><li> Desenhar 0,5 mL de sangue para fora da veia cava inferior a 120 min após a reperfusão. Tirar o sangue lentamente para evitar a lise de células vermelhas do sangue. Lentamente escorrer o sangue para um tubo de ensaio. Certifique-se de que o sangramento do IVC é controlada depois de cada colheita de sangue. <ol><li> Se não é continuada sangramento aplicar uma ligeira pressão com uma mecha de algodão estéril ou uma pequena 1 cm 1 cm secção de corte de gaze. </li></ol></li><li> Centrifugar a 135 xg durante 12 min. Se a separação suficiente não for atingida, tentar um adicional de 2 - 3 minutos a 135 x g. </li><li> Coloque metade do soro em um frasco para processamento posterior para ALT. Encaixe congelar estas amostras. </li></ol> 7. A eutanásia <ol><li> Enquanto o rato continua a ser cortado sob anestesia e o VCI superior vena cava (SVC) e monitorar até que o fluxo de sangue, respiração e batimento cardíaco cessar. </li><li> Incisão no diafragma e realizar uma breve hepatectomia por incisão o diafragma num círculo e incisão do tecido conjuntivo adicional que permanece ligar o fígado para a cavidade peritoneal. Remover o fígado a partir da cavidade peritoneal. </li><li> Tome quatro amostras dos lobos esquerdo e medianos do fígado e quatro amostras do lóbulo direito do fígado. As amostras devem ser tão grandes quanto possível e a sua dimensão será limitado apenas pela quantidade de tecido do fígado disponível. Colocar estes em pequenos frascos, marcados, e encaixe de congelamento em azoto líquido. Usá-los para processamento posterior para o trifosfato de adenosina tecido (ADP), o malondialdeído (MDA) e glutationa (GSH). </li></ol> 8. Pós-experimento Análise <ol><li> Determinar a glutationa (GSH), o malondialdeído (MDA) e alanina aminotransferase (ALT) actividades em tecido do fígado e as amostras de soro utilizando kits de diagnósticode acordo com as instruções do fabricante. </li><li> Homogeneizar o tecido hepático com tampão de lise e quantificar utilizando um ensaio de Bradford. Analisar lisado de tecido por electroforese em gel de sulfato de dodecilo-poliacrilamida de sódio e imunotransferência utilizando anticorpos contra Capase-3 clivado e actina. Quantificar Western blot realizados com software disponível ao público. </li></ol>

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</ol>

Todos os autores relatam que eles não têm divulgações.

Esta série de experiências demonstraram que a injecção de PEG-SOD para a esquerda e lóbulos medianos conduziram a decréscimos significativos na libertação de ALT, a peroxidação lipídica das membranas celulares (MDA), e manutenção de glutationa (GSH), quando comparado com os controlos (solução salina normal ). Transaminases hepáticas tecido incluindo alanina aminotransferase (ALT) são marcadores de lesão hepatocelular estabelecida. A diminuição na ALT quando o lobo esquerdo é injectado com PEG-SOD sugere um efeito protector do PEG-SOD. tecido aumentou MDA indica aumento da peroxidação de lípidos e é considerado um marcador de estresse oxidativo e lesão de tecidos. A superprodução de espécies reactivas de oxigénio provoca um aumento da produção de MDA de 26. A redução significativa no tecido MDA nos lobos esquerdo e médio do animal quando injectados com PEG-SOD demonstra um efeito protector do PEG-SOD. Isto é consistente com o entendimento atual que PEG-SOD protege as células dos danoscausada por espécies reactivas de oxigénio parcialmente reduzido 27. Além disso, na presença de espécies de oxigénio reactivas, dissulfureto de glutationa reduzida é a glutationa (GSH) 28. A manutenção em GSH nos lobos esquerdo e medianos da fígado injectados com PEG-SOD reforça ainda mais o efeito protector do PEG-SOD. Além disso demonstra-se que há um aumento da caspase-3, um produto de apoptose, em tecido exposto a lesão de isquemia-reperfusão. A diminuição da caspase-3 clivada no lobo esquerdo quando tratados com PEG-SOD sugere que o PEG-SOD leva a uma diminuição na apoptose. superóxido dismutase (SOD) é uma enzima crítica na desintoxicação de espécies reactivas de oxigénio. A enzima catalisa a conversão de dois aniões superóxido em peróxido de hidrogénio e água. A enzima catalase, em seguida, converte o peróxido de hidrogénio em água e oxigénio, completando o processo 25. A meia-vida deSOD nativa limita a sua utilização em modelos experimentais até que o desenvolvimento de polietileno glicol superóxido-dismutase conjugado (PEG-SOD). A conjugação da SOD com polietilenoglicol