Name: Lesão baseada no balão para induzir a hiperplasia Myointimal da Aorta Abdominal de Mouse (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-02-07T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 32 s
Description: Aprenda a técnica de lesão por balão na aorta abdominal de camundongos para induzir hiperplasia miointimal. Este modelo permite estudar a progressão rápida da doença e investigar fatores genéticos em camundongos transgênicos.

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Os autores Christiane Pahrmann agradecer a assistência técnica.
D.W. foi apoiado por Max Kade Foundation. T.D. recebido concede a outra Kröner Fondation (2012_EKES.04) e a Deutsche Forschungsgemeinschaft (DE2133/2-1. _. Bolsas de investigação S. S. recebeu o Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; SCHR992/3-1, SCHR992/4-1).

Os animais receberam atendimento humano em conformidade com o guia para os princípios de animais de laboratório, preparado pelo Instituto de recursos animais de laboratório e publicado pela National Institutes of Health. Todos os protocolos de animais foram aprovados pela autoridade local competente (' Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, (serviço de saúde e defesa do consumidor) de Hansestadt Hamburg ').
1. cateter preparação
Nota: Consulte a Tabela de materiais , para obter informações sobre o cateter.
<ol><li>Retire o cateter o titular do cateter.</li>
	<li>Puxe o fio-guia do lúmen através do orifício distal para fora.</li>
	<li>Colocar em uma gota de adesivo de cianoacrilato na extremidade distal do cateter. Cuidado: Use luvas de látex ou nitrilo.</li>
	<li>Coloque o fio-guia na porta RX do cateter e avançá-lo através do lúmen para o porto distal. Depois, puxe o fio-guia ligeiramente para deixar um espaço de ~ 5 mm até o fim.</li>
	<li>Espere 5 minutos para permitir que o adesivo secar.</li>
	<li>Mover o fio-guia, deve ser fixado. Se é ainda móvel, repita os passos 1.3-1.6.</li>
	<li>Encher uma seringa de 3 mL com soro fisiológico a 0,9% 1,5 mL e conectá-lo à porta de insuflação do balão.</li>
	<li>Empurre o êmbolo da seringa para teste de insuflação do balão. Deixe 0,6 mL de soro fisiológico na seringa.</li>
</ol>2. preparação do rato
<ol><li>Obter camundongos machos na idade de 14 semanas, pesando aproximadamente 30 g. Nota: Usamos animais obtidos a partir do Instituto de animais de laboratório. Aqui usamos C57BL/6J.</li>
	<li>Use uma câmara de indução para anestesiar o mouse com isofurane de 2.0-2.5% (taxa de fluxo de oxigênio de 500 mL/min).</li>
	<li>Coloque o mouse sobre as costas de uma almofada de aquecimento e manter anestesia com uma máscara cobrindo a boca e o nariz do mouse. Verifique se há suficiente profundidade da anestesia beliscar as patas e cauda para verificar a ausência de reflexos.</li>
	<li>Remova o cabelo abdominal usando uma máquina de cortar cabelo.</li>
	<li>Espalhe as patas traseiras e fixar sua posição usando a fita.</li>
	<li>Desinfete a área abdominal usando iodo-povidona, seguido por 80% de etanol. Repita mais duas vezes.</li>
	<li>Use um pano cirúrgico para garantir local cirúrgico não ser contaminado. Abra as camadas de pele e músculo ao longo da linea alba com uma tesoura (ou bisturi) para expor os órgãos abdominais.</li>
	<li>Colocar os intestinos em uma luva de hidratada salina 0,9% e enrole para mantê-los húmida.</li>
	<li>Use dois pinça fina para remover o tecido adiposo acima a aorta abdominal.</li>
	<li>Usando uma seringa de insulina (30G), injetar 250 µ l de solução de heparina (50 U/mL) para a veia Cava Inferior (VCI) e espere 3 min para sua distribuição sistêmica. Heparina poderá suprimir a hemostasia e evitar coagulação indesejada durante a cirurgia.</li>
	<li>Usando duas pinças, disse a aorta infra-renal até sua bifurcação e seus vasos de ramo a saída.</li>
	<li>Ligar os vasos colaterais, que são esperados para ser colocado na área do preso, com um cauterizador de alta temperatura.</li>
	<li>Interromper o fluxo de sangue, fixando a aorta infra-renal diretamente abaixo das artérias renais.</li>
	<li>Coloque uma segunda pinça em uma posição distal logo acima da bifurcação da aorta.</li>
	<li>Realize uma pequena incisão horizontal usando a tesoura no ponto médio entre os grampos ao longo do navio. Nota: O tamanho da incisão deve ser equivalente a 1/3 da circunferência do vaso.</li>
	<li>Introduza uma seringa com uma agulha (30G) da incisão e liberar a aorta com 250 µ l de solução heparina (50 U/mL).</li>
	<li>Utilizar suturas de 10-0, coloque um único nó de cada lado da incisão.</li>
	<li>Dilatação da aorta inserindo um dilatador de vaso a incisão e espalhar o recipiente ligeiramente. Repita a dilatação de 2 a 3 vezes.</li>
	<li>Hidrate o cateter-balão com soro fisiológico a 0,9%.</li>
	<li>Insira o cateter-balão achatado na aorta e avançá-lo em direção a pinça proximal na aorta.</li>
	<li>Quando chegar a pinça proximal, cuidadosamente Abra a pinça proximal e insuflar o balão para evitar o vazamento de sangue, através da injeção de ~0.6 mL de solução salina. Nota: A relação do balão inflado de navio é 1.5: 1.</li>
	<li>Avance o cateter retrógrado para aproximadamente 2 cm.</li>
