Name: Medição de temperatura de corpo do mouse usando o termômetro infravermelho durante passiva anafilaxia sistêmica e avaliação de alergia alimentar (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-14T14:45:00.000+00:00
Duration: 4 min 34 s
Description: Aprenda a medir a temperatura corporal de camundongos usando termômetro infravermelho durante anafilaxia passiva sistêmica e alergia alimentar. Este método não invasivo reduz o estresse animal e elimina a necessidade de anestesia.

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Pesquisa no Kawakami lab foi apoiada pelo NIH concede: R01 AR064418-01A1, R01 HL124283-01, R21 AI 115534-01 e R41AI124734-01.

Todos os experimentos com animais foram aprovados pelo cuidado Animal e Comissão de utilização do Instituto de La Jolla para alergia e Imunologia.
1. medição de temperatura de corpo Mouse durante Anesthetization
<ol><li>Coloque o mouse em uma caixa de indução de anestesia. ANESTHETIZE usando fluxo de 1 L/min de oxigênio com 5% de isoflurano. Nota: Anesthetization é confirmada quando o mouse deixa o movimento voluntário e tem estado parado por mais de 30 s. Alternativamente, frequência respiratória de monitor, e uma vez que os ratos estão respirando em 1 respiração por cada 2 s ou mais, anesthetization é confirmada.</li>
	<li>Segure o mouse pela nuca do pescoço com um dedo indicador e polegar e segurar a cauda com um dedo mindinho para expor a parte inferior do abdome.</li>
	<li>Coloque o sensor do termômetro infravermelho abaixo do abdômen inferior, mantendo o mouse com o seu corpo paralelo ao chão. Nota: A superfície plana externa do termômetro (não a superfície do sensor) deve ser aproximadamente de 2 a 5 mm afastada da superfície do abdômen. Este replicar resultados das temperaturas medidos enquanto ratos não são anestesiados (descrito na secção 2). É importante determinar o local de destino do abdômen. Com o objetivo entre dois bocais superiores permite resultados consistentes.</li>
	<li>Segure o gatilho para medir a temperatura. Assegure a exploração estável do mouse e termômetro.</li>
</ol>2. medição de temperatura de corpo Mouse sem anestesia
<ol><li>Pega o mouse no meio da cauda.</li>
	<li>
Expor o abdômen do mouse.
	<ol>
<li>Permitir que o mouse se agarrar a uma superfície de borda reta, tais como o lábio de uma gaiola aberta ou gaiola-top com suas dianteiras. Nota: Isto permite que o mouse esticar seu corpo superior e expor o abdome.</li>
		<li>Alternativamente, permitir que o mouse segurar a borda reta superior do termómetro e fez com que o rato sente-se sobre a superfície plana exterior do termómetro com seu abdômen apenas sobre o sensor infravermelho. Nota: Qualquer tempo que as patas traseiras estão descansando sobre a superfície do termómetro, certifique-se que os pés não estão obstruindo o sensor da superfície abdominal. Termômetros com obstrução de pé vão medir uma temperatura menor do que no abdômen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Segure o gatilho para medir a temperatura. Nota: Os ratos tendem a mover-se; Cuide-se em medir o mesmo local do corpo consistentemente por medições de temperatura quando os ratos são relativamente menos móveis.</li>
</ol>3. passivo anafilaxia sistêmica7
<ol><li>
Dia 0: Sensibilizar com imunoglobulina E (IgE).
	<ol>
<li>Prepare-se 200 µ l (por rato) de IgE anti-dinitrophenyl (DNP) na concentração de 100 µ g/mL de PBS.</li>
		<li>Intraperitonealmente injetar 200 µ l de IgE anti-dinitrophenyl (DNP), preparado na etapa 3.1.1 ou PBS apenas (somente PBS é o controle negativo). Use uma agulha 26G para injeção. Realize as injeções apenas lateral à linha média, aproximadamente entre os dois mamilos mais inferiores.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Dia 1: Induzi anafilaxia com DNP-HSA.
	<ol>
<li>Prepare-se 100 µ l (por rato) de DNP-HSA em uma concentração de 10 mg/mL em 0,9% NaCl.</li>
		<li>Conforme descrito na etapa 1.1, anestesia os ratos.</li>
