Name: Usando a técnica de manga em um modelo do rato da transplantação da aorta - um vídeo instrutivo (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-10-22T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 55 s
Description: Aprenda a técnica de manga para transplante ortotópico da aorta em camundongos, permitindo anastomose rápida e eficaz. Este método auxilia pesquisadores a estudar doenças vasculares em modelos animais geneticamente modificados.

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Gostaríamos de agradecer a Roma Wieczorek e Peter Kurdybacha por sua excelente assistência de edição e Leon Decker e Uli Heuter para sua assistência técnica excelente.

procedimentos envolvendo assuntos animais foram aprovados pelo cuidado institucional do Animal e Comissão de utilização (IACUC) na RWTH Aachen University, AZ 84-02.04.2012.A234.
 Nota: O procedimento é demonstrado usando ratos macho adulto selvagem tipo com fundo CD1. Manter os ratos em uma unidade de laboratório especializado antes e após a cirurgia, assegurando acesso adequado à comida, tratamento e controlo veterinário especializado. Se os animais são comprados lá fora, permitir uma semana aclimatação antes de realizar a cirurgia.
 1. preparação do doador <ol><li>usa materiais estéreis e instrumentos para manter condições estéreis durante a cirurgia para evitar infecções.</li>
	<li>Anestesiar cada rato com uma mistura de 1,5% por volume isoflurano e 100% de oxigênio através de uma máscara facial. Coloque o mouse sobre uma plataforma na posição supina e fita todas suas pernas para a mesa de operação. Seus reflexos beliscando as patas para certifique-se de que o mouse é suficientemente anestesiado. Coloque pomada oftálmica nos olhos para impedir a secagem durante o procedimento.</li>
	<li>Retirar todos os pelos do abdome usando um gel depilatório ou usar uma máquina de barbear. Execute a operação em condições estéreis. Desinfectar o abdômen com a alternância de esfoliantes de clorexidina e água estéril.</li>
	<li>Remove a aorta de doador através de uma incisão abdominal com tesoura ou bisturi. Retrai o intestino manualmente para a direita. Delicadamente manualmente refletem os intestinos sobre para o lado usando luvas livre de pó.
	<ol><li>Coloque o intestino em um pedaço de gaze humedecido com soro fisiológico para mantê-lo úmido.</li>
		<li>Distância dissecar a aorta abdominal com muito cuidado do tecido circundante usando uma dissecção romba com pinça.</li>
		<li>Separar o segmento da aorta entre as artérias renais e sua bifurcação da veia cava com uma pinça.</li>
		<li>Seguro todos os ramos pequenos deste segmento muito cuidadosamente com sutura simples do monofilamento de 11-0.</li>
		<li>Antes de remover a aorta, injetar 0,5 mililitros (mL) de solução salina contendo 50 U de heparina para a veia cava inferior.</li>
		<li>Deixa o animal dador extrair sangue depois que o segmento da aorta é removido.</li>
		<li>Lavar a prótese totalmente com solução salina e em seguida, transferi-lo imediatamente para um recipiente de solução salina gelada.</li>
	</ol></li></ol> 2. Preparação do destinatário <ol><li>anestesiar o animal destinatário com uma mistura de 1,5% por volume isoflurano e 100% de oxigênio através de uma máscara de rosto, em seguida, remover o cabelo e desinfectar (secção 1). Faça uma incisão de linha média de xifoide até a pélvis com um bisturi e retrair as paredes abdominais. Coloque pomada oftálmica nos olhos para evitar o ressecamento durante o procedimento.</li>
	<li>Wrap o intestino em solução salina umedecido gaze e deslocar suavemente ao animal &#39; s certo.</li>
	<li>Dissecar a aorta infra-renal livre entre as artérias renais proximalmente e distalmente com pinças bifurcação.</li>
	<li>Seguro todos os ramos pequenos deste segmento muito cuidadosamente com sutura simples do monofilamento de 11-0.</li>
	<li>Braçadeira as porções proximais e distais da aorta com uma sutura de seda única 6-0.</li>
	<li>Dividir a aorta no meio entre as pinças e irrigar as extremidades cortadas com soro fisiológico heparinizado para lavar o lúmen aberto.</li>
	<li>Colocar o enxerto na posição ortotópico com o fim de navio alimentação inserido no navio receptor seguido de sutura com monofilamento de 11-0, tendo o cuidado de evitar qualquer torção da aorta alinhando adequadamente o doador e receptor ( a Figura 1) 10.</li> <li>cuidadosamente solte as ligaduras após a realização de uma inspeção da anastomose. Libere a pinça distal primeiro. Isso resulta em baixa pressão, segurando as paredes juntos antes de liberar o lado de alta pressão proximal.</li>
	<li>Perfundir o enxerto imediatamente e verifique o pulso visível. Retire com cuidado os restos da seda. O comprimento ideal de sobreposição entre o dador e o receptor aorta é 1-2 mm.</li>
	<li>Retornar o conteúdo abdominal para a cavidade abdominal e fechar toda a ferida com uma sutura ácido poliglicólico de execução 3-0.</li>
	<li>Dar a rato buprenorfina (0,05 mg/kg peso corporal por via subcutânea (SC)) antes de encerrar a anestesia.</li>
	<li>Não abandone um animal até que esteja totalmente consciente. Controlar a dor terapia com buprenophine 0,05 mg/kg de peso corporal administrado SC três vezes ao dia por três dias após a operação conforme aprovado pelo órgão de fiscalização institucional.</li>
	<li>Para tecido colheita, anestesiar os ratos destinatários como descrito acima e irrigue os vasos com tampão fosfato salino (PBS) seguiram de 4% de formaldeído/PBS, (pH = 7,4) por punção cardíaca. Retire os enxertos suavemente. Após a fixação da noite em 4% formaldeído/PBS, espécimes de processo mais e incorporar em parafina.</li>
</ol>

