Name: Avaliação não-invasiva da função de músculos levantadores em ratos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-01-17T13:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 31 s
Description: Aprenda a avaliar a função contrátil dos músculos dorsiflexores em ratos usando um método não invasivo in vivo. Esta técnica permite medições repetidas para acompanhar a progressão de doenças neuromusculares.

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Financiamento deste projeto foi da escola do exercício e Ciências da nutrição, Universidade de Deakin. Os autores gostaria de agradecer o Sr. Andrew Howarth pelo seu trabalho na otimização do dispositivo de eletrodos.

Todos os procedimentos experimentais foram aprovados pelo Comitê de ética do Animal de Universidade Deakin (projeto #G19/2014).
1. equipamento instalação
<ol><li>Certifique-se de que todas as máquinas estão correctamente ligadas.</li>
	<li>Ligue o computador, o estimulador de bi-fase de alta potência e sistema de alavanca de modo duplo.</li>
	<li>Configure o grampo de joelho de rato na plataforma, bem como o estribo do mouse sobre o transdutor.</li>
	<li>Ligue a aquecimento plataforma 37 ° c.</li>
	<li>Abra o software de controle de músculo dinâmico na área de trabalho. Nota: Este é o software necessário para executar testes funcionais.</li>
</ol>2. software e configuração de modelo
<ol><li>Uma vez que o programa é aberto (Figura 1), calibrar o transdutor e selecione Setup | Meus instrumentos | Calibrar o.</li>
	<li>No botão "Configuração", selecione InstantStim e altere os parâmetros de "Tempo de execução" para 120 s (figura 1A). Nota: Voltagem ideal também pode ser conseguida a realizar contrações musculares único, Configurando manualmente ou começando a InstantStim tantas vezes quanto necessário.</li>
	<li>Na janela tipo-capaz, rotulada "Autosave Base" para introduzir o nome do auto salve local do arquivo (por exemplo,, mouse1-data-timepoint1). Clique a caixa de seleção à esquerda da janela "Autosave Base" e mude para Habilitar o Autosave.</li>
	<li>Na parte superior do controle DMC tela ir Sequencer, que abrirá uma nova janela pop-up. Selecione a Sequência aberta e selecione o protocolo do premade para ser usado (figura 1B). Clique sequência de carga | Fechar janela. Nota: Esta etapa é usada para gerar um teste de frequência-curva (FFC) força (1, 10, 20, 30, 40, 50, 60, 80, 100, 150, 200, 250 Hz).</li>
	<li>Coloque o botão de "Intervalo" de 10 mA sobre o estimulador de bi-fase. Nota: Verifique se o botão "Ajustar" (lado inferior) está no zero. Este ajuste fino permite a configuração dos eletrodos.</li>
</ol>3. Mouse Setup
Nota: Todas as medições de força foram realizadas em camundongos machos do selvagem-tipo (C57BI/6) em 12 semanas de idade.
<ol><li>Coloque cada rato na câmara de anestesia, com uma taxa de fluxo de oxigênio de 1 L/min com 5% de isoflurano (através da inalação do cone de nariz) até o mouse perde a consciência. Confirme a anestesia adequada através de perda do reflexo pé.</li>
	<li>Remova todo o cabelo na perna direita do mouse pelo corte com cortador de cabelo elétrico.</li>
	<li>Coloque o animal em posição supina na plataforma aquecida e limpa a perna direita (ambos os lados podem ser usados) com 70% de álcool e iodo. Neste ponto, ajustar o isoflurano a 2% (com fluxo de oxigênio a 1 L/min) e aplique o gel condutor para a pele onde serão colocados os eléctrodos. Nota: Use uma sonda de temperatura retal para monitorar a temperatura do corpo durante o procedimento e aplicar a pomada para evitar qualquer ressecamento e/ou danos aos olhos.</li>
	<li>Coloque o pé sobre o estribo e anexar usando fita adesiva médica. Fixe o joelho para estabilizar e imobilizar a perna durante o procedimento. Nota: Alguns estudos têm descrito usando um pino muito fino, inserido através da tíbia proximal (posterior aos músculos dorsiflexors)12 para proporcionar estabilização. Este protocolo opta por uma pinça, pois isso fornece suficiente estabilização sem compressão e danos desnecessários para o joelho. A pinça também evita potencial inflamação que pode criar um pino trans-ósseo, permitindo ainda a avaliação precisa da contratilidade muscular. Além disso, o grampo de joelho do mouse tem sido usado com sucesso14.</li>