		<li>Medir a temperatura do corpo, usando a técnica descrita na etapa 1.</li>
		<li>Injete por via intravenosa 100 µ l de DNP-HSA preparado no passo 3.2.1. Use uma agulha 30G para injeção. Realize as injeções no seio venoso retroorbital. Introduza a agulha no lado medial do olho em um ângulo raso, visando atrás do olho.</li>
		<li>Após a injeção, coloque os ratinhos em gaiolas individuais. Certifique-se de que os ratos se recuperar da anestesia. Observe que eles despertam e se tornam voluntariamente móveis.</li>
		<li>Medir a temperatura do corpo com o termômetro infravermelho e observar sua atividade a cada 10min para 70 min.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Mouse modelo de alimentos alergia8,9
Nota: O diagrama esquemático é mostrado na Figura 2.
<ol><li>
Dia 0: Sensibilizar os ratos com OVA/alum.
	<ol>
<li>Prepare-se 100 µ l (por rato) de óvulos (0,5 mg/mL) e alúmen (10 mg/mL) em PBS. Vórtice na configuração baixa por 30 min.</li>
		<li>Conforme descrito na etapa 1.1, anestesia os ratos.</li>
		<li>Usando uma agulha 26G, intraperitonealmente injete cada rato com 100 µ l da mistura preparada na etapa 4.1.1 OVA/alum. Nota: Vortex novamente, a mistura de OVA/alum brevemente antes de cada injecção, para melhor garantir uma mistura homogeneizada. Consulte a etapa 3.1.3 para obter detalhes sobre o local da injeção.</li>
		<li>Após a injeção, coloca ratos em jaulas originais. Certifique-se de que os ratos se recuperar da anestesia. Observe que eles despertam e se tornam voluntariamente móveis.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Dia 14: Realize uma segunda sensibilização com OVA/alum.
	<ol>
<li>Repita as etapas 4.1.1, 4.1.2 e 4.1.3.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Dias 28-46: desafiar os ratos com óvulos todos os dias.
	<ol>
<li>Prepare-se 100 µ l (por rato) de óvulos em uma concentração de 250 mg/mL em PBS. Nota: A mistura deve ser feita pelo agite-o suavemente para frente e para trás com a mão, em vez de com um vortex para minimizar a formação de bolhas.<ol>
<li>Se usando inibidores de alergia alimentar, prepare os inibidores9. Prepare-se 100 µ l (por rato) de inibidor em uma concentração de 1 mg/mL em PBS. Isto permite uma entrega de 100 µ g de inibidor para cada rato. Nota: Não exceda 100 µ l de inibidor por rato, como os ratos só são capazes de lidar com 200 µ l de volume total gavage durante o dia de um desafio. Como 100 µ l são necessários para o desafio de óvulos também, 100 µ l é o máximo recomendado volume para uso de inibidor.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Conforme descrito na etapa 1.1, anestesia os ratos.</li>
		<li>Oralmente, gavage cada mouse com 100 µ l da solução de óvulos (25 mg de óvulos em 100 µ l de PBS gavaged por rato) que foi preparado no passo 4.3.1.<ol>
<li>Se usando inibidores, utilizam as mesmas técnicas descritas nas etapas a seguir para a gavagem de inibidor (ou controle de PBS) preparado na etapa 4.3.1.1 30 minutos antes do desafio de óvulos. Depois de 30 min, passar para a próxima etapa.</li>
			<li>Use uma agulha de gavagem com uma seringa de 1 mL. Ocupam-se 100 µ l de óvulos para a seringa.</li>
			<li>Insira a agulha na boca; em seguida, apontando a agulha para o lado esquerdo ou direito da garganta, deslize suavemente a agulha através do esôfago. Injete 100 µ l de óvulos. Nota: Para assegurar que a agulha não é na traqueia, observe ativo de respiração antes de injetar os óvulos. A inserção da agulha também ser resistida cedo se tenha formulado a traqueia ao invés do esôfago.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Coloque os ratinhos em gaiolas individuais. Para fácil observação da qualidade do tamborete, use gaiolas sem fundamento.</li>
		<li>Garantir a recuperação da anestesia. Observe que os ratos despertam e tornar-se voluntariamente móveis.</li>