	<li>Puxe o cateter expandido, enquanto desinflar o balão ligeiramente liberando a seringa.</li>
	<li>Quando o cateter chega a incisão da aorta, recolocar a pinça proximal. Esvazie o balão completamente e removê-lo.</li>
	<li>Enxágue a aorta com 250 µ l de solução heparina (50 U/mL), utilizando uma seringa de 30G.</li>
	<li>Feche a incisão da aorta usando suturas de 10-0. Lugar interrompido pontos de cada lado lateral, seguido por um ou dois pontos no lado ventral.</li>
	<li>Abra a pinça distal. Em caso de sangramento, fechar a pinça novamente e colocar pontos adicionais.</li>
	<li>Abra a pinça proximal com cuidado.</li>
	<li>Coloque dois cotonetes na sutura para apoiá-lo e parar qualquer sangramento.</li>
	<li>Coloque hemostatos absorvíveis na sutura para sustentá-lo. Nota: Um pulso aórtico deve ser visível distal da incisão.</li>
	<li>Coloque os intestinos para o abdômen.</li>
	<li>Enxaguar a cavidade abdominal com solução salina 0,9%, que foi previamente aquecido a 37 ° C.</li>
	<li>Feche a camada muscular abdominal usando suturas execução de 6-0.</li>
	<li>Feche a pele com suturas de execução de 5-0.</li>
	<li>Injete o carprofeno de 4-5 mg/kg por via subcutânea antes de permitir que o mouse para acordar. Monitorar o animal até ganhou consciência, manter a prostração esternal. Manter o animal em uma gaiola até recuperação completa.</li>
	<li>Adicionar o metamizol à água potável (50 mg/100 mL) como medicação para a dor por 3 dias e monitorar o animal diariamente. Geralmente os ratos como o doce sabor de dipirona e começam a beber imediatamente após a cirurgia. Se preferirem, agentes injetáveis de liberação sustentada podem ser usados em vez de dipirona. Nota: O período de observação para este modelo é de 28 dias.</li>
</ol>3. histopatologia
<ol><li>Colheita da aorta com balão-ferido depois de 28 dias, preparando os ratos como descrito nos passos 2.2 a 2.9.</li>
	<li>Use a tesoura para remover a balão-ferido da aorta (entre a bifurcação e 0,3 mm acima dos vasos renais) e eutanásia o mouse cortando seu coração.</li>
	<li>Irrigue o lúmen do vaso com 0,9% NaCl.</li>
	<li>Consertar o navio colhido em paraformaldeído 4% (PFA) durante a noite e desidratá-lo em concentrações crescentes de etanol, começando com etanol a 70% por 2 horas, 80% de etanol por 1 hora, etanol 95% por 2 horas e 100% de etanol por 5 horas. Então, Incube as amostras em xilol durante 2 horas 3 vezes, antes de me infiltrar as amostras com parafina. Nota: em vez de liberar o navio colhido com 0,9% NaCl, ele pode ser liberado com 4% PFA. Cuidado: PFA e xileno são tóxicos e devem ser manuseados com cuidado especial.</li>
	<li>Incorporar a amostra em parafina e cortados em fatias de espessura de 5 µm usando um micrótomo.</li>
	<li>Deparaffinize os slides com xileno 3 vezes durante 5 minutos.</li>
	<li>Reidratar slides de tecido usando uma série decrescente de etanol. Comece com 100% de etanol 2 vezes por 5 min, seguido de 3 minutos de etanol 95%, 80% e 70%.</li>
	<li>Mancha os slides com coloração tricromo de Masson como descrito18.</li>
	<li>Desidrate corrediças manchadas em etanol 100% 2 vezes por 10 min cada. Limpar com xilol 2 vezes por 10 min cada e montar no meio de montagem.</li>
	<li>Visualizar os slides com um microscópio de campo claro. Use uma lente com 5x ampliação e uma abertura numérica de 0,12 por imagens uma visão ou uma lente com 20 ampliações de x com uma abertura numérica de 0.35 para observação detalhada.</li>
</ol>4. microscopia de imunofluorescência
<ol><li>Reidratar slides de tecido usando uma série decrescente de etanol. Comece com 100% de etanol 2 vezes por 5 min, seguido por 3 min de etanol 95%, 80% e 70%.</li>
	<li>Execute recuperação de antígeno aquecendo as lâminas em solução de recuperação do antígeno em um navio a vapor por 20 min.</li>
	<li>Deixe arrefecer o slides até à temperatura.</li>
	<li>Depois de lavar os slides por três vezes com solução salina tamponada fosfato (PBS), aplica solução de bloqueio de antígeno em seções por 30 min.</li>
	<li>Lave slides três vezes por 5 min com PBS.</li>
	<li>Incube as seções com anticorpo primário diluído em diluente de anticorpo primário. Nota: O momento de concentração e a incubação deve ser escolhido separadamente para cada anticorpo.</li>
	<li>Lave slides três vezes por 5 min com PBS para remover anticorpos não acoplado.</li>
	<li>Incube as seções com um anticorpo secundário conjugado previamente diluído em diluente de anticorpo secundário. Nota: O momento de concentração e a incubação deve ser escolhido separadamente para cada anticorpo.</li>
	<li>Remova anticorpos desacoplados lavando os slides por 5 min, três vezes.</li>
	<li>Counterstain os núcleos de célula usando 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) por 15 min; a concentração final de DAPI deve ser de 350 nM.</li>
	<li>Monte as lâminas na imunofluorescência compatível com solução de montagem. Nota: Usando a solução de montagem errada pode obscurecer o sinal de fluorescência.</li>
	<li>Exibição de slides com um microscópio de fluorescência. Use uma lente de ampliação de 40x com uma abertura numérica de 1.3.</li>
</ol>

