Name: Medições de esfíncter uretral Cystometric e externo em ratos acordados com cateter implantado e eletrodos permitindo medições repetidas (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-01-30T13:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 7 s
Description: Aprenda a implantar cateter vesical e eletrodos do esfíncter uretral externo em ratos acordados para medições cistométricas repetidas. Este método permite avaliar a função vesical em urologia funcional.

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Os autores não têm qualquer reconhecimentos.

Todos os procedimentos descritos aqui foram aprovados pelo Comitê de ética governamental austríaco para pesquisas com animais (Bundesministerium für Wissenschaft, pesquisa und Wirtschaft, WF / V /3b) e estavam em conformidade com a associação de avaliação de laboratório Animais cuidados diretrizes para uso de animais. Ratos usados para esta abordagem foram ratos Lewis de sexo femininos, 12 semanas de idade. Use instrumentos esterilizados em todo o protocolo.
1. material preparação
<ol><li>
Fabricação do cateter
	<ol>
<li>Corte o cateter (polietileno tubos PE-50) de comprimento adequado (20 a 25 cm) para ajustar o tamanho do animal. Nota: Deixe algum comprimento extra para encapsulamento e fácil manuseio.</li>
		<li>Incendiar uma extremidade com um isqueiro para obter uma ponta arredondada. Verifique se há abertura apropriada final e fim brusco do cateter.</li>
		<li>Coloque um tubo de silicone longa 2mm sobre o cateter até que encontra-se apenas abaixo do queimado.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Fabricação de eletrodos
	<ol>
<li>Prepare um fio de aço revestido de politetrafluoroetileno de 20-25 cm (comprimento apropriado dependendo do tamanho do animal).</li>
		<li>Prepare um fio de prata de 2 cm de comprimento e torcê-las até um pequeno loop permanece. Dispam-se 2 mm da isolação Teflon em uma extremidade. Solde o fio de prata torcido terminando para o fio de aço despojado.</li>
		<li>Aplica verniz convencional na zona de revestimento. Preparar tubos de polietileno longa de 4 mm sobre a região revestida e selar o fim por aplicação de calor para a pinça de compressão.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. animal preparação
<ol><li>
Anestesia
	<ol>
<li>Use uma cocktail de anestesia adequada aprovados pela instituição para um general anestesia.</li>
		<li>Prepare o coquetel da anestesia com medetomidina (0,15 mg/kg), midazolam (0,08 mg/kg) e fentanil (0,01 mg/kg) e injetar por via intramuscular por uma seringa de 1 mL, com uma agulha de calibre 27.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Preparação cirúrgica
	<ol>
<li>Raspe o abdômen com um barbeador elétrico, incluindo a região genital e costas região a nível das escápulas.</li>
		<li>Desinfectar o abdominal e pescoço as regiões com 70% etanol primeira e em seguida 3 alternados esfrega com solução de iodo-povidona.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. implantação de cateter na bexiga
<ol><li>Realizar uma laparotomia de linha média baixa no nível do terceiro e quarto teto (aproximadamente de 2 a 2,5 cm de comprimento) usando um bisturi para a pele e uma tesoura cirúrgica para o músculo abdominal.</li>
	<li>Expor a bexiga, orientando a parede abdominal na direção cranio-caudal e corrigi-lo nesta posição, colocando a parte de trás de um fórceps atrás da bexiga para evitar re-posicionamento.</li>
	<li>Coloque uma sutura em bolsa ao redor da cúpula da bexiga usando uma sutura de monofilamento não absorvível de 6-0 com uma agulha de ponta cónica.</li>
	<li>Incise a cúpula de bexiga dentro da bolsa-sequência de caracteres, por ponta de bisturi ou agulha de 18G, para inserir o cateter da bexiga (Veja o protocolo passo 1).</li>
	<li>Introduza o cateter preenchido com a solução de cloreto de sódio 0,9% fisiológico estéril e retraia cuidadosamente o cateter da bexiga até abertura alargada do cateter é posicionada logo abaixo a cúpula da bexiga.</li>
	<li>Segura a sutura em bolsa ao redor do cateter e fazer uma paragem-sutura ao redor do corpo do cateter para fixação adicional.</li>
	<li>Verifique se há fugas através da cúpula da bexiga encher lentamente a bexiga através do cateter com solução de cloreto de sódio fisiológico estéril de 0,9%.</li>
</ol>4. implante de eletrodo uretral do esfíncter
<ol><li>Preparar três eletrodos para implantação (Veja o protocolo passo 1).</li>
	<li>Marca um eléctrodo com uma caneta de feltro colorida permanente para posterior identificação do futuro eletrodo nula. Desinfecte o eletrodos com etanol a 70%. Nota: Os cateteres não são adequados para o calor e os procedimentos de esterilização química. Em vez disso frio esterilizar os eletrodos para 24h.</li>
	<li>Estender a incisão abdominal, tesoura cirúrgica até o osso púbico, mas não corte a sínfise púbica.</li>
	<li>Identificar a uretra e criar um bolso sem corte usando fórceps bem em ambos os lados da uretra, mas evitar o trauma de vasos sanguíneos ou nervos.</li>
	<li>Identifica o adequado bolsas de gordura perto da uretra dentro desta janela.</li>
	<li>Fixe eletrodos bilateralmente para a bolsa de gordura adequado utilizando a sutura de monofilamento não absorvível de 6-0. Nota: A posição final dos eléctrodos deve ser bilateral em meados da região da uretra.</li>
	<li>Amarre os dois eletrodos juntamente com sutura de monofilamento não absorvível de 6-0.</li>
	<li>Sutura o eletrodo marcado nulo para o músculo da parede abdominal a distância da uretra. Amarre todos os três eletrodos juntamente com uma sutura simples.</li>
</ol>5. encapsulamento
<ol><li>Faça uma incisão de pele pequena entre as escápulas para encapsulamento.</li>
	<li>Túnel fios eletrodos no pescoço e fazer uma verificação final para colocação correta e verificar a posição dos eléctrodos depois de tunelamento.</li>
	<li>Cateter de bexiga de túnel para o nível de escápula - preste atenção à bexiga enquanto o cateter para evitar a torção da bexiga de encapsulamento. Para este fim, segure o cateter antes de entrar a cúpula da bexiga para evitar a torção da bexiga.</li>
	<li>Fechar os músculos abdominais por pontos contínuos ou separados com uma sutura absorvível de polyfilament 4-0. Feche a incisão cutânea por suturas interrompidas.</li>
	<li>Estica o animal em todo o seu comprimento ter distensão máxima dos fios eletrodo e cateter.</li>
	<li>Consertar o cateter e eletrodo fios por uma sutura afundado-para o músculo do ombro.</li>
	<li>Feche a pele por um único ponto com a sutura de 4-0.</li>
</ol>6. cinto encaixe
<ol><li>Encaixar um arnês para o animal, puxando o cinto na cabeça do animal e puxar os membros dianteiros para uma posição final entre as tiras de duas silicone. Verifique o tamanho da selete pelo peso do animal antes da cirurgia com o distribuidor.</li>
	<li>Túnel do cateter da bexiga para o furo central do chicote de fios e eletrodos através do furo feito sob medido por uma broca ajustado para o tamanho dos fios eletrodo.</li>