<ol><li>Rowinska, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-+invasive+in+vivo+analysis+of+a+murine+aortic+graft+using+high+resolution+ultrasound+microimaging%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Radiol%22%5BJournal%5D)">Non- invasive in vivo analysis of a murine aortic graft using high resolution ultrasound microimaging.</a> Eur J Radiol. 81 (2), 244-249 (2012).</li>
<li>Daugherty, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Med+Sci%22%5BJournal%5D)">Mouse models of atherosclerosis.</a> Am J Med Sci. 323 (1), 3-10 (2002).</li>
<li>Xu, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+arteriosclerosis%3A+from+arterial+injuries+to+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Mouse models of arteriosclerosis: from arterial injuries to vascular grafts.</a> Am J Pathol. 165 (1), 1-10 (2004).</li>
<li>Daugherty, A., Cassis, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+abdominal+aortic+aneurysms%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+.Biol%22%5BJournal%5D)">Mouse models of abdominal aortic aneurysms.</a> Arterioscler Thromb Vasc .Biol. 24 (3), 429-434 (2004).</li>
<li>Zernecke, A., Shagdarsuren, E., Weber, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemokines+in+atherosclerosis%3A+an+update%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Chemokines in atherosclerosis: an update.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 28 (11), 1897-1908 (2008).</li>
<li>Chereshnev, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+heterotopic+aortic+arch+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse model of heterotopic aortic arch transplantation.</a> J Surg Res. 111 (2), 171-176 (2003).</li>
<li>Koulack, J., McAlister, V. C., Giacomantonio, C. A., Bitter-Suermann, H., MacDonald, A. S., Lee, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+mouse+aortic+transplant+model+of+chronic+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection.</a> Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).</li>
<li>Engelbrecht, G., Kahn, D., Duminy, F., Hickman, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+rapid+technique+for+renal+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">New rapid technique for renal transplantation in the rat.</a> Microsurgery. 13 (6), 340-344 (1992).</li>
<li>Baxter, K., Hao, P. M., Howden, B. O., Saunder, A., Jablonski, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+technique+of+abdominal+heart+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">Modified technique of abdominal heart transplantation in the rat.</a> J Heart Lung Transplant. 17 (11), 1057-1064 (1998).</li>
<li>Dambrin, C., Calise, D., Pieraggi, M. T., Thiers, J. C., Thomsen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice%3A+a+new+model+of+allograft+arteriosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">Orthotopic aortic transplantation in mice: a new model of allograft arteriosclerosis.</a> J Heart Lung Transplant. 18 (10), 946-951 (1999).</li>
<li>Siemionow, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histopathology+of+microarterial+anastomoses%3A+end-to-end+versus+end-in-end+%28sleeve%29+technique%5BTitle%5D)+AND+%22J+Hand+Surg+Am%22%5BJournal%5D)">Histopathology of microarterial anastomoses: end-to-end versus end-in-end (sleeve) technique.</a> J Hand Surg Am. 15, 619-625 (1990).</li>
<li>Charo, I. F., Ransohoff, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+many+roles+of+chemokines+and+chemokine+receptors+in+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">The many roles of chemokines and chemokine receptors in inflammation.</a> N Engl J Med. 354 (6), 610-621 (2006).</li>
<li>Sun, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+surgical+technique+for+the+establishment+of+a+murine+model+of+aortic+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Improved surgical technique for the establishment of a murine model of aortic transplantation.</a> Microsurgery. 18 (6), 368-371 (1998).</li>
<li>Guo, L., Agarwal, A., George, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice+for+the+study+of+vascular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Orthotopic aortic transplantation in mice for the study of vascular disease.</a> J Vis Exp. (69), e4338(2012).</li>
</ol>