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<li>Painter, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myointimal+hyperplasia%3A+pathogenesis+and+implications.+2.+Animal+injury+models+and+mechanical+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Artif+Organs%22%5BJournal%5D)">Myointimal hyperplasia: pathogenesis and implications. 2. Animal injury models and mechanical factors.</a> Artif Organs. 15 (2), 103-118 (1991).</li>
<li>Stubbendorff, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inducing+myointimal+hyperplasia+versus+atherosclerosis+in+mice%3A+an+introduction+of+two+valid+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Inducing myointimal hyperplasia versus atherosclerosis in mice: an introduction of two valid models.</a> J Vis Exp. (87), e51459(2014).</li>
<li>Deuse, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dichloroacetate+prevents+restenosis+in+preclinical+animal+models+of+vessel+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Dichloroacetate prevents restenosis in preclinical animal models of vessel injury.</a> Nature. 509 (7502), 641-644 (2014).</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Este artigo demonstra um modelo murino para estudar o desenvolvimento de hiperplasia myointimal e permite a exploração dos processos patológicos subjacentes e os testes de novas drogas ou opções terapêuticas.
O passo mais crítico neste protocolo é o desnudamento da aorta. Cuidado especial deve ser dada durante esta etapa como denudação excessiva conduzirá à formação de aneurisma e fracasso do modelo. Por outro lado, se a denudação é executada insuficientemente, myointima muito pouco irá desenv...