	<li>Ajuste o cinto puxando as tiras de silicone. Ajustar o arnês assim que não é muito folgado, mas certifique-se de que algum espaço permanece manter a capacidade de movimento do rato.</li>
	<li>Use uma cinta de cabo para corrigir as tiras de silicone.</li>
	<li>Cortar o comprimento do cateter da bexiga a 3 cm acima do arnês, ligue para a rolha de 23-G e finalmente corrigi-lo para o chicote de fios.</li>
</ol>7. fabricação do eletrodo conector
<ol><li>Prepare-se três tubos de calor pequeno psiquiatra (uma cor diferente para o elétrodo nula). Prepare-se dois tubos de encolher calor adicionais em um tamanho maior adequado.</li>
	<li>Encurte o comprimento dos fios eletrodo para um comprimento ideal para poder ligar mais tarde para o plugue fêmea sem ser demasiado curto ou demasiado solta. Tira o isolamento de Teflon dos três fios (cerca de 2 mm) e torcer os fios de aço para uma sequência de caracteres.</li>
	<li>Coloque tubos de calor grande psiquiatra sobre todos os fios, coloque os tubos pequenos individualmente para todos os três fios e usar o tubo colorido para o elétrodo nulo.</li>
	<li>Solde os eléctrodos para a 3-conexão-macho. Coloque o eléctrodo nulo no meio e diminuir a área de três pequenos tubos individuais acima soldadas.</li>
	<li>Encolha o primeiro os tubos maiores ao final das terminações tubo individuais e o tubo grande final para a fronteira de macho.</li>
	<li>Conecte o plugue macho ao conector fêmea fixado ao arnês e reparo com um pedaço de fita para ainda mais segurança.</li>
</ol>8. cuidados pós-operatório de
<ol><li>Áreas cirúrgicas de limpar e desinfetar com iodo-povidona.</li>
	<li>Coloque o animal em uma almofada de aquecimento até acordado e dar a solução de cloreto de sódio 0,9% para a substituição da água, baseada nas orientações locais de cuidado animal, durante e após a cirurgia.</li>
	<li>Administrar analgésicos (meloxicam 1 mg/kg) e antibióticos (sulfadoxinum 200 mg, trimethoprimum 40 mg, 15 mg/kg) como uma solução combinada de injeção por via subcutânea. Duas vezes por dia, dar analgésicos (manhã e noite) e uma vez por dia dar antibióticos, por cinco dias subsequentes.</li>
	<li>Continue com os antibióticos na mesma dosagem ao longo do período todo acompanhamento em duas ou três injeções por semana.</li>
	<li>Verifique diariamente encaixe apropriado do cinto de segurança e execute uma inspeção de campo cirúrgico, especialmente da região de pescoço. Ajuste o arnês, se fica muito apertado puxando cuidadosamente para as tiras de silicone.</li>
	<li>Irrigue o cateter regularmente uma vez por semana para evitar um bloqueio.</li>
</ol>9. preparação para medição de Cystometric
<ol><li>Realizar as medições de cystometric primeiras após seis dias de pós-operatório. Nota: As medições anteriores podem ser influenciadas pela irritação de medicação e/ou urotelial analgésica devido a implantação do cateter.</li>
	<li>Ligue o interruptor principal, o computador e o amplificador de EMG.</li>
	<li>Encha a bomba de seringa com temperatura aquecida 0,9% de cloreto de sódio. Abrir os conectores de três vias, um após o outro, de forma decrescente, a partir da bomba e liberar os tubos. Nota: Verifique cuidadosamente restantes bolhas de ar, como bolhas irão alterar as medições cystometric.</li>
</ol>10. calibração
<ol><li>Inicie o software de uroflowmeter do programa e ir para calibração.</li>
	<li>Feche o conector de três vias para a bomba e o animal.</li>
	<li>Abra a válvula para o manómetro conectado e pressione zero no programa.</li>
	<li>Ajustar a pressão no manómetro para 100 mmHg e pressione o botão de 100 mmHg no programa. Pressione confirmar para salvar o ajuste de calibração. A janela vai fechar automaticamente.</li>
	<li>Feche a válvula para o manômetro e abrir os conectores de três vias da bomba para o animal esteja pronto para a medição.</li>
</ol>11. animal (Animal DB) do banco de dados
<ol><li>Para registrar os animais, dar o animal uma identificação concisa.</li>
	<li>Insira os dados complementares, tais como data de SCI, início do tratamento, data de implantação do cateter, grupo experimental e a data de nascimento do animal.</li>
	<li>Para finalmente registrar em log os dados, pressione "loja de registro" e salvar em arquivo.</li>
</ol>12. medição configurações antes da gravação
<ol><li>Inicie o programa de software, pressionando o botão Iniciar.</li>
	<li>Selecione o animal e clique em escala de Tara e pressão zero. Nota: Preste atenção ao colocar o animal para a retenção, tal que nenhum cabo está preso, como isto poderia levar a uma remoção de um cabo de EMG.</li>
</ol>13. animal preparação
<ol><li>Retire a ficha de cateter e desconecte o plugue de EMG do arnês.</li>
	<li>Coloque o rato na retenção. Feche a retenção e tranque o chicote de fios com uma pinça.</li>
	<li>Se o cateter e a ficha de EMG fora da retenção.</li>
	<li>Lugar a retenção na unidade catamount. Colocar a cauda através do tubo e fixe o tubo com fita para evitar movimentos.</li>
	<li>Conecte o plugue macho do EMG conector fêmea de EMG a gravação.</li>
	<li>Pressione a pressão zero mais uma vez e depois conectar o cateter ao tubo de enchimento/gravação. Verifique a pressão no software. Nota: A pressão deve ser positiva, em torno de 5 a 10 cm H2O na linha de base. Se a pressão for negativa, desconectar o cateter a cânula, pressione pressão zero e então reconecte o cateter.</li>
</ol>14. gravação
<ol><li>Se o cateter e o EMG cabo estiver conectados, pressione gravação e execução de bomba.</li>
	<li>Adapte a velocidade de enchimento para as necessidades experimentais em µ l/min.</li>
	<li>Observe o tempo de início da gravação e da temperatura no diário de bordo.</li>
	<li>Para parar a gravação cystometric, parar a bomba por bomba pressionando a executar e pressione gravar mais uma vez. Nota: A bomba será desligada e a luz verde na bomba está desligado.</li>
	<li>Desconectar o cateter e use a ficha de rolha de 23G para fechar a extremidade do cateter. Desconecte o cabo de EMG.</li>
	<li>Abrir a frente da retenção e guia o rato fora da retenção. Nota: Manuseie com cuidado o rato e monitorar os fios para evitar qualquer bloqueio dos cabos.</li>
	<li>Conecte o cateter volta o arnês. Volte a ligar a ficha do EMG ao arnês e colocar um pedaço de fita em torno do plug. Nota: Se o animal tem uma patologia do trato urinário inferior, expressa a bexiga no final manualmente para evitar o overdistention da bexiga.</li>
	<li>Coloque o animal de volta em sua gaiola em casa.</li>
	<li>Feche o programa pressionando a saída.</li>
	<li>Limpe a retenção e o copo.</li>
	<li>Perto dos conectores de três vias para a bomba e a saída de animais.</li>
	<li>Desligar o computador, a unidade de EMG e o sistema através do interruptor principal. Nota: Dados são salvos na pasta "Dados de sessão" separada com o arquivo de subpasta do rato medido ID. Única gravações são classificadas nas pastas de ID único rato por data.</li>
</ol>