aumenta o seu tempo de meia-vida de 6 min a 14 h. Nguyen et ai. demonstrou a sua capacidade para atenuar a peroxidação lipídica em isquemia hepática num modelo de rato, usando a entrega sistémica 29. Há uma variedade de potenciais modificações da técnica detalhado aqui e alguns foram previamente descritos na literatura. Dependendo das moléculas modelo usado foram entregues usando inalação 11, a infusão epidural 12, injecção intraperitoneal 17, 18, 21, 22, a administração intravenosa 10, 14, 15 <sup&gt;, 19, 23, 24 ou injecção na veia mesentérica superior periférica 8. Existem vários passos críticos neste protocolo. O mais importante é a punção da veia portal. Cuidados devem ser tomados para que o buraco cortado na veia não é muito grande. O tecido é muito elástica e o buraco vai aumentar por conta própria. É recomendável iniciar o corte por um furo que é de 0,5 mm, com uma tesoura de microcirurgia. A cânula pode ser alimentado através do orifício usando um instrumento, o qual permite uma maior agilidade de se tentar efectuar esta porção do processo com a mão. Além disso, enquanto inicialmente alimentando a cânula, deve ser apontado diretamente para a bifurcação das veias porta esquerda e direita para evitar picar um buraco através da parede de trás da veia. Quando a ponta da cânula atinge a bifurcação, que pode então ser alimentado para dentro da veia esquerda específicoaliado. Uma vez que a cânula é introduzida na veia porta esquerda, que fornece tanto a esquerda e lobos medianos, a sua posição pode ser confirmada manualmente, sentindo-lo dentro da veia. A sua posição pode também ser confirmada através da injecção de uma pequena quantidade de solução salina fria e ver o efeito de branqueamento sobre os segmentos fornecidos do fígado. O modelo de braçadeira hilar do fígado no rato fornece uma plataforma reprodutível e estável para demonstrando lesão isquémica e reperfusão hepáticas. Modelos braçadeira hilares variáveis têm sido utilizados pelos investigadores a estudar os efeitos protectores dos anti-oxidantes e outras pequenas moléculas de 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14. Os pontos de variação incluem qual os vasos são braçadeira<html> ed, que segmento são feitos isquémica, se ou não o ducto biliar está incluído e o comprimento do período de reperfusão de 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 18, 19, 20, 21. Além disso, quando este modelo é usado para estudar o impacto da administração de uma molécula da via de administração também é heterogéneo, 8, 10, 11,&quot;&gt; 12, 14, 15, 17, 18, 19, 21, 22, 23, 24. Existem várias vantagens para a abordagem descrita. Em primeiro lugar, a canulação directa do fornecimento portal para o segmento isquémica permite a entrega hepática segmentar directa de a substância farmacológica em estudo. Isto permite a utilização de outros lobos dos fígados como um controlo interno. em segundo lugar, a canulação hepática segmentar permite para um volume reduzido de distribuição para a molécula a ser estudado. Esta abordagem, assim, reduz o risco de efeitos colaterais sistémicos, a substância é injectada directamente para o fígado segmento de interesse. canulação directa do segmento hepático permite para a substância a ser entregue pré-isquemia, Intra-isquemia ou pós-isquemia. Isto permite para o estudo do efeito da molécula em qualquer ponto no ciclo a lesão de isquemia-reperfusão. Com o aumento da duração do tempo de isquemia e aumento do nível de lesão oportunidade adicional para estudar a regeneração hepática estaria disponível. Há também algumas limitações desta abordagem. O primeiro é o custo start-up. A compra de um microscópio cirúrgico poderia ser um custo significativo start-up para um laboratório que já não possua um. Esta técnica pode ser difícil ou impossível sem um microscópio. O segundo é aprender tempo curva. Embora este procedimento é relativamente simples que requer alguma prática e é provável que um novato vai exigir um número significativo de procedimentos para se tornar um especialista. Em resumo, este modelo permite uma plataforma reprodutível, simples e de baixo custo para estudar a lesão de isquemia-reperfusão hepática. Embora no protocolo aqui descrito polietileno glsuperóxido-dismutase ycol, um captador de radicais livres 25, foi infundido, este modelo pode ser usado para infundir uma variedade de diferentes substâncias farmacológicas, a fim de avaliar o seu impacto sobre a lesão de I / R no fígado.