Estenose arterial nas artérias coronárias e periféricas tem um grande efeito sobre a morbidade e mortalidade de pacientes1. Um mecanismo patológico subjacente é hiperplasia myointima (MH), que é caracterizada pelo aumento da proliferação, migração e síntese de proteínas da matriz extracelular do músculo liso vascular células (SMC)2. SMC estão localizados na camada de mídia do navio e migrar a estimulação para a superfície do lúmen. Sinais estimulatórios incluem fatores de crescimento, citocinas, contato célula-célula, lipídeos, componentes de matriz extracelular e cisalhamento mecânico e estendem as forças3,4,5,6. Lesões da parede do vaso, patológica ou iatrogênica, causam células endoteliais e danos nas células musculares lisas e estimulam reações inflamatórias e assim levam a MH7.
Diferentes modelos animais estão atualmente disponíveis para estudar a lesão arterial e hiperplasia myointima. Grandes animais como porcos ou cães têm a vantagem de compartilhar uma artéria semelhante e anatomia coronariana com seres humanos e são especialmente adequados para estudos investigando angioplastia dispositivos, procedimento e técnicas8. No entanto, modelos de porco têm a desvantagem da maior trombogenicidade9,10, enquanto os cães só têm uma resposta suave ao navio lesão11. Além disso, todos os grandes modelos animais exigem especial habitação, equipamentos e funcionários, que estão conectados com custos elevados e não estão sempre disponíveis na instituição. Pequenos modelos animais incluem ratos e camundongos. Em comparação com ratos, os ratos têm as vantagens de custo mais baixo e a existência de uma variedade de nocaute do modelos. O modelo descrito neste vídeo pode ser combinado com ApoE-/-os ratos alimentados com uma dieta ocidental pròxima imitar o ambiente clínico de angioplastia em vasos aterosclerótica12. Modelos anteriores induzido por lesão vascular via fio lesão13, fluido dessecação14, Primavera15ou de lesão do manguito16. Desde que a natureza da lesão afetará grandemente o desenvolvimento e a constituição de MH, utilizar um cateter balão para induzir lesões no vaso é a melhor maneira para imitar o ambiente clínico.
Neste artigo nós descrevemos um método novo para induzir MH com um cateter de balão em camundongos. O uso de um cateter balão (1,2 x 6 mm) com um RX-Port (figura 1A) permite a raspagem da camada da íntima e, ao mesmo tempo, a indução de uma hiperdistensão do navio. Ambos esses fatores são gatilhos importantes para o desenvolvimento do MH. O tempo de observação para este modelo é de 28 dias17.

