6 de novembro de 2017
Este protocolo descreve um método simples para isolar e neurônios de grânulo cerebral principal do rato (CGNs) de filhotes de 6-7 dias de idade, transdução eficiente de CGNs para perda e ganho de estudos de função, de cultivo e modelagem excitotoxicidade neuronal induzida por NMDA, morte celular baixo potássio-induzida, danos ao DNA e estresse oxidativo usando o mesmo modelo de cultura.
O objetivo geral deste procedimento é produzir populações saudáveis e puras de neurônios granulares cerebelares e manipulá-los geneticamente para modelar diferentes mecanismos de lesão neuronal em cultura primária in vitro. Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais na área de lesão neuronal. Utilizamos este protocolo para investigar os mecanismos moleculares subjacentes às lesões neurais após danos cerebrais agudos e doenças neurodegenerativas.
A principal vantagem deste protocolo é que podemos modelar diferentes mecanismos de morte celular, como excitotoxicidade, estresse oxidativo, danos no DNA e eventos de desenvolvimento, utilizando o sistema de cultura. Embora este método possa fornecer informações sobre lesão neuronal, ele também pode ser usado com neurônios cerebelares de rato para estudar a atividade neuronal e a morfogênese em resposta a fatores de crescimento e eventos colaterais. Para extrair o cérebro de um camundongo com seis a sete dias de idade, utilize um par de pinças para segurar a cabeça e, com tesoura de microdissecação, corte a pele na direção anterior em direção à cabeça.
Recolha a pele para revelar o crânio. Em seguida, penetre o crânio com a ponta da tesoura e corte anterior e lateralmente. Tendo o cuidado de não danificar o cerebelo e facilitar a identificação e remoção das meninges, use uma pinça para destacar o crânio, expondo o cérebro.
Com um par de pinças ou espátula, solte delicadamente o cérebro na solução de dissecação fria. Para isolar o cerebelo, coloque o cérebro na solução de dissecação suplementada com sulfato de magnésio e mantenha a solução e o cérebro sobre gelo. Sob o microscópio de dissecação, remova as meninges utilizando pinças finas e, em seguida, dissecione o cerebelo do cérebro em solução de dissecação suplementada com sulfato de magnésio.
Isso ajuda a remover as meninges remanescentes e permite que se penetre entre as camadas para limpar os sulcos cerebelares. A presença de meninges em culturas neuronais resulta em células doentes e morte celular eventual. Por isso, é importante garantir a remoção completa das meninges antes de prosseguir com a cultura.
Em seguida, vire o cerebelo para o seu lado ventral e certifique-se de remover o plexo coroide. Depois, transfira os cerebelos para uma placa de 35 milímetros contendo um mililitro de solução de dissecção suplementada com sulfato de magnésio. Pique os tecidos em pequenos pedaços e transfira-os para um tubo de 50 mililitros contendo 30 mililitros de solução de dissecção tampada com sulfato de magnésio.
Neste passo, centrifugue o tubo de 15 mililitros contendo o tecido cerebral picado por cinco minutos a 644 ×g e 4 °C. Em seguida, remova o sobrenatante e adicione 10 mililitros de solução de dissociação com tripsina. Então, agite a placa em alta velocidade por 15 minutos a 37 °C.
Adicione dois mililitros da solução de inibidor de tripsina um ao tubo e agite suavemente por dois minutos. Em seguida, centrifugue o tubo por cinco minutos a 644 ×g e 4 °C. Após cinco minutos, remova o sobrenadante e adicione dois mililitros da solução de inibidores de tripsina dois antes de transferi-lo para um tubo de 15 mililitros.
Em seguida, triture o tecido no tubo de 15 mililitros até que a solução fique turva. Deixe repousar por cinco minutos. Em seguida, remova o sobrenadante claro e transfira-o para um novo tubo contendo um mililitro de solução de dissecação suplementada com cloreto de cálcio.
Adicione mais dois mililitros da solução de inibidor de tripsina 2 ao fundo do tubo contendo o pellet. Pipete novamente e deixe repousar por cinco minutos. Remova o sobrenadante e adicione-o ao tubo contendo o sobrenadante da etapa anterior.
Repita este processo até que a maior parte do tecido seja dissociada mecanicamente. Adicione 0,3 mililitros de solução de dissecação suplementada com cloreto de cálcio para cada mililitro de sobrenadante coletado. Misture o conteúdo do tubo e, em seguida, centrifugue por cinco minutos a 644 × g em temperatura ambiente.
Em seguida, remova o sobrenatante. Adicione 10 mililitros de meio fresco ao pellet e homogeneíze. Em seguida, conte as células viáveis e dilua-as para uma concentração de 1,5 × 10⁶ células por mililitro.
Plaque as células nas placas de poli-D-lisina previamente preparadas. Para placas de quatro poços, plaque 0,5 mililitros da amostra, resultando em 7,5 vezes 10 à quinta células por poço. Para placas de 35 milímetros, plaque quatro mililitros da amostra, resultando em seis vezes 10 à sexta células por placa.