Cirurgia major hepática com oclusão influxo, e o transplante de fígado, necessitam de um período de isquemia quente, e um período de reperfusão que conduz à lesão um isquemia / reperfusão (I / R). As consequências do dano de I / R em fígado foram detalhados extensivamente 1, 2, 3. Consequências da I / lesão R descritos na literatura incluem: geração de espécies reactivas de oxigénio, a iniciação da cascata inflamatória, incluindo a activação de neutrófilos, células de Kupffer e células endoteliais, a activação do sistema de heme-oxigenase e a activação dos receptores do tipo Toll, uma desequilíbrio entre endotelina e óxido nítrico, a activação do factor nuclear-kB, e promoção da citocina pró-inflamatória e síntese 1, 2, 3 molécula de adesão. Estes eventos pró-inflamatórios may lead a apoptose, necrose, disfunção de órgãos e eventual falha do órgão 3. I / R lesão em órgãos destinados a transplantação do fígado pode levar à perda precoce do enxerto e contribui para a falta de doadores corrente como órgãos marginais são mais susceptíveis a lesão 3. Atualmente 15,226 potenciais destinatários na lista de espera para transplante de fígado nos Estados Unidos 4 e apenas 5.950 transplantes de fígado foram realizados em 2015 5. Devido a esta limitação extrema na disponibilidade de órgãos, pesquisa a explorar lesão de I / R hepática é necessária a fim de optimizar o funcionamento do enxerto e a utilização de órgãos. Os modelos animais utilizados para estudar a lesão hepática I / R incluem modelos de rato hilar braçadeira e modelos de transplante de fígado de rato. Há uma variedade de modelos de fixação hilares rato atualmente em uso. O mais comum é aquele em que a veia porta, artéria hepática e bile duct fornecendo os lóbulos laterais e mediano esquerdo são presos usando grampos de microcirurgia 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, durante 30 a 60 minutos, 6, 7, 10, 13, 14, e em seguida um período de reperfusão de 60 min a 24 h, 7, 9, 10, 13, 14 é permitido. Os lóbulos laterais e medianas esquerdo do fígado de rato compreendem cerca de 70% do parênquima hepático 9. Alguns protocolos concebidos para estudar o pré-condicionamento isquémico incluem aperto intermitente dos vasos hilaresou a corça-membro antes de um longo período de isquémia induzida por aperto dos vasos hilares 9, 13. Existem também várias modificações descritas na literatura. O primeiro é para prender a veia porta e artéria hepática fornecendo os lobos lateral esquerdo e mediano, mas excluem o ducto biliar 15. Uma segunda modificação é para induzir isquemia hepática total por aperto a conduta da veia porta, artéria hepática e biliar, antes da sua divisão 16, 17, 18, 19, 20. Uma terceira modificação inclui aperto dos vasos hilares para o lóbulo direito durante 30 a 60 min 8. Uma modificação adicional envolve o aperto feixe vascular em um membro traseiro, a fim de induzir a lesão no fígado 13, 21 </sup&gt;. Várias abordagens para o procedimento de braçadeira hilar são ilustrados na Figura 1A-D. De fígado de rato modelos braçadeira hilares têm sido utilizados para estudar o impacto de diferentes moléculas e compostos em hepática de I / R. Dependendo do modelo utilizado estas moléculas tenham sido entregues usando inalação 11, a infusão epidural 12, injecção intraperitoneal 17, 18, 21, 22, a administração intravenosa 10, 14, 15, 19, 23, 24 ou injecção no mesentérica superior periférica da veia 8 . O modelo de fígado de rato braçadeira hilar detalhado neste relatório inclues canulação directa do fornecimento portal para o segmento isquémica através de um ramal lateral da veia porta (Figura 2), que permite a entrega directa segmentar hepática da substância farmacológica em estudo. A nossa abordagem é para induzir isquemia nos lóbulos laterais e medianas esquerda durante 60 min, tempo durante o qual uma infusão da substância em estudo, neste caso, a superóxido peguilado-dismutase, um captador de radicais livres 25, é infundido directamente no segmento isquémica . As amostras de sangue são tomadas antes da indução da isquemia e a 120 minutos após a reperfusão. Neste ponto, o rato é sacrificado e as amostras são colhidas dos lobos esquerdo e medianos. Além disso, as amostras são colhidas a partir do lobo direito para servir como um controlo interno. Existem inúmeras vantagens para esta abordagem. Em primeiro lugar e acima de tudo, quando a substância farmacológica sob estudo pode ser directamente injectado no segmento isquémico o volume ódistribuição f é bastante baixa em comparação com o volume de distribuição da injecção na circulação sistémica ou na cavidade peritoneal. Além disso, esta abordagem reduz, embora não elimina, a possibilidade de efeitos colaterais sistêmicos.