<table><tbody><tr><td>Sutura de Ethilon 10-0</td><td>Ethicon</td><td>2814G</td><td></td></tr><tr><td>Seringa de 3 mL</td><td>BD Medical</td><td>309658</td><td></td></tr><tr><td>37% HCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1758</td><td></td></tr><tr><td>Sutura de prolene 5-0 Sutura</td> de prolene <td>Ethicon</td><td>EH7229H</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Sutura de prolene</td><td>Ethicon</td><td>8706H</td><td></td></tr><tr><td>Ácido Fucsina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F8129-25G</td><td>Coloração tricrômica</td></tr><tr><td>Solução de recuperação de antígeno</td><td>Dako</td><td>S1699</td><td></td></tr><tr><td>Azopfloxin</td><td>Waldeck</td><td>1B-103</td><td>Coloração tricrômica</td></tr><tr><td>Bepanthen Pomada para olhos e nariz</td><td>Bayer</td><td>1578675</td><td>Pomada para os olhos</td></tr><tr><td>Solução Betadine</td><td>Betadine Purdue Pharma</td><td>NDC: 67618-152</td><td></td></tr><tr><td>C57BL / 6J</td><td>Charles River</td><td>Número de estoque 000664</td><td></td></tr><tr><td>Aplicador de grampo</td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td>DIMENSÕES JAW: 4 x 0,75 mm
COMPRIMENTO: 13 mm</td></tr><tr><td>Colágeno 3</td><td>abcam</td><td>ab7778</td><td>Anticorpo</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Thermo Fischer</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>Burro anti-cabra IgG AF555</td><td>Invitrogen</td><td>A21432</td><td>Anticorpo secundário</td></tr><tr><td>Burro anti-coelho IgG AF488</td><td>Invitrogen</td><td>A21206</td><td>Anticorpo secundário</td></tr><tr><td>Burro anti-coelho IgG AF488</td><td>Invitrogen</td><td>A11055</td><td>Secundário anticorpo</td></tr><tr><td>Burro anti-coelho IgG AF555</td><td>Invitrogen</td><td>A31572</td><td>Anticorpo secundário</td></tr><tr><td>Etanol 70%</td> <td>Th. Geyer</td><td>2270</td><td></td></tr><tr><td>Etanol 96%</td> <td>Th. Geyer</td><td>2295</td><td></td></tr><tr><td>Etanol absoluto</td><td>Th. Geyer</td><td>2246</td><td></td></tr><tr><td>FAP</td><td>abcam</td><td>ab28246</td><td>Pinça de anticorpo</td></tr><tr><td>fina</td> Ferramentas <td>de ciências</td> <td>finas11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Fórceps padrão</td><td>Fine Science Tools</td><td>11023-10</td><td></td></tr><tr><td>Ácido Acético Glacial</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>537020</td><td></td></tr><tr><td>Máquina de cortar cabelo</td><td>WAHL</td><td>8786-451A ARCO SE</td><td></td></tr><tr><td>Heparina</td><td>Rotexmedica</td><td>PZN 3862340</td><td>25.000 IE / mL</td></tr><tr><td>Kit de cautério de alta temperatura</td><td>Bovie</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Image-iT FX Signal Enhancer</td><td>Invitrogen</td><td>I36933</td><td>Solução de bloqueio</td></tr><tr><td>Light Green SF</td><td>Waldeck</td><td>1B-211</td><td>Coloração tricrômica</td></tr><tr><td>Grampo microcirúrgico</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Micro-Serrefine -</td></tr><tr><td>Cateter de Dilatação Coronária MINI TREK de 4mm 1,20 mm x 6 mm / Rapid-Exchange</td><td>Abbott</td><td>1012268-06U</td><td></td></tr><tr><td>Hidrato de ácido molibdatofosfórico</td><td>Merck</td><td>1.00532.0100</td><td>Coloração tricrômica</td></tr><tr><td>NaCl 0,9%</td><td>B.Braun</td><td>PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160</td><td></td></tr><tr><td>Porta-agulhas</td><td>Fine Science Tools</td><td>12075-14</td><td></td></tr><tr><td>Novaminsulfon</td><td>Ratiopharm</td><td>PZN 03530402</td><td>Metamizole</td></tr><tr><td>Orange G</td><td>Waldeck</td><td>1B-221</td><td>Coloração tricrômica</td></tr><tr><td>Parafina</td><td>Leica biosystems</td><td>REF 39602004</td><td></td></tr><tr><td>PBS pH 7,4</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>PFA 4%</td><td>Microscopia Eletrônica</td><td>#157135S</td><td></td></tr><tr><td>Solução Ponceau S</td><td>Serva Eletroforese</td><td>33427</td><td>Coloração tricrômica</td></tr><tr><td>Diluente de anticorpo primário</td><td>Dako</td><td>S3022</td><td></td></tr><tr><td>Prolong Gold Solução de montagem</td><td>Thermo Fischer</td><td>P36930</td><td>Solução de montagem para lâminas coradas com imunofluorescência</td></tr><tr><td>Ponta fina substituível</td><td>Bovie</td><td>H101</td><td></td></tr><tr><td>Resorcin-Fuchsin Weigert</td><td>Waldeck</td><td>2E-30</td><td>Coloração tricrômica</td></tr><tr><td>Rimadyl</td><td>Pfizer</td><td>400684.00.00</td><td>Carprofeno</td></tr><tr><td>Tesoura</td><td>Ferramentas de Ciências Finas</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura Vannas-estilo</td><td>Ferramentas de Ciências</td> <td>Finas15000-03</td><td></td></tr><tr><td>diluente secundário do anticorpo</td><td>Dako</td><td>S0809</td><td></td></tr><tr><td>Adesivo de ação rápida MINIS 3x1g</td><td>UHU</td><td>45370</td> Rack deslizante de <td>cianoacrilato</td></tr><tr><td></td><td>Ted Pella</td><td>21057</td><td></td></tr><tr><td>SM22</td><td>abcam</td><td>ab10135</td><td>Anticorpo</td></tr><tr><td>SMA</td><td>abcam</td><td>ab21027</td><td></td></tr><tr><td>Placa de coloração de</td> anticorpos <td>Ted Pella</td><td>21075</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio cirúrgico</td><td>Leica</td><td>M651</td><td></td></tr><tr><td>Tabotamp fibrilar</td><td>Ethicon</td><td>431962</td><td>Hemostático absorvível</td></tr><tr><td>Transpore Fita cirúrgica</td><td>3M</td><td>1527-1</td><td></td></tr><tr><td>U-100 Seringa de insulina</td><td>BD Medical</td><td>324825</td><td></td></tr><tr><td>Dilatador de vasos</td><td>Ferramentas de ciências finas</td><td>18603-14</td><td></td></tr><tr><td>Vitro-Clud</td><td>Langenbrinck</td><td>04-0001</td><td></td></tr><tr><td>Kit de hematoxilina de ferro Weigerts</td><td>Merck</td><td>1.15973.0002</td><td>Coloração tricrômica</td></tr><tr><td>Xileno</td><td>Th. Geyer</td><td>3410</td><td></td></tr></tbody></table>