Os autores declaram que eles têm não tem interesses financeiro concorrente.

Antes deste estudo vários outros modelos de transplante em camundongos foram exaustivamente analisadas3,6,7,10,13,14. O modelo de transplante da aorta, usando a técnica de manga com modificações por Dambrin et al foi selecionado como combinado nossos critérios e mostrou uma alta confiabilidade de anastomose em comparação com métodos convencionais-to-end de sutura manga 1 , 10.
Esta técnica é favorável em muitos aspectos com grampear tempo consideravelmente reduzido, minimizando os danos para a aorta durante a cirurgia. Observou-se uma baixa incidência de trombose, além de evitar uma potencial incompatibilidade no calibre de navio entre o dador e o receptor. As observações acima fazem esta técnica altamente apropriado para investigar doença vascular em aorta transplantes em ratos.
Em um estudo de acompanhamento, em que um ultra-som foi realizado a 8 semanas após o transplante, sem alterações significativas foram detectadas. Isto confirmado suposições que qualquer dano na aorta durante a cirurgia seria mínimo1.
O procedimento de enxerto apresentado neste artigo não garante nenhum comprometimento tanto em sua função e a integridade do enxerto. Portanto, pode-se concluir que este modelo experimental de transplante pode servir como uma ferramenta valiosa para futuras investigações moleculares e farmacológicas da doença degenerativa do navio em camundongos geneticamente modificados.
Acreditamos que o guia vídeo pode funcionar como ilustrando o uso deste modelo simples de artério-arterial de material de ensino e que contribuirá para mais frutífero debate em muitas questões importantes em patologias vasculares. Este método de anastomose muito rápida pode ser usado para estudar a doença vascular em ratos geneticamente modificados. Ele também pode ser usado como uma modificação no modelo de aneurisma, combinado com o transplante.
Há pontos críticos durante o procedimento. A colocação da sutura em si é o passo mais crítico. O cirurgião tem que ter cuidado para evitar qualquer torção da aorta por alinhamento adequado do doador e do receptor. Os grampos são cuidadosamente removidos após a inspeção da anastomose. A pinça distal sempre deve ser lançada primeiro, resultando em baixa pressão, segurando as paredes juntos antes do lançamento do lado de alta pressão proximal. A consequência de não corretamente seguindo a sequência de lançamento poderia estar sangrando.