	<li>Neste ponto, use os botões na plataforma para posicionar o membro posterior do mouse para que haja um ângulo de 90° na altura da tornozelo (Figura 2).</li>
</ol>4. otimização da posição de eletrodos
<ol><li>Uma vez que o mouse é colocado sobre a plataforma, posicione os eletrodos sob a pele (subcutânea) na perna direita. Nota: Este é um passo crucial, e alguns reposicionamento pode ser necessária para obter a posição desejada durante a instalação no passo 4.4.</li>
	<li>Colocar os eletrodos no lado lateral da perna direita; Coloque um perto da cabeça da fíbula e o outro eletrodo mais distalmente no lado lateral da perna (Figura 2). Nota: Um sistema de eletrodo sob medida é projetado para otimizar esta etapa. No entanto, este teste pode ser efectuado com agulhas de eletrodo fornecidas pelo fabricante neste sistema.</li>
	<li>Uma vez que estas etapas são alcançadas, sobre o estimulador de bi-fase de alta potência ajuste o botão rotulado "Ajustar" conforme necessário para obter uma estimulação do nervo fibular, o que resulta em dorsiflexão máxima binário. Nota: Para ratos adultos do selvagem-tipo, este intervalo é inferior a 2 milhões de anos; no entanto, isto pode ser dependente do tamanho, idade e sexo do animal. A produção de força (picos de curvas) deve ser aumentada lentamente até atingir a força máxima.</li>
	<li>Durante a estimulação, rode o transdutor para produzir valores negativos (Figura 3), que são importantes para garantir que os eléctrodos estão estimulando apenas os músculos levantadores pelo nervo fibular. Uma vez que esta etapa é alcançada, estabilize os eletrodos, usando uma pinça, impedindo qualquer movimento durante o procedimento. Nota: Os picos lentamente vão aumentar em magnitude, e a amperagem máxima é determinada como o nível em que três ou mais consecutivas estimulações resultam em contratilidade idêntica. Resistir, transformando a amperagem maior do que o necessário; a amperagem máxima irá estimular os vizinhos e, potencialmente, antagonista os músculos, causando contração, que pode gerar picos de valores positivos.</li>
	<li>Pare o Stim instantânea no software.</li>
	<li>Na tela principal, ative o botão rotulado como "Sequência de começar" para iniciar a sequência de instalação anterior (conforme descrito na etapa 2.4).</li>
</ol>5. terminando o procedimento
<ol><li>Uma vez que as medições de força estão acabadas, remova os eletrodos, solte o grampo de joelho e remova a fita de pé.</li>
	<li>Desligue o isoflurano e manter a entrega de oxigênio por alguns minutos, auxiliando a recuperação do animal. Uma vez que o rato começa a se mover e/ou recupera a consciência e auto pode direito, retorne o mouse para sua gaiola. Nota: Uma drogas anti-inflamatórias não esteroides (AINE) podem ser injectada por via subcutânea (meloxicam de 1 mg/kg) para evitar qualquer desconforto ou dor após o procedimento.</li>
</ol>6. análise de dados
<ol><li>Abra o software de análise de dados.</li>
	<li>Ir ao Alto Throughput (superior esquerdo na tela). Selecione Frequência força para analisar o acima descrito sequência de instalação.</li>
	<li>Selecione Manual e altere o valor de "Cursor End" para 3. Também selecione Remover linha de base.</li>
	<li>Clique em Escolher arquivos para acessar o procedimento anteriormente realizado e em seguida, clique em analisar. Neste ponto o resultado pode ser acessado no ecrã ou exportado para uma planilha para análise adicional e/ou cálculos. Nota: Os dados foram medidos em mN; no entanto, o torque pode ser calculado multiplicando o valor da força pelo comprimento do braço de alavanca (força absoluta). Se normalização é necessária (força específica), binário pode ser normalizado ao peso corporal, ou experiências terminais podem ser realizadas para coletar a massa muscular, da idade de correspondência.</li>
</ol>