		<li>Medir a temperatura do corpo dos ratos em momentos de 10, 20, 40 e 60 min usando a técnica descrita na secção 2.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Finkelman, F. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaphylaxis%3A+lessons+from+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Allergy+and+Clinical+Immunology%22%5BJournal%5D)">Anaphylaxis: lessons from mouse models.</a> The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 120 (3), Quiz 516-507 506-515 (2007).</li>
<li>Lee, J. K., Vadas, P. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21668816">Anaphylaxis: mechanisms and management.</a> Clinical and Experimental Allergy: Journal of the British Society for Allergy and Clinical Immunology. 41 (7), 923-938 (2011).</li>
<li>Newsom, D. M., Bolgos, G. L., Colby, L., Nemzek, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+body+surface+temperature+measurement+and+conventional+methods+for+measuring+temperature+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Comparison of body surface temperature measurement and conventional methods for measuring temperature in the mouse.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 43 (5), 13-18 (2004).</li>
<li>Wong, J. P., Saravolac, E. G., Clement, J. G., Nagata, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+murine+hypothermia+model+for+study+of+respiratory+tract+influenza+virus+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Development of a murine hypothermia model for study of respiratory tract influenza virus infection.</a> Laboratory Animal Science. 47 (2), 143-147 (1997).</li>
<li>Quimby, J. M., Olea-Popelka, F., Lappin, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+digital+rectal+and+microchip+transponder+thermometry+in+cats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Comparison of digital rectal and microchip transponder thermometry in cats.</a> Journal of American Association for Laboratory Animal Science. 48 (4), 402-404 (2009).</li>
<li>Mei, J., Riedel, N., Grittner, U., Endres, M., Banneke, S., Emmrich, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Body+temperature+measurement+in+mice+during+acute+illness%3A+implantable+temperature+transponder+versus+surface+infrared+thermometry%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Body temperature measurement in mice during acute illness: implantable temperature transponder versus surface infrared thermometry.</a> Scientific Reports. 8 (1), 3526(2018).</li>
<li>Doyle, E., Trosien, J., Metz, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protocols+for+the+induction+and+evaluation+of+systemic+anaphylaxis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Protocols for the induction and evaluation of systemic anaphylaxis in mice.</a> Methods in Molecular Biology. 1032, 133-138 (2013).</li>
<li>Brandt, E. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mast+cells+are+required+for+experimental+oral+allergen-induced+diarrhea%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Investigations%22%5BJournal%5D)">Mast cells are required for experimental oral allergen-induced diarrhea.</a> The Journal of Clinical Investigations. 112 (11), 1666-1677 (2003).</li>
<li>Ando, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histamine-releasing+factor+enhances+food+allergy%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Investigations%22%5BJournal%5D)">Histamine-releasing factor enhances food allergy.</a> The Journal of Clinical Investigations. 127 (12), 4541-4553 (2017).</li>
<li>Brandt, E. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+IL-4%2FIL-13+signaling+to+alleviate+oral+allergen-induced+diarrhea%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Allergy+and+Clinical+Immunology%22%5BJournal%5D)">Targeting IL-4/IL-13 signaling to alleviate oral allergen-induced diarrhea.</a> The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 123 (1), 53-58 (2009).</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

