Name: Intravital Microscopia e trombo Indução no lóbulo da orelha de um rato calvo (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-04-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 1 s
Description: Aprenda microscopia intravital e indução fototóxica de trombo no lóbulo auricular de camundongos SKH1-Hrhr para estudar formação microvascular in vivo. Este método permite avaliar drogas vasoativas e identificar novas substâncias antitrombóticas.

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Os autores não têm reconhecimentos.

Todos os experimentos in vivo (7221.3-1-006 / 15) foram conduzidos de acordo com a legislação alemã sobre a protecção dos animais e o Guia NIH para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório (Institute of Laboratory Animal Resources, Conselho Nacional de Pesquisa). 1. Manter geral dos animais <ol><li> Realizar as experiências com ratinhos hr SKH1-hr sexo masculino com idades entre 4 a 6 semanas. Utilizar animais com um peso entre 20 e 25 g. </li><li> Manter os animais em uma facilidade livre de organismos patogénicos e sob condições padronizadas de 24 a 26 ° C e cerca de 60% de humidade relativa, com acesso contínuo à água e comida ad libitum. </li><li> Mantenha-se cinco animais machos em uma gaiola. Fornecer roupa de cama e material de enriquecimento durante o alojamento dos animais para o seu bem-estar. </li></ol> 2. prearrangement dos Animais <ol><li> Pesar um rato e carregar o respectivo fármaco (por exemplo, o canabinóide, 5 mg / kg de peso corporal (BW)) para uma seringa de insulina. Administrar o fármaco 30 min antes da indução de trombos. </li><li> Ao segurar o pescoço do rato entre o polegar e o dedo indicador e a cauda do rato com o dedo mindinho, esticar o animal e injectar a droga por via intraperitoneal (ip) no quadrante inferior esquerdo do abdómen. Colocar o animal de volta para dentro da gaiola durante 15 minutos. </li><li> Prepare anestesia com cetamina (90 mg / kg de peso corporal) e xilazina (25 mg / kg de peso corporal). 15 min antes da indução de trombos, anestesiar o rato. Colocar o rato na gaiola, puxar a cauda ligeiramente, e injectar o ip anestésicos com uma seringa de insulina. </li><li> Coloque o mouse de volta para a jaula até o início da anestesia. Para verificar a anestesia suficiente, beliscar a cauda com uma pinça. </li><li> Carga de 0,05 ml de descongelado dextrano marcado com fluoresceína-isotiocianato (FITC-dextrano; 5%, 150 kDa) para uma seringa de insulina. Ao encher a seringa, assegurar que nenhuma bolha de ar permanece, porque mesmo pequenas intravenouslY (iv) as bolhas de ar -administered pode ser letal para o animal. </li><li> Colocar o rato anestesiado numa placa de aquecimento na posição de barriga para baixo. Ajustar a placa de aquecimento a 37 ° C. </li><li> Coloque pomada sobre a córnea do mouse. Desinfectar a pele e usar instrumentos esterilizados. </li><li> Pontos duas suturas de polipropileno 7/0 na extremidade craniana e caudal da orelha direita. Colocar os pontos o mais próximo da extremidade proximal e como para a base quanto possível (Figura 1B). </li><li> Deslocar o rato a posição dorsal. Fixar todas as pernas para a plataforma de vidro acrílico usando tiras adesivas. Enganchar uma sutura sob os dentes da frente e posicionar a cabeça em flexão dorsal por colagem de fio de sutura para o vidro acrílico com tiras adesivas. </li><li> Translocar o animal na plataforma sob o microscópio estereoscópico operação. Use ampliação de 16x. </li></ol> 3. Preparação da Esquerda veia jugular e injeção de FITCDextran Nota: Para microscopy da orelha direita, prepare a veia jugular esquerda. <ol><li> Utilizando um bisturi, criar uma incis de 5 mm na pele do lado esquerdo do pescoço numa direcção cranio-caudal. Dissecar o tecido subcutâneo com um microfórceps e microtesouras. Tanto os navios que atravessavam ligadura com poliéster 8/0 suturas ou com eletrocoagulação. </li><li> Libertar a veia de seu adventícia usando micropinças e microtesoura sem tocar no navio. </li><li> Usar a seringa de insulina preparada para a injecção do corante fluorescente. Cuidadosamente pegar a parede do vaso com as micropinças, sem perfurar a veia. Penetram na parede do vaso dilatado com a seringa e injectar iv FITC-dextrano. </li><li> Parar o sangramento após a retirada da seringa com cotonetes de algodão. Evite sangue e tingir a contaminação da orelha. </li></ol> 4. Posicionamento da orelha direita para Intravital microscopia de fluorescência <ol><li> Transferir o animal sobre a placa de aquecimento para um vidro acrílico construção com uma fenda para a placa de aquecimento e um plano de 0,5 centímetros de alta para o posicionamento da orelha. </li><li> Corrigir o animal cara para baixo na placa de aquecimento com tiras adesivas. Coloque a cartilagem relativamente forte e convexa na base da orelha ao lado do 0,5 centímetros de alta plano para a orelha (Figura 1B), de modo que a parte apical da orelha pode ser posicionada plana sobre o plano. </li><li> Adicionar uma