<ol><li>Frontera, W. R., Ochala, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+muscle%3A+a+brief+review+of+structure+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22Calcified+Tissue+International%22%5BJournal%5D)">Skeletal muscle: a brief review of structure and function.</a> Calcified Tissue International. 96 (3), 183-195 (2015).</li>
<li>Gerlinger-Romero, F., Guimaraes-Ferreira, L., Yonamine, C. Y., Salgueiro, R. B., Nunes, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+beta-hydroxy-beta-methylbutyrate+%28HMB%29+on+the+expression+of+ubiquitin+ligases%2C+protein+synthesis+pathways+and+contractile+function+in+extensor+digitorum+longus+%28EDL%29+of+fed+and+fasting+rats%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Effects of beta-hydroxy-beta-methylbutyrate (HMB) on the expression of ubiquitin ligases, protein synthesis pathways and contractile function in extensor digitorum longus (EDL) of fed and fasting rats.</a> The Journal of Physiological Sciences. 68 (2), 165-174 (2018).</li>
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<li>Lovering, R. M., Roche, J. A., Goodall, M. H., Clark, B. B., McMillan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+in+vivo+rodent+model+of+contraction-induced+injury+and+non-invasive+monitoring+of+recovery%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">An in vivo rodent model of contraction-induced injury and non-invasive monitoring of recovery.</a> Journal of Visualized Experiments. (51), e50036(2011).</li>
<li>Corona, B. T., Ward, C. L., Baker, H. B., Walters, T. J., Christ, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implantation+of+in+vitro+tissue+engineered+muscle+repair+constructs+and+bladder+acellular+matrices+partially+restore+in+vivo+skeletal+muscle+function+in+a+rat+model+of+volumetric+muscle+loss+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Part+A%22%5BJournal%5D)">Implantation of in vitro tissue engineered muscle repair constructs and bladder acellular matrices partially restore in vivo skeletal muscle function in a rat model of volumetric muscle loss injury.</a> Tissue Engineering Part A. 20 (3-4), 705-715 (2014).</li>
<li>Collins, B. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deletion+of+estrogen+receptor+alpha+in+skeletal+muscle+results+in+impaired+contractility+in+female+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Deletion of estrogen receptor alpha in skeletal muscle results in impaired contractility in female mice.</a> Journal of Applied Physiology (1985). 124 (4), 980-992 (2018).</li>
<li>Lynch, G. S., Hinkle, R. T., Chamberlain, J. S., Brooks, S. V., Faulkner, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Force+and+power+output+of+fast+and+slow+skeletal+muscles+from+mdx+mice+6-28+months+old%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Force and power output of fast and slow skeletal muscles from mdx mice 6-28 months old.</a> The Journal of Physiology. 535 (Pt 2), 591-600 (2001).</li>
<li>Vitzel, K. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+Vivo+Electrical+Stimulation+for+the+Assessment+of+Skeletal+Muscle+Contractile+Function+in+Murine+Models%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">In Vivo Electrical Stimulation for the Assessment of Skeletal Muscle Contractile Function in Murine Models.</a> Methods in Molecular Biology. 1735, 381-395 (2018).</li>
<li>Jackman, R. W., Kandarian, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+molecular+basis+of+skeletal+muscle+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+Cell+Physiology%22%5BJournal%5D)">The molecular basis of skeletal muscle atrophy.</a> American Journal of Physiology Cell Physiology. 287 (4), C834-C843 (2004).</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Medição da função contrátil de muscular máximo de forma exata e reproduzível é fundamental para a avaliação progressiva da genética, metabólica e muscular condições17. Da mesma forma, função contrátil muscular in vivo permite a avaliação de novos tratamentos e terapêuticas para debilitante condições músculo. Aqui Demonstramos a medição da produção de força dos músculos levantadores do membro inferior posterior de rato através de um procedimento em que vivo.
Aparelhos comerciais são eficientes e úteis para executar este procedimento não-invasivo. Este teste fornece vantagens importantes relacionadas com a avaliação da função contrátil do músculo, preservando um ambiente fisiológico nativo, em que o sangue de abastecimento e inervação permanecem intactos. Por outro lado, suas desvantagens estão relacionadas à normalização da força por unidade de área seccional do músculo (força específica), que só pode ser verificada em um músculo isolado que é colhido após a experimentação da Cruz. No entanto, o teste não-invasivo permite várias medições da função contrátil dos músculos flexores no mesmo animal ao longo do tempo, resultando em número reduzido de animais experimentais, sendo necessários, especialmente se o objetivo é avaliar as alterações relativas ( alterações em vigor absoluto ao longo do tempo).
Há passos importantes que devem ser considerados durante este procedimento, a fim de obter dados consistentes sobre os momentos. Primeiro, um deve tentar padronizar o posicionamento animal, sempre que possível. Em segundo lugar, durante a criação é importante ser consistente com o posicionamento de eletrodo para que a estimulação ideal pode ser alcançada através da estimulação do nervo fibular. A localização dos eletrodos deve ser no lado lateral da perna (direita neste caso), perto da cabeça da fíbula e outros mais abaixo do lado lateral da perna (Figura 2). Com base nisso, os eletrodos feitos sob medidos são projetados como tal que ambos podem ser colocados na mesma posição sempre. No entanto, estimulação suficiente também pode ser conseguida usando as agulhas de eletrodo fornecidas com os aparelhos comerciais. Em terceiro lugar, é fundamental atingir picos negativos durante a configuração de tensão, girando no sentido horário o transdutor conectado para o estribo. Correto posicionamento dos eléctrodos de perna de rato com configuração máxima tensão tem demonstrado ser uma técnica que pode ser executada no mouse mesmo ao longo do tempo.
A capacidade de avaliar e controlar a função muscular em diferentes momentos do mesmo animal é uma importante avaliação para caracterizar doenças musculares diferentes, bem como a sua progressão. Além disso, esta medida de dorsiflexão muscular em ratos pode ser uma ferramenta para avaliar a eficácia de tratamentos potenciais em um ambiente fisiológico nativo, com o mínimo de estresse metabólico12. Assim, ele fornece uma técnica para avaliar o tratamento de doenças, sua progressão e potencial do músculo.