lesão baseada no balão para induzir a hiperplasia myointimal da aorta abdominal de mouse

Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

O uso de modelos animais é essencial para uma melhor compreensão do MH, uma das principais causas de estenose arterial. Neste artigo, vamos demonstrar um modelo de denudação murino de balão, que é comparável com os modelos de lesão navio estabelecido em animais de grandes porte. O modelo de desnudamento de aorta com cateteres balão imita o ambiente clínico e leva a mudanças fisiológicas e pathobiological comparáveis. Brevemente, após a realização de uma incisão horizontal na aorta abdominalis, um cateter balão será inserido dentro do vaso sanguíneo, inflado e introduziu retrogradely. Inflação do balão vai levar a lesão da íntima e hiperdistensão do navio. Depois de retirar o cateter, a incisão da aorta será fechada com pontos simples. O modelo mostrado neste artigo é reprodutível, fácil de realizar e pode ser estabelecida de forma rápida e confiável. É especialmente apropriado para avaliar caros agentes terapêuticos experimentais, que podem ser aplicados de forma econômica. Usando diferentes cepas de mata-mata-rato, pode ser avaliado o impacto de diferentes genes no desenvolvimento do MH.

Desnudamento do balão é um modelo adequado para estudar o desenvolvimento de MH em camundongos. Animais recuperar bem da cirurgia e mostram uma pós-operação condição física excelente. Nós estabelecemos este modelo em 50 ratos com menos de 3% de mortalidade devido a procedimento cirúrgico. Figuras 1B -C mostrar as principais etapas cirúrgicas. Após uma incisão de pele ao longo do linea alba, identificar a aorta abdominalis. C...

Este artigo demonstra um modelo murino para estudar o desenvolvimento de hiperplasia myointimal (MH) após lesão aórtica balão.

Lesão baseada no balão para induzir a hiperplasia Myointimal da Aorta Abdominal de Mouse