<ol><li>Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+for+urodynamic+investigation%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Rodent models for urodynamic investigation.</a> Neurourol Urodyn. 30, 636-646 (2011).</li>
<li>Schneider, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+urodynamic+model+for+lower+urinary+tract+assessment+in+awake+rats%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+Int%22%5BJournal%5D)">A novel urodynamic model for lower urinary tract assessment in awake rats.</a> BJU Int. 115, Suppl 6. 8-15 (2015).</li>
<li>Cruz, C. D., Cruz, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+injury+and+bladder+dysfunction%3A+new+ideas+about+an+old+problem%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+World+Journal%22%5BJournal%5D)">Spinal cord injury and bladder dysfunction: new ideas about an old problem.</a> Scientific World Journal. 11, 214-234 (2011).</li>
<li>de Groat, W. C., Yoshimura, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasticity+in+reflex+pathways+to+the+lower+urinary+tract+following+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Plasticity in reflex pathways to the lower urinary tract following spinal cord injury.</a> Exp Neurol. 235, 123-132 (2012).</li>
<li>Matsuura, S., Downie, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+anesthetics+on+reflex+micturition+in+the+chronic+cannula-implanted+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Effect of anesthetics on reflex micturition in the chronic cannula-implanted rat.</a> Neurourol Urodyn. 19, 87-99 (2000).</li>
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<li>Patra, P. B., Thorneloe, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+sensitivity+to+afferent+stimulation+and+impact+of+overactive+bladder+therapies+in+the+conscious%2C+spontaneously+hypertensive+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Exp+Ther%22%5BJournal%5D)">Enhanced sensitivity to afferent stimulation and impact of overactive bladder therapies in the conscious, spontaneously hypertensive rat.</a> J Pharmacol Exp Ther. 338, 392-399 (2011).</li>
<li>Herrera, G. M., Meredith, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diurnal+variation+in+urodynamics+of+rat%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Diurnal variation in urodynamics of rat.</a> PloS One. 5, e12298(2010).</li>
<li>Chang, H. Y., Havton, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+effects+of+urethane+and+isoflurane+on+external+urethral+sphincter+electromyography+and+cystometry+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Differential effects of urethane and isoflurane on external urethral sphincter electromyography and cystometry in rats.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 295, F1248-F1253 (2008).</li>
<li>Yaksh, T. L., Durant, P. A., Brent, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micturition+in+rats%3A+a+chronic+model+for+study+of+bladder+function+and+effect+of+anesthetics%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Micturition in rats: a chronic model for study of bladder function and effect of anesthetics.</a> Am J Physiol. 251, R1177-R1185 (1986).</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Este protocolo descreve o procedimento cirúrgico de um cateter permanente e implantação de eléctrodos do esfíncter uretral e a cystometric técnica de gravação em ratos acordados, levemente comedidos, incluindo tanto a análise simultânea da bexiga urinária e esfíncter uretral externo.
Passos críticos durante a cirurgia são a implantação do cuidado do cateter da bexiga, evitando fugas e extensiva manipulação. Além disso, uma implantação precisa dos eletrodos bilaterais para o esfíncter uretral e...