Músculo esquelético é um tecido metabólico importante que compreende cerca de 40% do peso total do corpo. Desempenha um papel crucial no controle da energia metabolismo e homeostase1. Músculo esqueletal massa é mantida por um delicado equilíbrio entre as taxas de1, de síntese e degradação da proteína. Numerosas condições de doença afetam esses processos no músculo esquelético, levando a uma perda líquida de massa muscular (atrofia). Estes incluem, mas não estão limitados a, envelhecimento de câncer, AIDS, jejum e de um membro imobilização2,3. O envelhecimento da população, perda de força é associada com uma perda de músculo de massa e é preditor de mortalidade de todos-caso4. Neste contexto, a avaliação da função muscular fornece uma medida importante ao determinar a eficácia de estratégias terapêuticas para combater e/ou evitar desperdiçar o músculo esquelético e perda de função.
Os investigadores utilizaram muitas abordagens diferentes e modelos animais para compreender as vias moleculares de músculo atrofia5,6 e as implicações desses mecanismos na função contrátil de músculo2,3 ,7. Portanto, correlacionar as alterações a nível molecular para as diferenças na função muscular é imperativo em entendimento como mudanças de nível moleculares podem afetar a funcionalidade do músculo.
Função do músculo esquelético, especialmente em pequenos roedores, geralmente é executada usando três procedimentos bem-descrito8,9 para detectar a deficiência de produção de força e/ou monitorar a progressão da doença. (1) ex vivo; onde músculo é removido do animal e incubado em solução de Ringer, um banho para avaliar a função muscular usando campo estimulação10. (2) In situ; onde a fixação proximal do músculo permanece no animal e o tendão distal está ligado a um transdutor de força, permitindo que a função do músculo deve ser executada por estimulação de nervo direto11. (3) In vivo; onde os eletrodos são colocados por via subcutânea para obter evocado-nervo músculo força produção9,12. Enquanto esses três procedimentos são usados para finalidades diferentes, cada um possuem vantagens e desvantagens. Portanto, é importante selecionar um método adequado, baseado no objectivo do estudo. A principal limitação com ex vivo experimentos é a remoção do músculo do seu ambiente normal e o uso da estimulação de campo. O método in situ mantém um suprimento de sangue normal e usa a estimulação através do nervo, mas é alterada a anatomia normal e a natureza do experimento é terminal; assim, isto faz medições de função muscular acompanhamento impossível. O método in vivo descrito aqui mais estreitamente imita normal fisiologia em que a anatomia é perturbada, o feixe neuromuscular permanece intacto, e o experimento não é terminal, permitindo que medidas de acompanhamento, dentro do mesmo animal ao longo do tempo8.
Aqui, descrevemos um procedimento in vivo que permite várias medições da função muscular no mesmo animal ao longo do tempo. Este procedimento envolve a avaliação dos músculos do compartimento anterior crural — incluindo o tibial anterior(TA), extensor longo dos dedos (EDL) e extensor hallicus músculos longus (EDH), responsáveis pela dorsiflexão — em um procedimento não-invasivo por estimulação de (também conhecido como fibular) nervo fibular. A TA fornece a maioria da força de dorsiflexão do tornozelo13, com apenas uma contribuição mínima pelo EDI e EDH que controlar o movimento dos dedos dos pés. Este protocolo não-terminal assegura a preservação do suprimento nervo e sangue. Isto permite a investigação da eficácia de evolução e tratamento de doenças ao longo do tempo no ambiente mais fisiológico atualmente disponível em um modelo animal.