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

O objetivo geral deste sistema modelo baseado em camundongo é estudar o desenvolvimento de hiperplasia miointimal após lesão por balão aórtico. Este sistema modelo pode ajudar a responder a perguntas-chave sobre a hiperplasia miointimal, como quais fatores contribuem para o seu desenvolvimento. Ao estudar o desenvolvimento da hiperplasia miointimal em camundongos transgênicos, esperamos obter uma melhor compreensão do mecanismo patológico da doença.Outra vantagem deste modelo animal é que a doença progride rapidamente. Em apenas algumas semanas, somos estudados em camundongos. Primeiro, prepare o cateter necessário.Remova-o do suporte e puxe o fio-guia através do lúmen através da porta distal. Em seguida, coloque uma gota de cianoacrilato na extremidade distal do cateter e passe o fio-guia pela porta RX, depois pelo lúmen e pela porta distal. Em seguida, puxe o fio-guia ligeiramente para trás para deixar cerca de cinco miliéteres para fora e deixe o adesivo secar.Mais tarde, encha uma seringa de três mililitros com 1,5 mililitros de solução salina a 0,9% e conecte-a à porta de insuflação do balão do cateter. Em seguida, empurre o êmbolo para testar a inflação do balão. Deixe cerca de 0,6 mililitros de solução salina na seringa.Em seguida, prepare o mouse para a cirurgia. Anestesia-o em uma câmara de isoflurano e, posteriormente, durante a cirurgia, administre o isoflurano por meio de um cone nasal. Antes de prosseguir, confirme uma profundidade suficiente de anestesia beliscando as patas traseiras e a cauda para verificar a ausência de reflexos.Em seguida, remova os pelos abdominais usando um aparador de pelos e fixe a posição das patas traseiras com fita adesiva. Por fim, desinfete a área abdominal usando três esfoliações alternadas de iodopovidona seguidas de etanol a 80%. Comece dissecando a pele e as camadas musculares ao longo da linha alba para expor os órgãos abdominais.Em seguida, afaste os intestinos, envolva-os em uma gaze embebida em solução salina para mantê-los úmidos. Agora usando duas pinças finas para remover o tecido adiposo acima da aorta abdominal. Em seguida, a partir de uma seringa de insulina, injete cerca de 12 unidades de sulfato de heparina na VCI e aguarde três minutos pela distribuição sistêmica.Em seguida, use uma pinça para dissecar a aorta infrarrenal até a bifurcação e revelar os ramos de saída. Em seguida, usando a cauterização, ligue os vasos laterais ao longo da aorta infrarrenal dentro da área que será pinçada. Em seguida, interrompa o fluxo sanguíneo pinçando o vaso diretamente abaixo das artérias renais e pinçando em uma posição distal logo acima da bifurcação aórtica.Agora faça uma pequena incisão horizontal ao longo do vaso no ponto médio entre os grampos. A incisão deve ter cerca de 1/3 da circunferência do vaso. Em seguida, usando uma seringa de insulina, lave a aorta com solução de heparina como antes.Em seguida, coloque suturas 10-0 com nós únicos em cada lado da incisão. Para prosseguir, dilate a aorta. Coloque um dilatador de vaso na incisão e espalhe o vaso ligeiramente.Faça isso duas ou três vezes. Em seguida, prepare o cateter balão umedecendo-o com solução salina. Em seguida, insira o cateter de balão desinflado na aorta e avance-o em direção à pinça proximal.Abra cuidadosamente a pinça proximal e encha o balão para evitar vazamento de sangue injetando cerca de 0,6 mililitros de solução salina. Em seguida, avance o cateter retrógrado cerca de dois centímetros. Puxe o cateter para trás enquanto esvazia ligeiramente o balão.Quando o cateter atingir a incisão da aorta, recoloque a pinça proximal. Em seguida, esvazie o balão completamente e remova-o. Agora enxágue a aorta com solução de heparina.Em seguida, proceda fechando a incisão aórtica usando suturas interrompidas 10-0 em cada lado lateral. Seguido por um ou dois pontos no lado ventral. Em seguida, abra a pinça distal, verifique se há sangramento e coloque suturas adicionais conforme necessário.Quando não houver sangramento, abra cuidadosamente a pinça proximal. Use cotonetes nas suturas para suporte e para retardar o sangramento. Em seguida, coloque hemostáticos absorvíveis nas suturas para sustentá-las.Com ambas as pinças abertas, um pulso aórtico deve ser visível distalmente a partir da incisão. Agora coloque os intestinos de volta no abdômen e enxágue a cavidade abdominal com solução salina aquecida a 37 graus Celsius. Em seguida, feche a camada muscular abdominal usando suturas contínuas 6-0.E então feche a pele com suturas contínuas 5-0. Em seguida, injete imediatamente um analgésico por via subcutânea antes que o animal acorde. Agora monitore o mouse até que ele ganhe consciência e possa manter a decúbito esternal.Uma vez consciente, abrigue o animal sozinho até que ele se recupere completamente. Forneça metamizol à água potável por três dias. Certifique-se de verificar o mouse todos os dias para garantir uma boa recuperação.A desnudação com balão é um método adequado para estudar o desenvolvimento de hiperplasia miointimal em camundongos. Os animais se recuperaram bem da cirurgia e estavam em excelentes condições físicas. Menos de 3% morreram em mais de 50 cirurgias.A hiperplasia miointimal desenvolveu-se progressivamente no enxerto. A coloração histológica com tricrômico de Masson mostrou a formação da mioíntima no interior da lâmina elástica interna. As lesões miointimais consistiram principalmente de componentes celulares positivos para SM22 indicando células musculares lisas e células ECM como miofibroblastos também mostrados em vermelho.Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como realizar as lesões com balão em camundongos. Uma vez dominada, essa técnica pode ser feita em 20 minutos se for executada corretamente.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Este vídeo mostra dois modelos de desenvolvimento íntima placas nas artérias murino e enfatiza as diferenças de hiperplasia miointimal e aterosclerose.