Para análise de armazenamento urinário e função e disfunção da micção, a maioria dos estudos utilizaram-se modelos de roedores. Através da ativação sequencial de reflexos, micção é produzida. A coordenação destes reflexos é essencial para anulação eficiente1. Técnicas de gravação Cystometric fornecem ferramentas valiosas para analisar a função da bexiga urinária sob seu controle neural1.
Cystometries mais convencionais em ratos são feitas como uma análise única e final em anestesia, principalmente uretano2e concentrar-se exclusivamente na bexiga urinária. No entanto, em algumas patologias como neurogênica de disfunção do trato urinário inferior (NLUTD), não apenas a bexiga urinária, mas também a saída da bexiga, o esfíncter uretral externo, é disfuncional3,4. Isto faz com que NLUTD difícil de acompanhamento, se a bexiga é examinada em uma único cystometric medição. Para obter resultados fiáveis e comparáveis aos seres humanos, é essencial para medir com precisão tanto a bexiga urinária e a função do esfíncter uretral externo e suas interações2. Além disso, é crucial realizar análises funcionais em ratos acordados como anestesia é muito susceptível de modificar a função de bexiga2,5,6. Um bom cystometric de gravação em animais acordados é a base para a identificação de bexiga função e mau funcionamento7.
A estação de pequenos animais cistometria usada (por exemplo, estação de cistometria Catamount (CCS)) é uma unidade para realizar análises de cystometric em pequenos animais acordado8. Por meio de um cateter permanente da bexiga e esfíncter uretral externo implantados eletrodos, medições repetitivas podem ser executadas por um longo tempo períodos2. Assim, o CCS fornece uma ferramenta valiosa para não-neurogênica e avaliações de NLUTD no modelo de roedor, em que o pathomechanisms pode mudar durante o seguimento de curto ou médio prazo. Além disso, este método inclui uma análise de artefato-reduzida cystometric usando uma retenção para realizar medições de bexiga em ratos acordados.
Neste trabalho, descrevemos a abordagem cirúrgica para implante permanentemente um cateter da bexiga e do esfíncter uretral externo eletrodos, juntamente com medidas de cystometric em ratos acordados.