<table><tbody><tr><td>Rato Sprague-Dawley&nbsp;</td><td>Harlan Sprague Dawley Inc.&nbsp;</td><td>200- 250 gramas&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio Cirúrgico&nbsp;</td><td>Leica&nbsp;</td><td>M500-N com Latas de Carvão OHS</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Kent Scientific</td><td>SOMNO-2001-8</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano Peso Molecular 184.5&nbsp;</td>Seringa Analítica de Precisão Pressure-Lok da <td>Piramal Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp;</td><td>Valco Instruments Co, Inc.&nbsp;</td><td>SOMNO-10ML</td><td></td></tr><tr><td>Unidade Eletrocirúrgica</td><td>Macan&nbsp;</td><td>Almofada de Aquecimento MV-7A</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Braintree Scientific&nbsp;</td><td>Sistema de Anestesia para Pequenos Animais HHP2</td><td></td></tr><tr><td>SomnoSuite</td><td>Kent Scientific&nbsp;</td><td>SS-MVG-Module</td><td></td></tr><tr><td>PhysioSuite</td><td>Kent Scientific&nbsp;</td><td>PS-MSTAT-RT</td><td></td></tr><tr><td>Câmara de isoflurano&nbsp;</td><td>Kent Scientific</td><td>SOMNO-0530LG</td><td></td></tr><tr><td>SurgiVet</td><td>Isotec</td><td>CDS 9000 Oxigênio de</td><td></td></tr><tr><td>Mesa&nbsp;</td><td>Praxair</td><td>98015</td><td></td></tr><tr><td>27-0 Micro-Cânula</td><td>Braintree Scientific&nbsp;</td><td>MC-28</td><td></td></tr><tr><td>Afastadores de costela&nbsp;</td><td>Kent Scientific&nbsp;</td><td></td><td></td>INS600240</tr><tr><td>Polietilenoglicol - Superóxido Dismutase (PEG-SOD)</td><td>Sigma Aldrich&nbsp;</td><td>S9549 SIGMA</td><td></td></tr><tr><td>GenieTouch</td><td>Kent Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Normal Saline</td><td>Baxter</td><td>NDC 0338-0048-04</td><td></td></tr><tr><td>4 x 4 Esponjas Não Tecidas&nbsp;</td><td>Criterion</td><td>104-2411</td><td></td></tr><tr><td>Cotonetes Estéreis Henry</td><td>Schein Animal Health</td><td>1009175</td><td></td></tr><tr><td>U-100 Seringa de Insulina de 27 Gauge</td><td>Terumo</td><td>22-272328</td><td></td></tr><tr><td>Seringa de 5 mL</td><td>BD&nbsp;</td><td>REF 309603</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Sutura de Seda Trançada</td><td>Deknatel, Inc.</td><td>198737LP</td><td></td></tr><tr><td>7-0 Sutura de Seda Trançada</td><td>Teleflex Medical&nbsp;</td><td>REF 103-S</td><td></td></tr><tr><td>1.8 mL Arcticle Cryogenic Tube</td><td>USA Scientific&nbsp;</td><td>1418-7410</td><td></td></tr><tr><td>Instrumentos Microcirúrgicos</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nome</td><td>Empresa&nbsp; </td><td>Número do Catálogo</td><td>Comentários</td></tr><tr><td>Tesoura Pequena&nbsp;</td><td>Roboz&nbsp;</td><td>RS-5610</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura Grande</td><td>S& T&nbsp;</td><td>Pinça SAA-15</td><td></td></tr><tr><td>- S& Angular Grande</td><td> T&nbsp;</td><td>Pinça JFCL-7</td><td></td></tr><tr><td>- Pequena Angulada&nbsp;</td><td>S& T</td><td>FRAS-15 RM-8</td><td></td></tr><tr><td>Clip Applier</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5440</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura - não micro</td><td>FST 14958-11</td><td>14958-11</td><td></td></tr><tr><td>Fórceps - Ponta Reta&nbsp;</td><td>S& T&nbsp;</td><td>FRS-15 RM8TC</td><td></td></tr><tr><td>Clipe Microcirúrgico Grande</td><td>Ferramentas Científicas Finas</td><td>18055-01</td><td></td></tr><tr><td>Clipe Microcirúrgico</td><td>Pequeno Ferramentas Científicas Finas</td><td>18055-01</td><td></td></tr><tr><td>Clipe Microcirúrgico Pequeno</td><td>Ferramentas Científicas Finas</td><td>18055-02</td><td></td></tr><tr><td>Clipe Microcirúrgico Pequeno</td><td>Ferramentas Científicas Finas</td><td>18055-03</td><td></td></tr><tr><td>Outros Instrumentos</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nome</td><td>Empresa&nbsp; </td><td>Número do Catálogo</td><td>Comentários</td></tr><tr><td>Small Mosquito Clamps</td><td>Generic&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td><forte>Análise&nbsp; </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nome</td><td>Empresa&nbsp; </td><td>Número de catálogo<</td><td>strong>Comentários</td></tr><tr><td>Alannine aminotransferase (ALT) ensaio&nbsp;</td><td>Ensaio de</td> malondialdeído (MDA) Biovision <td>K752-100</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Abcam&nbsp;</td><td>ab118970</td><td></td></tr><tr><td>Ensaio de glutationa (GSH)</td><td>Cayman Chemical</td><td>7030002</td><td></td></tr><tr><td>Anticorpos - Cleaved Caspase-3 e Actin&nbsp;</td><td>Tecnologia de Sinalização Celular</td><td>Anticorpo 9661</td><td></td></tr><tr><td>Software ImageJ</td><td>Institutos Nacionais de Saúde&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tampão de Lise e Extração RIPA&nbsp;</td><td>Millipore</td><td>10-188</td><td></td></tr></tbody></table>

método de entrega directa segmentos intra-hepática usando um modelo de rato liver hilar grampo