O protocolo descrito foi criado com o objetivo de medir a temperatura do corpo sem o uso de anestesia. Apesar de sua relativa facilidade com que temperatura leituras podem ser obtidas, existem várias advertências que acomodar esta técnica, além dos efeitos mais óbvios como lidar com stress e temperaturas ambientes diferentes.
Primeiro, a fim de manter as leituras de temperatura consistente durante todo o experimento, o local onde a temperatura está sendo medida deve ser predeterminado usando p...

Medição da temperatura corporal tem sido uma parte essencial de monitorar os efeitos dos sintomas de choque anafiláticas em animal modelos1,2. Diferenças de temperatura tem sido tradicionalmente medidas pelo termômetros retal em ratos3,4. Com estas medidas, investigadores confiantemente tem retratado as diferenças de temperatura entre variáveis; no entanto, esse método é um procedimento demorado e faz com que a aflição de ratos, que podem aumentar a temperatura do corpo. Sondagem retal também pode causar na mucosa rasgando e infecção3. Além disso, os ratos devem ser anestesiados para humanamente inserir a sonda rectal para medir a temperatura3. Este é um processo lento, e proíbe a medição das temperaturas sucessivas dentro de um curto período de tempo. Além disso, fenótipos de atividade de ratos não podem ser observados durante esse tempo, até que o anestésico é completamente desgastado, que é outro processo demorado. Mais recentemente, outros métodos confiáveis para medir a temperatura do corpo tem usado implantado subcutaneamente transmissor infravermelho passivo tags ou transmissores de rádio que incluem uma temperatura sensor3,5,6. Embora eles são aceitos como a prática ideal por alguns pesquisadores, esses métodos não são amplamente utilizados por causa de altos custos iniciais e angústia aos ratos, devido a implantação cirúrgica de um sensor de temperatura sob a pele ou outra parte do corpo.
Para demonstrar que uma diferença de temperatura é um reflexo preciso de sintomas em um modelo de doença1,2, ratos devem ser acordado durante a medição de temperatura e ser capaz de voltar à sua atividade normal fenotípica imediatamente antes e após a medição. Nesse sentido, buscamos um método pelo qual isto poderia ser alcançado.
Nosso objetivo era exatamente e barata medir a temperatura do corpo do mouse, sem a necessidade de anestesia e sem restrições à atividade, para permitir a observação dos fenótipos comportamentais durante e após o tempo de medição de temperatura. Para atingir este objetivo, era evidente que uma técnica menos invasiva do que a temperatura retal padrão sondas foi necessária. Termometros infravermelho têm sido utilizados há décadas na medicina clínica, especialmente em pediatria, para obter leituras precisas da temperatura. Tem sido um método alternativo que permitiu que os clínicos com rapidez e precisão obter medições de temperatura em bebês e crianças exigentes que são ativamente móveis. Estamos implementado essa mesma técnica em ratos e desenvolveu um método bem sucedido para obter temperaturas sem anestesia. Importante, mostramos que esse método é capaz de replicar os resultados de anafilaxia sistêmica passiva bem estabelecida em relação a mudanças de temperatura, enquanto também ser capaz de observar a atividade do mouse durante a medição. Além disso, nós usamos o mesmo método para avaliar a temperatura do corpo dos ratos alimento-alérgica, enquanto simultaneamente investiga outros sintomas, para demonstrar que a temperatura do corpo é de fato um reflexo preciso do nível de atividade e fenótipo geral da rato.

<table><tbody><tr><td>Termômetro infravermelho sem contato</td><td>SinoPie</td><td>DT-8861</td><td></td></tr><tr><td>Anti-dinitrofenil (DNP) IgE</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D8406-.2MG</td><td></td></tr><tr><td>Agulha PrecisionGlide 30 G</td><td>BD</td><td>305128</td><td></td></tr><tr><td>Agulha PrecisionGlide 26 G&nbsp;</td><td>Seringa BD</td><td>305111</td><td></td></tr><tr><td>1 mL</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Dinitrofenil - albumina sérica humana</td><td>Biosearch Technologies</td><td>D-5059-10</td><td></td></tr><tr><td>Ovalbumina de clara de ovo de galinha</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A5503-50G</td><td></td></tr><tr><td>Imject Alum</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>77161</td><td></td></tr><tr><td>Agulhas de alimentação animal, descartáveis</td><td>Fisher Scientific</td><td>208/01/87</td><td></td></tr></tbody></table>

medição de temperatura de corpo do mouse usando o termômetro infravermelho durante passiva anafilaxia sistêmica e avaliação de alergia alimentar

Mouse Body Temperature Measurement Using Infrared Thermometer During Passive Systemic Anaphylaxis and Food Allergy Evaluation

Medição de temperatura de corpo do mouse é de suma importância para a investigação de alergias e sintomas de choque anafiláticas. Sondas retais para leituras de temperatura é comum, e eles têm provados ser precisos e inestimável a este respeito. No entanto, este método de medição da temperatura requer os ratos a ser anestesiada para inserir a sonda sem prejuízo para o animal. Isso limita a capacidade de observar outros fenótipos do mouse simultaneamente. A fim de investigar outros fenótipos durante a medição de temperaturas, sondas retais não são ideais, e um outro método é desejado. Aqui, apresentamos um método não invasivo de medição de temperatura que incorra a exigência de anestesia do mouse, mantendo a confiabilidade igual a sondas retais em medir a temperatura do corpo. Nós usamos um termômetro infravermelho que detecta as temperaturas de superfície de corpo em intervalos entre 2 e 150 mm. Este método de medição de temperatura do corpo é bem sucedido em confiantemente, replicando as tendências de mudança de temperatura durante experimentos de anafilaxia sistema passivo em camundongos. Nós mostramos que as temperaturas de superfície do corpo são aproximadamente 2,0 ° C inferior a medições da sonda retal, mas o grau de queda de temperatura segue a mesma tendência. Além disso, podemos usar a mesma técnica para observar ratos em um modelo de alergia alimentar para avaliar os níveis de temperatura e atividade simultaneamente.