Para lamínulas, plaque 0,5 mililitros contendo 7,5 vezes 10 à quinta células por poço. Após 24 horas, adicione AraC às placas para reduzir a contaminação por gliócitos. Se as células devem ser mantidas por sete a oito dias, repita este tratamento no terceiro dia e mantenha as culturas em um incubador com 5% de CO₂ a 37 graus Celsius.
Para culturas mantidas por mais de cinco dias, alimente a cultura com glicose a cada dois dias, começando no quinto dia. Para induzir a excitotoxicidade neuronal com NMDA, após sete dias in vitro, trate os neurônios granulares cerebelares com 100 micromolar de NMDA e 10 micromolar de glicina por uma hora. Em seguida, substitua o meio por meio condicionado das culturas paralelas sem tratamento.
Essa concentração resulta em morte celular de 50% após 24 horas do tratamento. Para morte celular induzida por espécies reativas de oxigênio (ROS), trate os neurônios com peróxido de hidrogênio a 75 a 100 micromolar por cinco minutos. Após cinco minutos, substitua por meio condicionado de culturas paralelas.
Devido à instabilidade do peróxido de hidrogênio, a concentração deve ser otimizada para um nível que induza entre 50 e 70% de morte celular após 24 horas. Essa concentração geralmente está entre 75 e 100 micromolar. Para induzir a morte celular por dano ao DNA, trate os neurônios granulares cerebelares com 10 micromolar de camptotecina para induzir mais de 50% de morte celular dentro de 24 horas.
Para induzir apoptose neuronal por baixo potássio em neurônios granulares cerebelares, troque o meio contendo 25 milimolares de potássio por meio com baixo teor de potássio, contendo 5 milimolares de potássio, após sete dias in vitro. Os neurônios foram transduzidos com lentivírus para RFP em uma MOI de três no momento do plaqueamento. Fixação e coloração realizadas após sete dias in vitro.
A co-localização do sinal de RFP com MAP2 e Hoechst é mostrada para demonstrar neurônios saudáveis que são completamente transduzidos por lentivírus. As imagens apresentadas aqui representam análises de ensaio de viabilidade de neurônios infectados com diferentes MOI de adenovírus para medir a toxicidade. Neurônios granulares cerebelares infectados com adenovírus que expressam LacZ em um MOI entre 25 e 50 permitem eficiência máxima, mantendo a toxicidade mínima.
Menos de 1% de diferença na sobrevivência celular em comparação com o controle é observada ao infectar neste MOI. Essas figuras mostram a coloração com Hoechst de neurônios granulares cerebelares controle e neurônios granulares cerebelares tratados com NMDA para induzir a morte celular. Observe a formação de núcleos picnóticos com o tratamento com NMDA.
Isso é um indicativo de morte celular e pode ser observado em aproximadamente 50% da cultura 24 horas após o tratamento com 100 micromolares de NMDA e 10 micromolares de glicina. Uma vez dominada, esta técnica pode ser realizada em duas horas e meia com seis camundongos, se realizada corretamente. Ao executar esta técnica, é importante utilizar técnica asséptica e instrumentos cirúrgicos em cadeia, conforme necessário, para minimizar o risco de contaminação da cultura.
Após seu desenvolvimento, esta técnica abriu caminho para pesquisadores na área de neurociência estudarem o desenvolvimento neuronal e lesões neuronais em neurônios primários de camundongo. Após assistir a este vídeo, você deverá ser capaz de cultivar neurônios granulares cerebelares, manipulá-los geneticamente utilizando vírus e induzir diferentes mecanismos de lesão neural. Após este procedimento, outros métodos como imunofluorescência ou ensaios de viabilidade celular podem ser realizados para responder perguntas como se um gene de interesse melhora a sobrevivência celular em resposta à excitotoxicidade, estresse oxidativo ou dano ao DNA.
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Este protocolo descreve um método para isolar e cultivar neurônios granulares cerebelares primários de camundongos (CGNs) de filhotes com 6-7 dias de idade. Ele permite a transdução eficiente dos CGNs para estudos funcionais e modelagem de excitotoxicidade neuronal, morte celular, dano ao DNA e estresse oxidativo.
A modelagem dos mecanismos de morte neuronal em neurônios granulares cerebelares primários fornece um sistema in vitro escalonável para reduzir riscos em alvos neuroterapêuticos. O protocolo permite a investigação mecanicista das vias de excitotoxicidade, estresse oxidativo e danos ao DNA, relevantes para programas de doenças neurodegenerativas. Isso favorece a validação precoce de alvos, vinculando modulação genética ou farmacológica a fenótipos quantificáveis de morte celular.
O método se insere no continuum de descoberta, desde a verificação da hipótese do alvo até a otimização do composto líder, fornecendo contexto neuronal para estudos de mecanismo de ação.