queda de temperatura ambiente de NaCl a 0,9% para o plano de vidro acrílico de modo a posicionar a orelha. Coloque a orelha direita, com as suturas preestabelecidos no seu lado ventral côncava voltada para baixo, sobre a gota de NaCl a 0,9%. Usando cotonetes, absorver a gota de NaCl e deixe forças capilares anexar o plano ouvido no vidro acrílico. </li><li> Tape as suturas ao vidro acrílico para fixar a posição da orelha. </li><li> Adicionar uma gota de NaCl a 0,9% à temperatura ambiente para o lado dorsal convexa da orelha. colocar cuidadosamente uma lamela (0,5 cm de diâmetro) sobre a orelha, sem comprimir os vasos que entram basais the ouvido. Usando cotonetes, remover tanto quanto possível a partir de NaCl sob a lamela de modo a minimizar a distância entre as lamelas e os vasos alvo orelha. </li></ol> 5. Intravital microscopia de fluorescência e de trombos Indução da orelha direita <ol><li> Ajustar o microscópio de fluorescência para visualização intravital com FITC-dextrano (450-490 nm; FT: 510; LP: 520). Utilizar uma lâmpada de mercúrio de 100 W variável como uma fonte de luz. Ligue um de alta resolução, câmera CCD preto-e-branco a um gravador de DVD. </li><li> Transferir o animal sobre o vidro acrílico contendo a placa de aquecimento com a orelha sequestrado fixado para a recepção de um microscópio de fluorescência intravital. </li><li> Usando 20X de ampliação (20x / 0.95 abertura numérica) e 20% da intensidade de luz, procurar um vaso venoso 50 - 60 um de diâmetro e com um fluxo de sangue anterógrada de 400-600? M / s. </li><li> Adicionar uma gota de água à temperatura ambiente para a lamela para imersão em água do 63x magnificatioobjectivo n (63X / 0,95 abertura numérica). Utilizar uma seringa com uma cânula de diâmetro de 1 mm e colocar a gota sobre a objectiva do microscópio. Adicionar água suficiente apenas para entrar em contato com a lamela eo objetivo com a gota de água. </li><li> Imediatamente após a aplicação da gota de água, começa a gravar o vaso durante 20 s com 20% de intensidade de luz para a medição desligada do fluxo de diâmetro e sangue. </li><li> Iniciar indução trombo 5 min após a injecção de FITC-dextrano. Para este fim, aumentar a intensidade de luz a 100%. </li><li> Durante a indução de trombos, fechar a abertura do microscópio durante 2 s dentro de um período de 30 s para verificar o fluxo de sangue. No caso de persistir o fluxo sanguíneo, abrir a abertura de novo. No caso do fluxo sanguíneo parou, observar o vaso durante 30 s. NOTA: O navio é classificada como ocluído se o fluxo fica parado por 30 segundos ou mais ou se o sangue flui retrógrada. Se o fluxo de sangue orthograde começa novamente, abrir completamente a abertura e contin<html> ue a indução trombo até oclusão vascular ocorre como descrito acima. Durante a indução trombo cedo, assegurar que os momentos em que a abertura foi fechada para verificar o fluxo de sangue são tão curto quanto possível, a fim de manter a epi-iluminação quase contínua. Mais tarde, durante o crescimento do trombo, o navio é perfundido com menos corante fluorescente, para que possa ser observado continuamente. </li><li> Selecione e ocluir 5 navios por espiga. Limitar o tempo de indução de trombos sob o microscópio de aproximadamente 1 h após a injecção de FITC-dextrano. </li></ol> 6. As atividades de acompanhamento <ol><li> Realizar um fecho da ferida do pescoço utilizando polipropileno transcutânea 6/0 suturas. </li><li> Durante a recuperação da anestesia, o rato colocado de volta para dentro da gaiola e aquecer o animal usando luz infravermelha. </li><li> Transferir os dados gravados a partir do gravador de DVD para o software que permite a medição do diâmetro dos vasos e velocidade do fluxo sanguíneo. </li></ol>_title &quot;&gt; 7. Exame da orelha esquerda <ol><li> Deixe o animal recuperar e eliminar todos injectado FITC-dextrano durante 48 horas. </li><li> Execute novamente os passos descritos acima, desta vez preparando a veia jugular direita e da orelha esquerda. </li></ol> 8. Tecido Asservation <ol><li> Depois de microscopia de fluorescência intravital da orelha esquerda, amostra de 0,5 mL de sangue a partir do plexo retrobulbar veia do olho utilizando um capilar de vidro. Cuidadosamente penetrar o ângulo palpebral interior com movimentos de aparafusamento, até que o sangue venoso flui através do capilar. Recolha a sonda em um tubo de sangue ácido etilenodiaminotetracético (EDTA). </li><li> Após amostragem de sangue, sacrifício do animal por injecção de 500 mg / kg de peso corporal de cetamina na veia da cauda. </li><li> Contar as células de sangue utilizando um analisador de hematologia para uma avaliação quantitativa de leucócitos, eritrócitos, trombócitos, hemoglobina e hematócrito. </li><li> Centrifugar o sangue com EDTA restante a 2.500 x g e à temperatura ambiente durante 10 mem. Pipeta e congelar o plasma sanguíneo para posteriores investigações. </li><li> Com uma tesoura, corte as aurículas e corrigi-los em formol 4% para exame histológico. </li></ol>