Anafilaxia sistêmica passiva: 10 semana para injeção iv, velhos camundongos BALB/c fêmeas foram anestesiados. Antes da injeção, medimos a temperatura do corpo (Video 1) conforme descrito na etapa 1. A Figura 1 mostra a tendência de temperatura de ambas as populações após injeção iv. O rato sensibilizados por IgE, mostrou uma queda de temperatura máxima de 3,0 ° C durante 20 min, enquanto o mouse de controle de PBS teve uma queda máxima de 1,1...

Aqui nós apresentamos um novo método para medir com precisão as diferenças de temperatura de corpo em anafilaxia sistêmica passiva (PSA) e modelos de rato de alergia alimentar usando um termômetro infravermelho. Este procedimento tem sido duplicado com precisão em resultados anteriores de PSA.

Medição de temperatura de corpo do mouse usando o termômetro infravermelho durante passiva anafilaxia sistêmica e avaliação de alergia alimentar

Mouse body temperature measurement is of paramount importance for investigating allergies and anaphylactic symptoms. Rectal probes for temperature ...

Essa metodologia ajuda a abordar questões-chave no campo da alergia e da imunologia, especificamente aquelas que se referem a fenótipos que podem estar associados a mudanças de temperatura corporal. As principais vantagens dessa técnica são que ela é barata, não invasiva e não requer anestesia. As implicações desta técnica permitem aos pesquisadores reduzir o estresse e a dor dos camundongos durante a medição da temperatura, eliminando os efeitos da anestesia e/ou visualizar fenótipos comportamentais.Para medir a temperatura do corpo do camundongo após a anestesia, confirme a sedação por taxa respiratória ou imobilidade e segure o rato pela nuca com um dedo indicador e polegar e a cauda com um dedo mindinho. Enquanto segura o mouse paralela à superfície do banco de laboratório, coloque um sensor de termômetro infravermelho abaixo do abdômen inferior com a superfície plana externa do termômetro de dois a cinco milímetros de distância da superfície do abdômen entre os dois mamilos superiores. Em seguida, pressione o gatilho do termômetro para medir a temperatura do animal, tomando o cuidado de manter o rato e o termômetro estável.Para medir a temperatura do corpo do rato sem anestésico, pegue o rato no meio da cauda e exponha o abdômen. Deixe o mouse segurar em uma superfície de borda reta com suas prevassões e segure o gatilho para medir a temperatura. Alternativamente, deixe o mouse segurar a borda superior reta do termômetro e fazer com que o mouse se sente na superfície plana externa do termômetro com seu abdômen logo acima do sensor infravermelho durante a medição da temperatura.Para uma sensibilização de anafilaxia sistêmica passiva use uma seringa de um mililitro equipada com uma agulha de calibre 26 para injetar 200 microliters de anti-Dinitrophenol recém-preparado, ou DNP, IgE em PBS, no peritônio de cada animal receptor apenas lateral para a linha média entre os mamilos mais inferiores e o segundo mais inferiores. 24 horas após a injeção, meça a temperatura corporal de cada animal receptor como demonstrado, e carregue uma seringa de um mililitro equipada com uma agulha de calibre 30 com 100 microliters de albumina de soro humano DNP recém-preparada. Para induzir a anafilaxia sistêmica passiva, insira a agulha no lado medial do olho em um ângulo raso visando atrás do olho, e injete todo o volume da solução intravenosamente no seio venoso retro-orbital.Em seguida, coloque o mouse sozinho em uma gaiola de recuperação com monitoramento até a recumbência total, e meça a temperatura e a atividade do corpo a cada 10 minutos durante 70 minutos. Camundongos sensibilizados pelo IgE demonstram uma queda de temperatura máxima de três graus Celsius em 20 minutos, enquanto os camundongos de controle pbs exibem uma queda máxima de 1,1 graus Celsius no mesmo período de tempo após o desafio. Observações comportamentais também podem ser realizadas em animais não anestesiados para avaliar a relação entre as quedas de temperatura observadas e a atividade do camundongo.Neste desafio representativo de alergia alimentar ao camundongo, o grupo controle da PBS demonstrou uma queda significativa de temperatura 10 minutos após o desafio em comparação com o grupo tratado inibidor de 2CA. A avaliação dos escores de atividade e quedas de temperatura desse desafio de alergia alimentar revelou uma correlação estatisticamente significativa entre os dois conjuntos de dados. Após este procedimento, outros experimentos envolvendo medidas de temperatura corporal do rato podem ser realizados para responder a perguntas adicionais sobre fenótipos comportamentais que estão associados à mudança de temperatura corporal.