Como apontado em estudo anterior, foi dada grande atenção murino aórtica transplante modelos que permitem a discriminação entre respostas vasculares específicas causadas por enxerto em si e certos fatores sistêmicos conectados com um ambiente de arteriogenic 1 , 2 , 3. o principal fator que desempenha um papel crucial aqui é a disponibilidade de nocaute e ratos transgénicos. Seu envolvimento em tal modelo oferece a possibilidade de identificar e determinar novos caminhos fisiopatológicos associados com o desenvolvimento da doença vascular degenerativa, tais como a arteriosclerose e aneurisma formação4, 5.
É interessante notar que, durante a enxertia uma intrínseca isquemia/reperfusão lesão aos vasos destinados o transplante pode aparecer. Portanto, a ocorrência de problemas específicos com integridade de enxerto ou reação inflamatória inesperada durante o período pós-operatório não pode ser excluída possivelmente impedindo alterações fisiopatológicas em doenças vasculares degenerativas3 ,4,5,6,7. Anastomose de manga é o método alternativo de fim-de-final para anastomose arterial dos navios de menos de um milímetro de diâmetro e tem sido aplicada com sucesso em transplante renal e cardíaca em ratos, que foi posteriormente adaptado para aórtica transplante em camundongos por Dambrin et al 8 , 9 , 10 , 11.
Dano da aorta, usando a técnica de transplante de manga é minimizado com uma taxa de falha técnica muito baixa, devido à sua duração apenas de 20 min em média. Nossos resultados anteriores têm demonstrado excelentes propriedades funcionais e estruturais de um isograft na vivo após transplante usando a técnica de manga1. Dambrin et al descrevem que, depois de uma curta curva de aprendizado, a taxa de sucesso foi superior a 78%10. Complicações como trombose são raras, por exemplo. Engelbrecht et al não observaram trombose utilizando a técnica de manga em transplante renal no rato8.
O modelo murino transplante da aorta com anastomose de manga é uma ferramenta rápida e fácil para estudar reações de iso/aloenxerto no vaso transplantado. Este vídeo ilustra o procedimento de transplante aórtica realizado em nosso laboratório. Este modelo de transplante pode ser útil na definição dos mecanismos patológicos subjacentes da doença degenerativa vascular e pode contribuir para a nova avaliação de intervenções molecular e farmacológica12.

<table><tbody><tr><td>Porta-agulhas Halsey</td> Ferramentas <td>de Belas Ciências</td><td>12001-13</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Fórceps -</td><td>Ferramentas de Ciências Finas</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>Tesouras Lexer-Baby Ferramentas</td> de <td>Ciências Finas</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Porta-Agulhas</td><td>Ferramentas de Ciências Finas</td><td>12060-01</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura Vannas</td><td>Aesculap, Alemanha</td><td>Typ OC498R</td><td></td></tr><tr><td>Pinça de sutura Castroviejo</td><td>Geuder, Alemanha</td><td>19015</td><td></td></tr><tr><td>6-0 seda preta (seda)</td><td>Deknatel, Research Triangle Park NC, EUA</td><td>18020-60- FST</td><td></td></tr><tr><td>11-0 monofilamento (Ethilon)</td><td>Ethicon, Norderstedt, Alemanha</td><td>EH7438G</td><td></td></tr><tr><td>3-0 sutura de ácido poliglicólico (Serafit)</td><td>Serag-Wiessner, Naila, Alemanha</td><td>60203214</td><td></td></tr><tr><td>Isofluorano</td><td>Qualquer genérico</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heparina</td><td>Qualquer genérico</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0,9% de soro fisiológico</td><td>Qualquer genérico</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Qualquer genérico</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bepanthene creme para olhos e nariz</td><td>Bayer, Alemanha</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscop</td><td>Zeiss</td><td>Opmi MDO/S5</td><td></td></tr><tr><td>Vaporizador</td><td>Eickemeyer</td><td>TEC3</td><td></td></tr><tr><td>Ultrassom</td><td>Vevo, Canadá</td><td>770,2100</td><td></td></tr></tbody></table>

usando a técnica de manga em um modelo do rato da transplantação da aorta - um vídeo instrutivo

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Ortotópico aórtica transplante utilizando a técnica de manga reduz lesões na aorta com taxa de falha de apenas 10-20%. O tempo que se anastomosam da aorta em camundongos, usando o método de manga foi curto e fácil, em média 20 min, permitindo estudos de iso/allo enxertos. O seguinte artigo descreve o procedimento de transplante aórtica usado em nosso laboratório. Os ratos foram anestesiados com uma mistura de isoflurano volume de 1,5% e 100% de oxigênio através de uma máscara facial. Neste ponto, o segmento da aorta entre as artérias renais e sua bifurcação foi separado da veia cava, livremente preparado e clampedat os segmentos proximais e distais, com uma única sutura de seda. Antes da remoção da aorta, uma solução salina contendo heparina foi injetada na veia cava inferior. Então a aorta foi cortada entre as pinças e uma solução de heparina salina foi usada para irrigar o lúmen. A técnica de manga com suturas monofilamento foi usada para a aorta abdominal na posição ortotópico de transplante.