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</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Existem vários passos críticos para a indução bem sucedida de trombos no lóbulo da orelha de ratinhos hr SKH1-hr. Para solucionar o problema, as respectivas etapas do protocolo estão indicados entre parênteses. condições de exame são ideais em animais jovens com a idade de 4 - 6 semanas e com baixo cornificao da epiderme. Nos animais mais velhos, a qualidade de visualização dos vasos é pior e menos comparáveis, devido à maior distância entre a superfície da pele e os vasos alvo (P...

O objectivo do presente artigo é descrever a técnica de microscopia intravital aplicado à aurícula do ratinho sem pêlos para a observação directa e análise da microcirculação, a formação de trombos, e evolução de trombos. Com uma taxa de incidência de 1 em 1.000, trombose venosa ainda é uma causa comum de morbidade. Embora diagnósticos, estratégias de prevenção e terapias têm sido desenvolvidos nos últimos anos, um terço de trombose venosa manifesta como uma embolia pulmonar 1. trombose arterial desempenha um papel crítico nas doenças cardiovasculares, que são a causa mais comum de morte nos países industrializados. trombose arterial a partir da ruptura de placas ateroscleróticas é envolvida em ataques cardíacos, enfarte do mesentéricos, e apoplexia. Toda cirurgia expõe estruturas subendotelial para componentes do sangue, muda a dinâmica do fluxo sanguíneo, e imobiliza o paciente. Na cirurgia de endoprese do membro inferior, t órgãoransplantation e trombose cirurgia de retalho são causas frequentes de complicações. trombose microvascular em particular frequentemente provoca danos irreversíveis, devido à falta de sintomas clínicos. Da mesma forma, trombose microvascular desempenha uma regra fundamental em várias doenças, incluindo púrpura trombocitopênica trombótica, septicemia, coagulação intravascular disseminada, síndrome antifosfolípide, e insuficiência venosa crônica, entre outros. Vários novos medicamentos para a terapia e prevenção de trombose foram desenvolvidos nos últimos anos, mas os fármacos antiplaquetários e anticoagulantes ainda ter efeitos colaterais, antagonistas falta, e apresentam efeitos de longa duração. Essas deficiências levar a problemas nos cuidados médicos de emergência. Assim, é necessária mais investigação para descobrir os processos complexos que ocorrem durante a trombose, que dificilmente pode ser simulada in vitro. O mouse sem pêlos hr SKH1-Hr foi descoberto 1926, em um zoológico em Londres.Devido a um defeito no gene no cromossomo 14, o animal perde a sua pele após dia pós-natal 10. Isso faz com que a aurícula bem vascularizado acessível a microscopia intravital dos vasos. A espessura média da orelha é 300 um. É constituída de duas camadas de derme, que são separados por cartilagem. No lado dorsal convexa da cartilagem, 3 feixes vasculares introduzir o lóbulo da orelha. arcos vasculares apicais e derivações basais conectar as três pacotes. As vénulas têm diâmetros entre 200 um (basal) e 10 m (apical). Capilares Close-malha cercam o cabelo vazia folículos 2. A anatomia do rato hr SKH1-Hr sem pêlos faz com que a aurícula um modelo poderoso e rentável para a pesquisa trombose.