<table><tbody><tr><td>Tubo de polietileno PE 50</td><td>Becton Dickinson</td><td>427411</td><td>Cateter</td></tr><tr><td>Prolene 6-0 (BV-1, 9,3 mm, 3/8c)</td><td>Ethicon</td><td>EH7403H</td><td>Sutura</td></tr><tr><td>Fio de aço revestido de teflon</td><td>Fio Cooner</td><td>AS631</td><td>Material do eletrodo</td></tr><tr><td>Fio de prata 0,250 mm</td><td>World Precision Instruments</td><td>AGW1030</td><td>Material do eletrodo</td></tr><tr><td>Rotilabo - Tubo de PVC</td><td>Carl Roth</td><td>97241</td><td>Chicote</td></tr><tr><td>Vicryl rapide 4-0 (P-3, 13 mm, 3/8c)</td><td>Ethicon</td><td>V4940H</td><td>Sutura</td></tr><tr><td>Conexão Rápida Chicote</td> de fios único <td>SAI Infusion Technologies</td><td>QCH-23CW</td><td>Chili</td></tr><tr><td></td><td></td><td>Tec 17894</td><td>Solda</td>de</tr><tr><td>eletrodo Fio de solda Pb60 Sn40</td><td>Stannol</td><td>LD0029</td><td>Fluxo de solda</td>de</tr><tr><td>eletrodo agente 157</td><td>Castolin Eutectin</td><td>157 0150</td><td>Solda de eletrodo</td></tr><tr><td>Conn Cabeçalho não envolto HDR 3 POS, 2,54 mm Solda ST Thru-Hole Box</td><td>Preci-dip</td><td>801-87-050-10-001101</td><td>Solda de eletrodo</td></tr><tr><td>Conn Socket Strip SKT 50 POS 2,54 mm, Solda ST Thru-Hole Box</td><td>Preci-dip</td><td>890-18-003-10-001101</td><td>Solda de eletrodo</td></tr><tr><td>Pacote de Cistometria de Rato (contém bomba, balança, transdutor de pressão, hardware para análise cistométrica)</td><td>Catamount Research and Development Inc.</td><td>CAT-CYT-R</td><td></td></tr><tr><td>Amplificador diferencial com headstage ativo</td><td>Instrumentos AD</td><td>DP-311</td><td>Amplificador EMG</td></tr><tr><td>Limitador Tamanho médio para ratos 200-300 g</td><td>emka Technologies</td><td>HLD-RM</td><td></td></tr><tr><td>Uro Dyn Software</td><td>Z&uuml; rico em</td> ratos fêmeas <td>baseados em MTA</td>da Universidade <td></td></tr><tr><td>(Strain Lewis) 12 semanas de idade</td><td>Charles River, Sulzfeld, Alemanha</td><td></td><td>animais</td></tr></tbody></table>