Os ratos recuperaram da anestesia dentro de 15-30 min com nenhum comprometimento físico observado, embora houvesse um risco elevado de trombose. Análise de ultra-som foi usada durante o seguimento pós-operatório. Os tipo selvagem ratos utilizados no estudo não exibiram nenhuma alteração nas dimensões de seu lúmen. Por conseguinte, estenoses nem aneurismática formações foram observadas. Os animais de transplante não apresentam desenvolvimento de placa das paredes dos vasos (Figura 2).
Procedimentos de coloração convencionais tais como immunohistology podem ser usados para determinar a placa, o padrão das células musculares lisas e acúmulo de macrófagos. Em nosso estudo a histológica e coloração imuno-histoquímica foi realizada seis semanas após a enxertia para testar a integridade da prótese. Coloração histológica (hematoxilina e eosina (HE) e imuno-histoquímico de coloração (actina de músculo liso (SMA) e macrófagos (MAC2)) (Figura 3) nos mostrou inalterada padrões de distribuição de células de músculo liso, forro de célula endotelial intacta e não acúmulo de células na íntima. Esses achados indicam que nenhuma ativação significativa da lesão ou célula foi detectada nos vasos enxertados (Figura 3).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig1.jpg"> 
Figura 1 : Técnica da luva. A aorta abdominal foi transplantada usando a técnica de manga. Neste procedimento, aorta do doador foi colocado na posição ortotópico com picadas superficiais presentes no recipiente alimentação. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54915/54915fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig2.jpg"> 
Figura 2 : Intra-operatória e imagens de ultra-som. Exemplos de exibição de intra-operatória (necropsia) os enxertos 6 semanas após o transplante (A), o ultra-som tridimensional (B) e exibição de modo-B (C). O acompanhamento pós-operatório foi realizado utilizando o ultra-som. As fotos mostram a patência do enxerto com nenhuma mudança nas dimensões do lúmen. Além disso, sem estenoses ou aneurismática formações foram observadas. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54915/54915fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig3.jpg"> 
Figura 3 : Histológico e imuno-histoquímica imagens. As imagens representativas histológicas e imuno-histoquímica de animais transplantados com 6 semanas após o transplante. Sem lesões significativas foram observadas na aorta transplantada pela histologia (hematoxilina e eosina, ele, ampliação de 100 X, barra de escala = 50 µm), imuno-histoquímica coloração (SMA de actina de músculo liso (vermelho), ou macrófago MAC2 (verde), ampliação de X 200, escala bar = 25 µm). Núcleos Counter-foram corados por DAPI (azuis). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54915/54915fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

Apresentamos um modelo de aórtica transplante ortotópico utilizando a técnica de manga em ratos. É um método de anastomose muito rápida, que pode ser empregado em estudos de doença vascular.

Usando a técnica de manga em um modelo do rato da transplantação da aorta - um vídeo instrutivo