<table><tbody><tr><td>Os ratos SKH-1/hr</td><td>Charles River</td><td>477</td><td>podem ser comprados de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>padrão de laboratório de alimentos</td><td>ssniff Spezialdiaeten</td><td>V1594-0&nbsp;</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>estereomicroscópio de operação</td><td>Leica&nbsp;</td><td>M651/M655&nbsp;</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>microscópio intravital</td><td>Zeiss</td><td>Axiotech Vario 100&nbsp;</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>objetivo (20X/0,95)&nbsp;</td><td>Zeiss</td><td>20x/0,50 W; Plano-NEOFLUAR&nbsp;</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>objetiva (63X/0,95)</td><td>Zeiss</td><td>63x/0,95 W; ACHROPLAN&nbsp;</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>câmera CCD em preto e branco&nbsp;</td><td>Pieper&nbsp;</td><td>FK 6990 IQ-S&nbsp;</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>Gravador de DVD</td><td>Panasonic</td><td>DMR-EX99V&nbsp;</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>cloreto de sódio</td><td>Braun</td><td>5/12612055/1011</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>Cetamina 10%</td> <td>Bela pharm</td><td>F3901-6</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>A xilazina 2%</td><td>Bayer</td><td>6293841.00.00</td><td>pode ser adquirida de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>FITC-dextrano 5%</td><td>Sigma&nbsp;</td><td>46945-100MG-F</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>dexapantenol 5% pomada para os olhos</td><td>Bayer</td><td>6029009.00.00</td><td>pode ser comprada de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>formaldeído 4%</td><td>Sigma</td><td>HT501128-4L</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma</td><td>472301</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>lamínulas 5 x 5 x 1 mm</td><td>Menzel</td><td>L4339</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>As fitas adesivas</td><td>Leukosilk</td><td>4683400</td><td>podem ser compradas de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>centrífuga</td><td>Beckman Coulter</td><td>CLGS 15</td><td>pode ser adquirida de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>analisador de hematologia</td><td>Sysmex</td><td>KX-21 A6980</td><td>pode ser adquirido de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>O tubo de sangue EDTA</td><td>Sarstedt</td><td>201,341</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>cotonetes</td><td>Sanyo</td><td>604-A-1</td><td>podem ser comprados de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>luz infravermelha</td><td>Beurer</td><td>5/13855</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>synringe de uso único</td><td>Braun&nbsp;</td><td>2020-08</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>seringa de insulina</td><td>Braun</td><td>9161502</td><td>pode ser comprada de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>agulhas hipodérmicas descartáveis</td><td>Braun</td><td>465 7640</td><td>podem ser adquiridas de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>capilar de ponta a ponta</td><td>Sarstedt</td><td>19.447</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>placa de aquecimento</td><td>Klaus Effenberg</td><td>OP-T 185/03</td><td>pode ser comprada de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>tesoura 14,5 cm</td><td>Aesculap</td><td>BC259R</td><td>pode ser comprada de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>O suporte para agulhas</td><td>Aesculap</td><td>BM081R</td><td>pode ser adquirido de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>micropinças</td><td>Aesculap</td><td>BD331R</td><td>podem ser adquiridas de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>microscissors</td><td>Aesculap</td><td>OC496R</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>bisturi 21</td><td>Dahlhausen</td><td>11.000.00.511</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>O Prolene 7-0</td><td>Ethicon</td><td>XNEH7470</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>Prolene 6-0</td><td>Ethicon</td><td>XN8706. P33</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>eletrocautério</td><td>Servoprax</td><td>H40140</td><td>pode ser comprado de outros fornecedores&nbsp;</td></tr><tr><td>almofada</td><td></td><td></td> de acrílico <td>aquecimento integrado, 0.5&nbsp; cm de altura plano</td></tr></tbody></table>