mouse-body-temperature-measurement-using-infrared-thermometer-during

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

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Medidas repetidas de fisiologia respiratória dos roedores e amostragem de células inflamatórias nas vias aéreas são desejáveis, mas geralmente não é viável. Aqui nós descrevemos um método repetitivo para entubar camundongos por via oral, que permite medições repetidas de hiper-reatividade das vias aéreas e amostragem de células inflamatória das vias aéreas.

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Modelos de ratos experimentais de asma alérgica oferecer novas possibilidades para o estudo da patogênese da doença eo desenvolvimento de novas terapêuticas. Estes modelos são bem adequados para factores de medição que regulam a resposta imune alérgica, inflamação das vias aéreas, e fisiopatologia pulmonar.

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Este vídeo demonstra um protocolo para detectar imunoglobulina E específica do soro usando um sistema de quimioluminescência baseado em cartucho microfluídico. As IgE séricas interagem com alérgenos distintos imobilizados na zona de reação do cartucho, que são posteriormente detectados com anticorpos anti-IgE conjugados com peroxidase e um substrato quimioluminescente, permitindo a detecção simultânea de múltiplas IgEs específicas para alérgenos.

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As medições eletrônicas de von Frey são uma alternativa eficaz e aprimorada aos filamentos de von Frey clássicos, pois permitem a medição rápida e precisa das mudanças nos limiares de retirada mecânica de roedores para estímulos de pressão aplicados continuamente antes e depois de um evento inflamatório.

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As reações alérgicas, caracterizada pela ativação de mastócitos e basófilos, são movidos pela ligação cruzada de IgE e liberação de mediadores pró-inflamatórios. A avaliação quantitativa da resposta alérgica pode ser conseguido através de corante azul de Evans para monitorar alterações na permeabilidade vascular após o desafio alérgeno.

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Descrito, é a preparação de nanopartículas lipossomas antigênicas e seu uso em estimulando células B ativação in vitro e em vivo. Respostas consistentes e robustas anticorpo levaram ao desenvolvimento de um novo modelo de alergia ao amendoim. O protocolo para a geração de lipossomas antigênicos pode ser estendido para antígenos diferentes e modelos de imunização.

Antigênicos lipossomas para a geração de anticorpos específicos de doença

Este trabalho apresenta um protocolo para a detecção de imunoglobulina soro específico E com um sistema de cartucho-baseado da quimioluminescência microfluídicos e a avaliação de sua utilidade no diagnóstico de alergia.

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O teste de ativação basófila é um teste complementar de diagnóstico in vitro para a avaliação de reações alérgicas mediadas por IgE com base na detecção de ativação basofílica na presença de um estímulo específico através da medida de marcadores de ativação por citometria de fluxo.

Teste de ativação basófila para diagnóstico de alergia

Camundongos e ratos são implantados cirurgicamente com transponders de temperatura remotos e, em seguida, habituados ao ambiente de teste e procedimento. As mudanças na temperatura muscular são medidas em resposta a estímulos farmacológicos ou contextuais na gaiola doméstica ou durante a atividade física prescrita (ou seja, caminhada em esteira a uma velocidade constante).

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Aqui, apresentamos um protocolo para medir a atividade do tecido adiposo marrom após uma refeição em humanos e animais de laboratório.

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Aprenda a medir a temperatura corporal de camundongos usando termômetro infravermelho durante anafilaxia passiva sistêmica e alergia alimentar. Este método não invasivo reduz o estresse animal e elimina a necessidade de anestesia.

Medição de temperatura de corpo do mouse usando o termômetro infravermelho durante passiva anafilaxia sistêmica e avaliação de alergia alimentar (Vídeo) | JoVE Journal

Medição de temperatura de corpo do mouse usando o termômetro infravermelho durante passiva anafilaxia sistêmica e avaliação de alergia alimentar

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