Induzir miointimais Hiperplasia Versus aterosclerose em camundongos: uma introdução de dois modelos válidos

Este protocolo utiliza um cateter balão para causar uma lesão intraluminal na artéria carótida de rato e, doravante, provocar hiperplasia neointimal. Este é um modelo bem estabelecido para o estudo dos mecanismos de remodelação vascular em resposta a lesão. É também amplamente utilizada para determinar a validade de potenciais abordagens terapêuticas.

Lesão Balloon Vascular e Administração Intraluminal em Rat Carótida

Descrevemos uma técnica cirúrgica que produz lesão por fio na artéria femoral de camundongos para induzir hiperplasia neointimal para servir como um sistema de teste modelo para a entrega perivascular de compostos terapêuticos para a inibição da reestenose.

Modelo murino de artéria femoral Injury fio com a implantação de uma droga patch Entrega perivascular

Restenosis após procedimentos cardiovasculares (cirurgia de bypass, angioplastia ou stent) é um problema significativo que reduz a durabilidade desses procedimentos. Uma terapia ideal inibiria a proliferação de células musculares lisas (VSMC) enquanto promovia a regeneração do endotélio. Descrevemos um modelo para avaliação simultânea da proliferação de VSMC e função endotelial in vivo.

Lesão por esmagamento aórtico murino: um eficiente<em&gt; In Vivo</em&gt; Modelo de proliferação de células musculares lisas e função endotelial

Modelos animais de aterosclerose são essenciais para entender o mecanismo e a investigar novos enfoques para evitar o desenvolvimento de placa ou ruptura, das principais causas de morte no mundo industrializado. Este protocolo utiliza uma combinação de lesão de balão e colesterol dieta rica para induzir ateroma na artéria ilíaca coelho.

O modelo de coelho da aterosclerose acelerada: uma perspectiva metodológica da artéria ilíaca balão lesão

Aqui, apresentamos um protocolo de transplante heterotópico da aorta em camundongos usando a técnica de manguito não sutura em um modelo de urina cervical. Este modelo pode ser usado para estudar a patologia subjacente da vasculopatia aloenxerto crônica (CAV) e pode ajudar a avaliar novos agentes terapêuticos, a fim de evitar a sua formação.

Murine Modelo de Transplante de Aorta Cervical usando uma técnica de manguito não sutura modificada

A lesão do balão carótida do rato imita o procedimento clínico de angioplastia realizado para restaurar o fluxo sanguíneo em vasos ateroscleróticos. Este modelo induz a resposta à lesão arterial distending da parede arterial, e desnuding a camada intimal de células endoteliais, causando, em última análise, remodelação e uma resposta hiperplástica intimal.

Uma lesão de balão segmental controlada por pressão da artéria de rato com aplicação terapêutica periadventicional

O presente protocolo descreve um método cirúrgico padronizado para o modelo AAA induzido por elastase através da aplicação direta de elastase à adventitia da aorta abdominal infrarenal em camundongos.

Modelo de Aneurisma De aootico Abdominal do Rato Induzido pela Aplicação Perivascular do Elastase

Este protocolo descreve um modelo de rato com aneurisma da aorta abdominal induzido por fosfato de cálcio (AAA) para estudar as características patológicas e os mecanismos moleculares dos AAAs.

Um Modelo de Aneurisma da Aorta Abdominal de Camundongo Induzido por Fosfato de Cálcio

Este manuscrito apresenta um protocolo para estabelecer um modelo de aneurisma de aorta abdominal de camundongo usando cloreto de cálcio e elastase, combinando as vantagens dos métodos de modelagem anteriores. Este modelo pode ser utilizado para investigar os mecanismos fisiopatológicos subjacentes aos aneurismas da aorta abdominal.

Um modelo de aneurisma de aorta abdominal de camundongo por infiltração periadventícia de cloreto de cálcio e elastase

Esse protocolo oferece um método repetível e confiável para induzir aneurismas da aorta abdominal (AAA) em camundongos C57BL/6, utilizando sensibilização com elastina e aplicação de elastase perivascular, como um modelo AAA que incorpora um componente de sensibilização imunológica.

Criação confiável de um modelo de aneurisma aórtico abdominal murino usando sensibilização com elastina e elastase perivascular

Aprenda a técnica de lesão por balão na aorta abdominal de camundongos para induzir hiperplasia miointimal. Este modelo permite estudar a progressão rápida da doença e investigar fatores genéticos em camundongos transgênicos.

Lesão baseada no balão para induzir a hiperplasia Myointimal da Aorta Abdominal de Mouse

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