intravital microscopia e trombo indução no lóbulo da orelha de um rato calvo

Intravital Microscopy and Thrombus Induction in the Earlobe of a Hairless Mouse

complicações trombóticas de doenças vasculares são uma das principais causas de morbidade e mortalidade em países industrializados. Devido às interacções complexas entre os componentes celulares do sangue e não celulares durante a formação de trombos, os estudos fiáveis da fisiologia e patofisiologia da trombose só pode ser realizado in vivo. Por conseguinte, o artigo apresenta um modelo de orelha em ratinhos pelados e centra-se na análise in vivo da microcirculação, a formação de trombos, e evolução de trombos. Por meio de microscopia de fluorescência intravital e a administração intravenosa (iv) aplicação dos respectivos corantes fluorescentes, a análise repetitiva de microcirculação na aurícula pode ser facilmente realizada, sem a necessidade para a preparação cirúrgica. Além disso, este modelo pode ser adaptado para os estudos in vivo de diferentes problemas, incluindo a cicatrização de feridas, lesão de reperfusão, ou angiogénese. Em resumo, a orelha de ratinhos sem pêlo é um modelo ideal para a em vivO estudo da microcirculação da pele em condições fisiológicas ou fisiopatológicos e para a avaliação da sua reacção a diferentes tratamentos tópicos ou sistémicos.

Efeitos do Tratamento de canabinóides no Trombogênese Após a injecção de 0,05 mL de FITC-dextrano, a indução de trombos fototóxico conduz a uma lesão endotelial e a formação de um tampão de plaquetas parietal (Figuras 2 e 3). No presente estudo, a indução de trombos após a injecção ip de canabinóides (5 mg / kg de peso corporal) ou veículo resultaram em uma oclusão vascular trombótica em todas as...

O modelo orelha do rato SKH1-hr hr sem pêlos permite a microscopia de fluorescência intravital da microcirculação e indução trombo fototóxico sem preparação cirúrgica prévia no leito microvascular examinado. Portanto, a orelha do rato sem pêlo é um excelente modelo in vivo para estudar as interacções complexas durante a formação do trombo microvascular, evolução de trombos, e trombólise.

Intravital Microscopia e trombo Indução no lóbulo da orelha de um rato calvo

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions ...

O objetivo geral deste experimento é estudar a influência de potenciais fármacos vasoativos na formação de trombos microvasculares in vivo. Este método pode ajudar a responder questões fundamentais sobre a formação de trombos, como a identificação de novas substâncias antitrombóticas que poderiam prevenir a formação de trombos microvasculares, uma das principais complicações na sepse e durante o transplante de tecidos. A principal vantagem desta técnica é que o modelo da orelha do camundongo sem pelos permite a microscopia de fluorescência intravital e a indução fototóxica de trombos sem necessidade de preparo cirúrgico prévio na área microvascular examinada.Inicie pesando e registrando o peso do camundongo. Em seguida, carregue o volume apropriado da substância-teste em uma seringa de insulina. Administre a droga 30 minutos antes da indução do trombo.Após anestesiar o camundongo 15 minutos antes da indução do trombo, coloque o camundongo de volta na gaiola até o início da anestesia. Para verificar uma anestesia suficiente, pinça a cauda com uma pinça e observe a ausência de reação. Em seguida, coloque 0,05 ml de dextrana 50 descongelada em uma seringa de insulina.Após encher a ser

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Research

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Medicine

Medicina

Microscopia intravital para seguir temporal e espacial eventos inflamatória e hemodinâmica na microcirculação pial.

Microscopia intravital da Microcirculação cérebro de camundongo usando uma janela fechada Cranial

Este vídeo demonstra o procedimento para gerar AVC fototrombótico em um modelo de camundongo por iluminação a laser de um crânio intacto após a administração de corante fotossensível.