Method of Direct Segmental Intra-hepatic Delivery Using a Rat Liver Hilar Clamp Model

cirurgia major hepática com oclusão influxo, e o transplante de fígado, necessitam de um período de isquemia quente, e um período de reperfusão que conduz à lesão com consequências negativas miríade de isquemia / reperfusão (I / R). lesão potencial de I / R em órgãos marginais destinados a transplante de fígado contribui para a falta de doadores corrente secundária a uma taxa de utilização órgão diminuído. Existe uma necessidade significativa para explorar hepática lesão de I / R, a fim de mediar o seu impacto na função do enxerto em transplante. De fígado de rato modelos braçadeira hilares são usados ​​para investigar o impacto de diferentes moléculas na lesão de I / R hepática. Dependendo do modelo, estas moléculas foram entregues usando inalação, a infusão epidural, injecção intraperitoneal, administração intravenosa ou injecção na veia mesentérica superior periférica. Um modelo hilar braçadeira de fígado de rato foi desenvolvido para uso em estudar o impacto das moléculas farmacológicas em melhorar lesão de I / R. o described modelo para a braçadeira hilar fígado de rato inclui a canulação directa do fornecimento portal para o segmento hepática isquémica através de um ramal lateral da veia porta, permitindo a entrega hepática segmentar directa. A nossa abordagem é para induzir isquemia nos lóbulos laterais e medianas esquerda durante 60 min, tempo durante o qual a substância em estudo é infundida. Neste caso, peguilado-superóxido dismutase (SOD-PEG), um captador de radicais livres, é infundido directamente no segmento isquémica. Esta série de experiências demonstram que a infusão de PEG-SOD é protectora contra a lesão de I / R hepática. As vantagens desta abordagem incluem a injecção directa da molécula no segmento isquémico, com a consequente diminuição do volume de distribuição e redução em efeitos secundários sistémicos.

Esta experiência foi realizada com 2 grupos de n = 3 ratos cada. Três fígados de ratos foram injectados com 2 ml de solução salina normal (NS) com a bomba de infusão ao longo de um período de 15 min. Três fígados de ratos foram injectados com 2 ml de solução salina normal (NS) misturado com peguilado-superóxido dismutase (SOD-PEG, 0,00067 g / ml) com a bomba de infusão ao longo de um período de 15 min. Tal como descrito no protocolo acima, as amostras de sangue foram tomadas de aperto pré-hilar e em 120 min após a reperfusão. Além disso, após a conclusão de 120 min de reperfusão, quatro amostras de tecido de fígado foram tomadas a partir da esquerda e lóbulos medianas e quatro amostras de fígado foram tomadas a partir do lobo direito do fígado de rato. Alanina aminotransferase (ALT) foi medida braçadeira pré-hilar e em 120 minutos pós-reperfusão no controle (NS) e experimental (PEG-SOD) animais. Houve uma diferença significativa entre o nível de ALT de controlo (NS)animais de braçadeira pré-hilar e em 120 min após a reperfusão. Houve uma diferença significativa entre os níveis de ALT de controlo (SN) e os animais experimentais (PEG-SOD) em 120 minutos (Figura 13A). malonaldeído tecido (MDA) foi medido para o controle (NS) e experimental (PEG-SOD) animais em ambos os lobos direito e esquerdo do fígado. Tecido MDA no lóbulo (braçadeira não-hilar) direita com injecção de controlo (NS) e injecção experimental (PEG-SOD) demonstrar nenhuma diferença significativa. lobo esquerdo (pós-hilar braçadeira e reperfusão) tecido MDA com injecção de controlo (SN) é significativamente diferente do que o lóbulo direito (braçadeira não-hilar) p &lt;0,001. Lobo esquerdo (grampo de pós-reperfusão e hilar) tem significativamente diferentes níveis de tecido MDA com injecção de controlo (NS) versus injecção experimental (PEG-SOD) p &lt;0,005 (Figura 13B). Tecido de glutationa (GSH) e glutationa foi medida no tecido do lóbulo direito (braçadeira não-hilar) com injecção de controlo (SN) de umand injecção experimental (PEG-SOD) demonstrar nenhuma diferença significativa. lobo esquerdo (pós-hilar braçadeira e reperfusão) tecido GSH com injecção de controlo (SN) é significativamente diferente do que o lóbulo direito (braçadeira não-hilar) com injecção de controlo (NS) p &lt;0,05. Lobo esquerdo (grampo de pós-reperfusão e hilar) tem significativamente diferentes níveis de glutationa nos tecidos com injecção de controlo (NS) versus injecção experimental (PEG-SOD) p &lt;0,005 (Figura 13C). Western blot foi realizada comparando lóbulo direito e esquerdo de animais de controlo e demonstra o aumento caspase-3 clivada no lobo esquerdo após braçadeira hilar e reperfus (Figura 13D). Uma segunda transfercia de Western foi realizada comparando-se os lobos esquerdo dos animais tratados com o controlo e com o PEG-SOD (Figura 13E). Isto demonstra a diminuição da caspase-3 no tecido hepático de animais tratados com PEG-SOD. Densitometria também foi realizada demonstraTing que o nível de caspase-3 clivada em tecido do fígado é significativamente aumentada na esquerda versus lóbulo direito dos animais de controlo (Figura 13F). Ao comparar o tecido esquerda fígado lóbulo de animais experimentais, infundidos com PEG-SOD, e o tecido do fígado lóbulo esquerdo de animais de controlo, infundidos com solução salina normal, densitometria demonstra diminuiu significativamente a caspase-3 clivada em animais tratados com PEG-SOD, em comparação com animais tratados com controlo (Figura 13G). <img alt="Diagrama de anatomia do fígado; veia porta detalhada, artéria hepática, ramos do trato biliar; educação médica." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig1.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="figura 1"> Figura 1: Anatomical Ilustrações. Ilustração anatômica A. do fígado de rato. Ilustração B. anatômico do fígado de rato. O pedículo portal para os lobos esquerdo e medianos do fígado é preso. Os lobos esquerdo e mediana são isquêmicos. C. AnatomicalIlustração do fígado de rato. O pedículo portal para o lobo esquerdo é preso. O lobo esquerdo é isquémica. D. ilustração Anatómico do fígado de rato. O pedículo portal para o lobo direito é preso e o lóbulo direito é isquêmica. <img alt="Diagrama de perfusão hepática com cânula para estudo vascular, ilustrando a estrutura anatômica." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig2.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figura 2"> Figura 2: Anatomical Ilustrações. Ilustração anatômica do fígado de rato com portal veia canulada através de um ramo lateral. O pedículo portal para os lobos esquerdo e medianos do fígado é cercada por uma sutura e uma braçadeira de microvasos foi usado para apertar ao redor do feixe vascular. Os lobos esquerdo e mediana são isquêmicos. <img alt="Configuração do instrumento cirúrgico; Ferramentas: tesoura, fórceps, bisturi. Equipamento de esterilização visível." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig3.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figura 3"> Figura 3: Instrumento Set-up. Esta figura demonstra th e instrumento de set-up. <img alt="Configuração do microscópio cirúrgico para trabalhos de precisão; microscópio, painel de controle, ferramentas de bancada visíveis." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig4.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figura 4"> Figura 4: Operating Room Set-up. Esta figura demonstra a sala de operação set-up. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig4large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Experiência laboratorial; pesquisador manuseando roedores para estudo; procedimento de pesquisa biológica." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig5.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figura 5"> Figura 5: Corte de cabelo abdominal. Esta figura demonstra o corte do cabelo abdominal. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig5large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> carga / 54729 / 54729fig6.jpg"/&gt; Figura 6: A imobilização e incisão da pele. Esta figura demonstra a imobilização do rato e a incisão na pele. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig6large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Dissecção cirúrgica de ratos, estudo de anatomia, configuração de experimentos, exibição de órgãos internos e análise de tecidos." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig7.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figura 7"> Figura 7: Rib afastador de posicionamento e evisceração. Esta figura demonstra a colocação afastador de costela e evisceração. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig7large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Dissecção de animais, procedimento cirúrgico, exposição de órgãos internos, estudo de anatomia, pesquisa educacional." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig8.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figura 8"> Figura 8: Local mento de sutura. Esta figura demonstra a colocação da sutura. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig8large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Procedimento cirúrgico em rato de laboratório para estudo experimental, instrumentos de dissecação, técnica precisa." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig9.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figura 9"> Figura 9: tirar sangue da veia cava inferior. Esta figura demonstra coleta de sangue da veia cava inferior. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig9large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Dissecção de animais mostrando órgãos internos; configuração do experimento de biologia educacional." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig10.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figura 10"> Figura 10: Veia ramo amarrado e retraída. Esta figura demonstra veia ramo amarrado e retraída. ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig10large.jpg" target = '_ blank'&gt; Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. <img alt="Procedimento cirúrgico em rato de laboratório; configuração de dissecção para estudo anatômico e pesquisa biomédica." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig11.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figura 11"> Figura 11: Processo de canulação. Esta figura demonstra o processo de canulação. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig11large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Dissecção de ratos mostrando órgãos internos; ferramentas cirúrgicas visíveis; estudo de anatomia." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig12.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figura 12"> Figura 12: A canulação. Esta figura demonstra a canulação. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig12large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> conteúdo" fo: manter-together.within-page = "1"&gt; <img alt="Estudo de isquemia-reperfusão hepática; gráficos de barras, immunoblotting; ALT, MDA, níveis de glutationa; PEG-SOD." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig13.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figura 13"> Figura 13: Resultados representativos: direto segmentos intra-hepática Entrega de peguilado-superóxido dismutase Usando uma braçadeira modelo de rato Hilar. NS = soro fisiológico normal. PEG-SOD = peguilado-superóxido dismutase, ALT = aminotransferase alanina, MDA = malondialdeído. A. alanina aminotransferase (ALT, mU / ml) em comparação entre braçadeira pré-hilar e 120 min após a reperfusão. Há uma diferença significativa entre o controlo (SN) de aperto pré-hilar e de controlo (SN) em 120 min após a reperfusão (p &lt;0,001). Há também uma diferença significativa entre o controlo (SN) e os grupos experimentais (PEG-SOD) em 120 min após a reperfusão (p &lt;0,05). Foi utilizado um teste t de estudante. As barras de erro representam o desvio padrão. B. Tissue malondialdeído no lobo direito (braçadeira não-hilar) com injecção de controlo (SN) de umainjecção experimental d (PEG-SOD) demonstrar nenhuma diferença significativa. lobo esquerdo (grampo de pós-reperfusão e hilar) malondialdeído tecidos com injecção de controlo (SN) é significativamente diferente do que o lóbulo direito (braçadeira não-hilar) p &lt;0,001. lobo esquerdo (grampo de pós-reperfusão e hilar) tem significativamente diferentes níveis de malonaldeído tecidos com injecção de controlo (NS) versus injecção experimental (PEG-SOD) p &lt;0,005. Foi utilizado um teste t de estudante. As barras de erro representam o desvio padrão. C. glutationa nos tecidos no lobo direito (braçadeira não-hilar) com injecção de controlo (NS) e injecção experimental (PEG-SOD) demonstrar nenhuma diferença significativa. lobo esquerdo (grampo de pós-reperfusão e hilar) glutationa tecidos com injecção de controlo (SN) é significativamente diferente do que o lóbulo direito (braçadeira não-hilar) com injecção de controlo (NS) p &lt;0,05. lobo esquerdo (grampo de pós-reperfusão e hilar) tem significativamente diferentes níveis de glutationa tecido com injectio controlen (NS) versus injecção experimental (PEG-SOD) p &lt;0,005. Foi utilizado um teste t de estudante. As barras de erro representam o desvio padrão. D. Western Blot demonstrando a aumento da caspase-3 clivada no tecido do fígado do lobo esquerdo (grampo de pós-reperfusão e hilar) versus o lóbulo direito (braçadeira não-hilar) dos animais de controlo (solução salina normal). E. de transferência de Western demonstrando diminuição da caspase-3 clivada no tecido hepático de animais tratados com PEG-SOD, em comparação com os animais tratados com o controlo (solução salina normal). F. Nível de caspase-3 clivada no tecido hepático é aumentada de forma significativa na braçadeira e reperfusão animais pós-hilares (p &lt;0,05). Foi utilizado um teste t de estudante. As barras de erro representam o desvio padrão. G. Em comparação tecido esquerda fígado lóbulo de animais experimentais (infundidas com PEG-SOD) e tecido lobo esquerdo do fígado de animais de controlo (infundido com soro fisiológico), há uma redução significativa da caspase-3 clivada numaimals tratados com PEG-SOD, em comparação com os animais tratados com o controlo (solução salina normal). Foi utilizado um teste t de estudante. As barras de erro representam o desvio padrão.

Um modelo de braçadeira hilar fígado de rato original foi desenvolvido para estudar o impacto das moléculas farmacológicas no melhoramento da lesão por isquemia-reperfusão. Este modelo inclui canulação direta da oferta de portal para o segmento fígado isquêmico através de um ramo da veia portal, permitindo a entrega hepática direta.

Método de entrega directa segmentos intra-hepática Usando um modelo de rato Liver Hilar Grampo

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ...