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Nesse procedimento, a aorta do doador é colocada em posição ortopneica e as mordidas superficiais são feitas no vaso de alimentação. Anestesiar os camundongos com uma mistura de 1,5% de isoflurano em volume e 100% de oxigênio através de uma máscara facial. Coloque o mouse em uma plataforma em decúbito dorsal e prenda todas as pernas na mesa de operação.Coloque pomada oftálmica nos olhos para evitar o ressecamento durante o procedimento. Verifique os reflexos, beliscando as patas traseiras para ter certeza de que o mouse está suficientemente anestesiado. Remova todos os pelos do abdômen.Aplique um creme depilatório ou use um barbeador. Execute a operação em condições estéreis. Desinfete o abdômen.Para remover a aorta doadora, faça uma incisão abdominal na linha média e retraia o intestino manualmente para a direita. Reflita suavemente os intestinos para o lado usando luvas sem pó. Coloque as entranhas em um pedaço de gaze umedecida com soro fisiológico para mantê-las úmidas.Disseque a aorta abdominal com muito cuidado do tecido circundante usando dissecção romba com uma pinça. Dissecar o segmento da aorta entre a artéria renal e a bifurcação da veia cava com a pinça. Prenda todos os pequenos ramos deste segmento usando sutura simples de monofilamento 11-0.Antes de remover a aorta, injete 0,5 mililitro de solução salina contendo 50 unidades de heparina na veia cava inferior. Deixe o animal doador sangrar antes que o segmento da aorta seja removido. Enxágue o enxerto completamente com solução salina e coloque-o imediatamente em um recipiente com solução salina gelada.Para preparar o receptor, anestesiar o animal com uma máscara facial, remover os pelos e desinfetar como acima, e fazer uma incisão na linha média do xifóide à pelve com um bisturi. Retraia as paredes abdominais com afastadores. Enrole os intestinos em gaze umedecida com solução salina e desloque-os suavemente para a direita do animal.Dissecar a aorta infrarrenal livre entre as artérias renais proximalmente e a bifurcação distalmente com as pinças. Prenda todos os pequenos ramos deste segmento usando sutura simples de monofilamento 11-0. Clampeie as porções proximal e distal da aorta por meio de uma sutura de seda única 6-0.Divida a aorta ao meio entre as pinças e irrigue as extremidades cortadas com solução salina heparinizada para abrir o lúmen. Coloque o enxerto na posição ortopneica. Realizar a anastomose pela técnica sleeve com suturas com monofilamento 11-0.Com este método, a extremidade do recipiente de alimentação é colocada no recipiente receptor. Coloque a extremidade da aorta do receptor infrarrenal dentro da extremidade proximal da aorta do doador. Realize a anastomose distal da mesma maneira.Coloque a extremidade distal da aorta doadora dentro da extremidade distal da aorta receptora. Tome cuidado para evitar qualquer torção da aorta, garantindo o alinhamento perfeito da aorta doadora e receptora. O momento da liberação da pinça é uma etapa muito importante do procedimento e deve ser realizada com muito cuidado.Depois de verificar se a anastomose está em ordem, solte os grampos. Primeiro solte o clamp distal suavemente, seguido pelo clamp proximal. Desta forma, há baixa pressão para manter as paredes juntas antes que o lado de alta pressão seja liberado.O enxerto é perfundido imediatamente e um pulso é visível. Remova suavemente os restos da seda. Coloque de volta o conteúdo abdominal na cavidade abdominal e feche a ferida usando uma sutura de ácido poliglicólico 3-0.Administre buprenorfina 0,05 miligrama por quilograma ao camundongo antes de interromper a anestesia. Apresentamos os exemplos das fotos de necropsia do enxerto seis semanas após o transplante e sua visão tridimensional e modo B ultrassonográfica. As fotos mostram a perviedade do enxerto.Não há alterações nas dimensões do lúmen mostradas pelo enxerto. Além disso, não encontramos estenose ou formações aneurismáticas. Não observamos lesões significativas nas aortas transplantadas pela coloração histológica e imuno-histoquímica.Os núcleos foram contra-corados por DAPI. Em conclusão, este método de anastomose muito rápida pode ser usado para estudar doenças vasculares em camundongos geneticamente modificados.

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Medicina

Descrevemos uma técnica em que uma secção da aorta abdominal de um rato é transplantado ortotopicamente para um pouco abaixo das artérias renais de um receptor alogénico ou singeneicos. Esta técnica pode ser útil em estudos em que o transplante de grandes artérias de tamanho uniforme é considerada vantajosa.

Transplante ortotópico de aorta em camundongos para o Estudo da Doença Vascular

Descrevemos os protocolos para nossos arteriosclerois enxerto do mouse (GA) modelos que envolvem a interposição de um segmento de vaso do mouse em um receptor da mesma linhagem consanguínea. Por recruzá alterações genéticas adicionais no recipiente dador, o modelo pode determinar o efeito de genes específicos em GA.