Modelagem de AVC Fototrombótico em Modelo de Camundongo: Uma Técnica de Iluminação a Laser Através do Crânio de Camundongo Após Administração de Corante Fotossensível para Induzir Fototrombose

Este vídeo demonstra a técnica de microscopia de fluorescência intravital para estudar a formação de trombos em um modelo de camundongo. O camundongo é injetado com um polissacarídeo marcado com fluoróforo para monitorar a circulação sanguínea. Após a iluminação com uma luz de alta intensidade, a indução fototóxica de uma lesão na microvasculatura da orelha leva à formação de um trombo, que é confirmado pela visualização da obstrução no fluxo sanguíneo.

Microscopia de fluorescência intravital para estudar a formação de trombos microvasculares

Fonte: Kim, D., et. al. Imagem fluorescente combinada de infravermelho próximo e microtomografia computadorizada para visualização direta de tromboêmbolos cerebrais. J. Vis. Exp. (2016)Este vídeo demonstra a visualização de trombos cerebrais em camundongos usando imagens de microtomografia computadorizada (micro-CT). Um modelo de camundongo tromboso cerebral é injetado com nanopartículas de ouro direcionadas à fibrina que atuam como um agente contrastante. O mouse é colocado na cama de uma...

Visualização de um trombo cerebral em um camundongo usando imagens de microtomografia computadorizada

Aqui descrevemos uma técnica experimental de microscopia de fluorescência intravital para visualizar heterotípicos plaquetas neutrófilos interações sobre o endotélio ativado durante a inflamação vascular e formação de trombos em camundongos vivos. Esta tecnologia microscópico será valiosa para estudar o mecanismo molecular da doença vascular e para testar agentes farmacológicos, em condições fisiopatológicas.

Imagens em tempo real de heterotípica plaquetas neutrófilos Interações sobre o endotélio ativado durante a inflamação vascular e formação de trombos em camundongos vivos

A matriz extracelular sofre remodelação substancial durante a cicatrização de feridas, inflamação e tumorigênese. Nós apresentamos uma abordagem microscopia de imunofluorescência intravital romance de visualizar a dinâmica de fibrilar, bem como componentes da matriz de malha-like com resolução espacial e temporal alta usando epifluorescência ou microscopia de dois fótons.

Longo prazo intravital Imunofluorescência imagem do tecido componentes da matriz com epifluorescência e microscopia de dois fótons

Esta aplicação simplificada de microscopia intravital de veias mesentérias em camundongos pode ser usada em diferentes modelos de inflamação para observar as interações leucócitos-endoteliais e plaquetas-leucócitos.

Interações Intravital Microscopia de leucócito-endothelial e plaquetas-leucócitos em mesenterial Veias Ratos

Nós relatamos um procedimento refinada do cloreto férrico (FeCl3) modelos de trombose induzidas na carótida e mesentérica artéria, bem como veia, caracterizado de forma eficiente através de microscopia intravital para monitorar tempo para oclusiva formação de trombos.

Férricos induzida pelo cloreto modelos murinos Trombose

Este protocolo descreve a indução de um modelo de isquemia-reperfusão (IR) em pele de orelha de rato usando íman de fixação. Usando um modelo de imagens intravital custom-built, estudamos nas respostas inflamatórias in vivo pós-reperfusão. A lógica por trás do desenvolvimento desta técnica é ampliar a compreensão de como leucócitos responder a uma lesão IR pele.

Induzindo a lesão de isquemia-reperfusão na pele da orelha de rato por Intravital Multiphoton imagem de respostas imunes

Descrevemos aqui o método para imagem de megacaiócitos e proplatelets na medula do osso do crânio de ratos vivos usando microscopia de dois fótons.

In Vivo Imagem de dois fótons de megacariócitos e proplatelets na medula óssea do crânio do rato

O protocolo apresenta uma nova ferramenta para simplificar a obtenção de imagens intravitais usando microscopia confocal invertida.

Abordagem simplificada de imagem intravital para monitoramento de longo prazo da dinâmica do tecido epitelial em um microscópio confocal invertido

Aprenda microscopia intravital e indução fototóxica de trombo no lóbulo auricular de camundongos SKH1-Hrhr para estudar formação microvascular in vivo. Este método permite avaliar drogas vasoativas e identificar novas substâncias antitrombóticas.

Intravital Microscopia e trombo Indução no lóbulo da orelha de um rato calvo

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