medições de esfíncter uretral cystometric e externo em ratos acordados com cateter implantado e eletrodos permitindo medições repetidas

Cystometric and External Urethral Sphincter Measurements in Awake Rats with Implanted Catheter and Electrodes Allowing for Repeated Measurements

Função do trato urinário inferior é avaliada principalmente por meio da análise de função da bexiga cystometric em roedores. Cystometries convencionais geralmente são executadas como terminal análise sob anestesia de uretano. É sabido que drogas anestésicas podem influenciar a função da bexiga. Portanto, o objetivo desta técnica é realizar medições de cystometric da bexiga e do esfíncter uretral externo em ratos acordados levemente comedidos. Para este fim, um cateter na bexiga é implantado para a cúpula da bexiga. Posteriormente, dois eletrodos são implantados bilateral para o esfíncter uretral externo e um eléctrodo de terra é suturado para um músculo esquelético não-responsivos. O cateter da bexiga e os três eletrodos são finalmente um túnel subcutâneo para a região do pescoço e apostos em um chicote de fios. Com esta técnica, o trato urinário inferior pode ser medido em vários pontos de tempo no mesmo animal para avaliar a função do trato urinário inferior. A principal aplicação desta técnica é o seguimento de simultânea da bexiga urinária e a função do esfíncter uretral externo em ratos saudáveis acordados e após a indução de uma doença ou lesão. Além disso, o posterior acompanhamento de trato urinário inferior pode ser realizada durante a avaliação da doença/lesão e para monitorar a eficácia do tratamento.

Um esquema mostrando o processo de cystometric acordado medições é apresentado na Figura 1 e a anatomia interna para implantação do cateter da bexiga é mostrada na Figura 2. Cirurgia leva aproximadamente 2 h. analgesia pós-operatória de antibióticos, conforme descrito no protocolo, dor e infecções durante cinco dias após a cirurgia. Não há sinais de dor foram notados posteriormente. Duas vezes por dia inspeção cuidadosa do abdôme...

Este protocolo descreve primeiramente o procedimento cirúrgico da implantação permanente de um cateter de bexiga urinária combinado com eletrodos de esfíncter uretral externo e segundo, a medição da função da bexiga urinária e externo uretral sphincter em animais acordados implantados.

Medições de esfíncter uretral Cystometric e externo em ratos acordados com cateter implantado e eletrodos permitindo medições repetidas

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually ...