Os modelos de mouse para Arteriosclerose Graft

O modelo de transplante de coração de murídeo cervical é bem adequado para imunológico, bem como estudos de lesão de reperfusão de isquemia. Nós modificamos o procedimento usando uma técnica cuff não sutura e realizou mais de 1.000 transplantes de sucesso com essa abordagem.  Aqui, nós fornecemos mais detalhes desta técnica para complementar o vídeo.

Murino Cervical Modelo de coração Transplante usando uma técnica Cuff Modificado

O manuscrito descreve as etapas necessárias para realizar o transplante cardíaco heterotópico no mouse.

Técnica de transplante heterotópico Murino Coração

Descrevemos um protocolo para enxerto de interposição aórtica em camundongos. O objetivo do protocolo é fornecer um modelo para estudar processos patológicos e estratégias terapêuticas relevantes para reações aloimunes nas artérias e as alterações arteriais resultantes que contribuem para a falha do transplante de órgãos.

Modelo rato de rejeição vascular induzida por Aloimune e Transplante Arteriosclerose

A técnica do manguito encurta e facilita o modelo de transplante cardíaco cervical heterotópico em camundongos, evitando anastomoses de sutura tecnicamente desafiadoras de pequenos vasos. Os detalhes técnicos mostrados neste vídeo devem permitir que as pesquisas estabeleçam esse modelo em seus laboratórios.

Heterotopic Cervical Transplante Cardíaco em Ratos

O objectivo do presente protocolo é descrever passo a passo a técnica de constrição da aorta transversa minimamente invasiva (TAC) em camundongos. Pela eliminação de intubação e ventilação que são obrigatórios para o procedimento padrão comumente usado, TAC minimamente invasiva simplifica o procedimento operatório e reduz o esforço de colocar o animal.

Técnica de constrição da aorta minimamente invasiva transversal em camundongos para indução de Hipertrofia Ventricular Esquerda

Aqui, apresentamos um protocolo de transplante heterotópico da aorta em camundongos usando a técnica de manguito não sutura em um modelo de urina cervical. Este modelo pode ser usado para estudar a patologia subjacente da vasculopatia aloenxerto crônica (CAV) e pode ajudar a avaliar novos agentes terapêuticos, a fim de evitar a sua formação.

Murine Modelo de Transplante de Aorta Cervical usando uma técnica de manguito não sutura modificada

Introduzimos uma abordagem interna do tubo da técnica de manguito para transplante de coração heterotópico cervical do rato para ajudar a everter o vaso sobre a braçadeira. Descobrimos que a cooperação entre dois cirurgiões experientes diminui significativamente o tempo de operação.

Otimização da Técnica de Manguito para Transplante de Coração de Murine

No presente protocolo, um modelo de transplante cardíaco em camundongos é utilizado para investigar o mecanismo de rejeição do enxerto cardíaco. Neste modelo heterotópico de transplante cardíaco, a eficiência da operação é melhorada, e a sobrevida dos enxertos cardíacos é garantida por uma anastomose cervical término-terminal do implante cardíaco usando uma técnica de Cuff modificada.

Técnica de Cuff Modificada para Modelo de Transplante Cardíaco Heterotópico Cervical:

Modelos de transplante cardíaco de camundongos representam valiosas ferramentas de pesquisa para o estudo da imunologia do transplante. O presente protocolo detalha o transplante cardíaco cervical heterotópico de camundongos que envolve a colocação de manguitos na artéria carótida comum do receptor e no tronco da artéria pulmonar do doador para permitir o fluxo sanguíneo laminar.

Transplante cardíaco cervical heterotópico de camundongo utilizando manguitos vasculares

Aprenda a técnica de manga para transplante ortotópico da aorta em camundongos, permitindo anastomose rápida e eficaz. Este método auxilia pesquisadores a estudar doenças vasculares em modelos animais geneticamente modificados.

Usando a técnica de manga em um modelo do rato da transplantação da aorta - um vídeo instrutivo

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