O objetivo geral deste modelo exclusivo de grampo hilar de fígado de rato é permitir o estudo do impacto de moléculas farmacológicas de interesse na melhora da lesão de isquemia e reperfusão. Este método pode ajudar a responder a questões-chave no campo do transplante de fígado sobre quais moléculas podem ser infundidas diretamente no fígado para ajudar a mediar a lesão de isquemia e reperfusão. A principal vantagem dessa técnica é que a molécula de interesse é injetada diretamente na veia porta, reduzindo o volume de distribuição.As implicações dessa técnica se estendem ao transplante de todos os órgãos, pois permite o teste de moléculas que podem ser adicionadas a perfusados de órgãos para redução da lesão de isquemia e reperfusão. A demonstração visual desse método é crítica devido ao pequeno tamanho do ramo da veia porta usado para a canulação. Comece confirmando o nível apropriado de sedação por pinça do dedo do pé, depois coloque o rato em uma almofada de aquecimento sob um microscópio de dissecação e contenha os membros.Em seguida, faça uma incisão na pele abdominal da linha média do púbis ao xifóide, seguida por uma incisão semelhante no peritônio ao longo da linha alba. Entre no abdômen, tomando cuidado para não danificar a bexiga ou o intestino, e libere o fígado do peritônio anteriormente próximo ao processo xifóide. Faça uma incisão transversal através da pele e do peritônio na borda inferior do lobo direito do fígado e use uma pinça de mosquito curva para retrair o processo xifóide.Use afastadores de costela para abrir as costelas o mais longe possível da linha média e corte os ligamentos falciforme, frênico e gástrico. Em seguida, use cotonetes estéreis umedecidos para virar o fígado para cima e cortar ligamentos adicionais conforme necessário para obter acesso à porta. Usando gaze umedecida com solução salina, gire visceralmente o fígado e, em seguida, remova o tecido conjuntivo frouxo que cobre o hilo portal e o tecido conjuntivo frouxo que cobre o comprimento da veia porta.Usando uma pinça, empurre o tecido conjuntivo frouxo posterior à veia porta esquerda, artéria e ducto biliar para fazer uma janela e circundar frouxamente os vasos com uma sutura de Potts 4-0. Em seguida, limpe o tecido conjuntivo frouxo que cobre o ramo posterior até a veia porta no rim direito. Em seguida, use uma seringa de insulina para retirar 0,5 mililitros de sangue da veia cava inferior e transfira o sangue para um pequeno frasco.Centrifugue a amostra e colete o soro em um novo frasco para injetáveis para congelamento instantâneo em nitrogênio líquido. Corte dois pedaços de sutura 7-0. Coloque o primeiro laço 7-0 ao redor da veia porta esquerda o mais medial possível e use uma pinça de mosquito curva para retrair a veia.Coloque um segundo laço 7-0 frouxamente amarrado no ramo posterior da veia porta perto de sua interseção com a veia porta. Agora, carregue a bomba de infusão com uma seringa de cinco mililitros contendo três mililitros de reagente em solução salina a 0,9% e prepare o tubo. Use uma pinça microcirúrgica para agarrar a veia porta distal para reduzir o sangramento durante a canulação e use uma pequena tesoura microcirúrgica para cortar um orifício de 0,5 milímetro na veia entre a sutura de estada 7-0 e sua intersecção com a veia porta.Usando um cateter 27-0, canule o sistema venoso portal esquerdo, inserindo o cateter além da bifurcação das veias portais esquerda e direita. Infundir um mililitro de solução salina normal para confirmar a colocação da cânula e observar o branqueamento dos lobos lateral e mediano esquerdo do fígado. Avalie manualmente se o cateter passou da decolagem da veia porta direita, mas não além da decolagem da veia porta que alimenta o lobo mediano, em seguida, aperte a sutura de Potts, prenda o cateter com a sutura 7-0 e remova a pinça da veia porta distal.Inicie imediatamente a infusão de dois mililitros do reagente de interesse durante um período de entrega de 15 minutos, com monitoramento contínuo dos sinais vitais do animal durante toda a infusão. Uma hora após o início do tempo isquêmico, remova a sutura de Potts e o cateter e, em seguida, aperte a sutura 7-0 no ramo posterior até a veia porta. Duas horas após o início da reperfusão, retirar lentamente 0,5 mililitros de sangue da veia cava inferior, seguida de transferência lenta do sangue para um novo frasco.Aplique uma leve pressão para parar o sangramento da veia, conforme necessário. Em seguida, centrifugue o sangue e congele metade do soro para processamento a jusante, como acabamos de demonstrar. No ponto final experimental, incise o diafragma em um círculo e corte qualquer tecido conjuntivo adicional que permaneça conectando o fígado à cavidade peritoneal.Colete o fígado e obtenha quatro amostras grandes dos lobos esquerdo e mediano e quatro amostras grandes do lobo direito. Em seguida, coloque as amostras em frascos rotulados individuais e congele os tecidos em nitrogênio líquido para processamento a jusante. A dosagem da alanina aminotransferase sérica em animais com solução salina normal e grampeados hilares com infusão de PEG-SOD demonstra uma diferença significativa entre os níveis de expressão de enzimas hepáticas de animais de controle sérico e experimental 120 minutos após a reperfusão.A expressão de malondialdeído tecidual no lobo direito não hilar não apresenta diferença significativa entre os grupos controle e experimental. O clamp pós-hilar esquerdo e o lobo de reperfusão, no entanto, demonstram um nível significativamente mais alto de expressão de malondialdeído tecidual em comparação com o lobo controle não reperfundido e não infundido, bem como com o lobo infundido com PEG-SOD direito. O mesmo padrão também é observado para a expressão de glutationa tecidual.A análise de Western blot indica um aumento do nível de expressão de caspase-3 clivada no lobo esquerdo após clamp hilar e reperfusão que é diminuído em animais tratados com infusão de PEG-SOD, diferenças que são confirmadas como significativas pela densitometria. Uma vez dominada, essa técnica pode ser concluída em três horas e 30 minutos se for executada corretamente. Ao tentar este procedimento, é importante lembrar de obter tração substancial no ramo da veia porta para canulação ao colocar a pinça da veia porta distal.Uma vez que esse procedimento é dominado, ele pode ser usado para explorar o impacto de uma variedade de substâncias farmacológicas. Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como canular o sistema venoso portal esquerdo.

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