O objetivo geral desta intervenção cirúrgica é observar a função da bexiga urinária em ratos conscientes durante uma medição cistométrica. Este método pode ajudar a responder a questões-chave no campo da urologia funcional, como alterações na função da bexiga urinária devido a uma doença ou lesão progressiva. A principal vantagem dessa técnica é que ela permite registros cistométricos repetitivos em ratos alertas.Depois de anestesiar o animal para a cirurgia, raspe seu abdômen, incluindo a região genital e a região das costas ao nível das escápulas. Em seguida, desinfetar as regiões abdominal e pescoço e as patas dianteiras e traseiras com solução de etanol a 70% e iodopovidona. Comece a cirurgia com uma laparotomia de linha média baixa ao nível da terceira e quarta tetina usando um bisturi.Faça a incisão de 2 a 2,5 centímetros de comprimento e, em seguida, use uma tesoura cirúrgica para cortar os músculos abdominais. Em seguida, exponha a bexiga dissecando ao longo da parede abdominal na direção craniocaudal. Em seguida, prenda a bexiga usando a parte de trás de uma pinça.Agora, coloque uma sutura de cordão de bolsa ao redor da cúpula da bexiga usando uma sutura de monofilamento n

cystometric-external-urethral-sphincter-measurements-awake-rats-with

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Cistometria é uma técnica eficiente para medir a função da bexiga em animais de pequeno...

O Uso de cistometria em pequenos roedores: Um Estudo de Chemosensation Bexiga

Estádios cirúrgicos de aumento da bexiga são descritos utilizando 3-D andaimes em modelos murinos e de rato. Para testar a eficácia de configurações de biomateriais para utilização no aumento da bexiga, as técnicas para cistometria tanto acordado e anestesiados são apresentados.

Avaliação de Biomateriais para ampliação vesical utilizando análises cistométricos Em modelos de roedores Vários

Este estudo descreve os procedimentos cirúrgicos e técnicas experimentais para realizar cistometria acordada em um mouse que se move livremente. Além disso, fornece evidências experimentais para apoiar sua otimização e padronização.

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Gravação de pressão Intracavernosal (ICP) é um método importante para avaliar a função erétil de animais experimentais. Aqui, um protocolo detalhado é demonstrado para o procedimento de gravação do ICP catheterizing o pênis crura e então eletricamente estimulando os nervos cavernosos em ratos.

Gravação de Intracavernosal pressão para avaliar a função erétil em roedores

Este estudo descreve um procedimento cirúrgico simplificado e técnica para a realização de estimulação do nervo cavernoso com o isolamento do nervo-eletrodo complexas usando cola de silicone e medição de pressão intracavernous.

Estimulação do nervo cavernoso e gravação de pressão Intracavernous em um rato

Este protocolo descreve o procedimento para medir as concentrações de ATP no lúmen da bexiga em um roedor anestesiado.

In vivo Medição Luminal da Liberação de ATP Urotelial Evocado por Distensão em Roedores

Este protocolo fornece um guia para impermeabilizar a pele com cianoacrilato para evitar a absorção de urina pelo e pela pele. Inclui instruções para aplicar a cola na pele, implantar um cateter vesical e eletrodos para cistometria e registros de eletromiografia do esfíncter uretral externo em camundongos acordados.

Otimizando técnicas urodinâmicas de camundongos para maior precisão 

Medidas repetidas de fisiologia respiratória dos roedores e amostragem de células inflamatórias nas vias aéreas são desejáveis, mas geralmente não é viável. Aqui nós descrevemos um método repetitivo para entubar camundongos por via oral, que permite medições repetidas de hiper-reatividade das vias aéreas e amostragem de células inflamatória das vias aéreas.

A reversível, método não-invasivo para medições de Resistência das Vias Aéreas e Amostragem Líquido da Lavagem Broncoalveolar em Ratos

Apresentamos um método para o uso de espectrometria de massa MALDI e química metilação redutiva para quantificar as mudanças na metilação da lisina.

Aplicação de Medidas para MassSQUIRM quantitativa da actividade demetilase Lisina

Descrevemos o isolamento de miócitos atriais humanos, que podem ser utilizados para a intracelular de...

Isolamento de miócitos atriais humanos para Medições Simultâneas de Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; Transitórios e correntes de membrana

Aprenda a implantar cateter vesical e eletrodos do esfíncter uretral externo em ratos acordados para medições cistométricas repetidas. Este método permite avaliar a função vesical em urologia funcional.

Medições de esfíncter uretral Cystometric e externo em ratos acordados com cateter implantado e eletrodos permitindo medições repetidas (Vídeo) | JoVE Journal

Medições de esfíncter uretral Cystometric e externo em ratos acordados com cateter implantado e eletrodos permitindo medições repetidas

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