<table><tbody><tr><td>1300A: Sistema Animal Inteiro 3 em 1 - ndash; Rato</td><td>Aurora Científica Inc.</td><td>305C-LR: Placa de Pé de Modo Duplo; 605A: Sistema Dinâmico de Aquisição e Análise de Dados Musculares; 701C: Estimulador Elétrico e 809C:&nbsp; in situ Aparelho de Mouse</td><td>Sistema completo de função muscular&nbsp;</td></tr><tr><td>Gel condutor</td><td>Livingstone</td><td>ECGEL250</td><td>gel condutor usado em camundongos</td></tr><tr><td>Pomada para os olhos</td><td>Alcon</td><td>Poly Visc</td><td>produto farmacêutico (uso oftálmico)</td></tr> <tr><td>anti-inflamatório não esteróide (AINE)</td><td>Ilium</td><td>Metacam</td><td>medicamento veterinário (injetável 5mg/ml)&nbsp;</td></tr><tr><td>Isoflurano&nbsp;</td><td>Zoetis</td><td>Isoflo</td> anestesia <td>veterinária para inalação</td></tr></tbody></table>

avaliação não-invasiva da função de músculos levantadores em ratos

Non-invasive Assessment of Dorsiflexor Muscle Function in Mice

Avaliação da função contrátil de músculos esqueléticos é uma medida importante para tanto clínica e fins de pesquisa. Várias condições podem afetar negativamente o músculo esquelético. Isso pode resultar em uma perda de massa muscular (atrofia) e/ou perda de qualidade do músculo (reduzida força por unidade de músculo em massa), ambos os quais são predominantes na doença crônica, doença muscular específicos, imobilização e envelhecimento (sarcopenia). Função do músculo esquelético em animais pode ser avaliada por uma variedade de diferentes testes. Todos os testes têm limitações relacionadas com o ambiente de teste fisiológico, e a seleção de um teste específico, muitas vezes depende da natureza das experiências. Aqui, descrevemos uma técnica não-invasiva de in vivo, , envolvendo uma avaliação útil e fácil de força-curva de frequência (FFC) em ratos que podem ser executadas no mesmo animal ao longo do tempo. Isto permite o monitoramento da progressão da doença e/ou a eficácia de um tratamento terapêutico potencial.

A curva força-frequência é um teste útil no qual os músculos podem ser estimulados por frequências inferiores e superiores para distinguir a força ideal e suboptimal respostas15. A força em frequências mais baixas pode estimular uma única contração, ativando o motor menor e menos unidades, e em frequências mais altas, é atingido um pico estável, onde isolados twitches fundiram (tétano), alcançando a força máxima através da activação de todas as unidades motoras16 . No teste apresentado, a curva tetânica começa a ~ 60 Hz, onde a potenciação pode ser visualizada (Figura 4A) e a força máxima são determinadas em ~ 150 Hz (Figura 4B), quando o patamar é atingido com uma curva fundido preenchido9, 16.
Qualquer variação destes resultados pode indicar que os músculos não estão a ser devidamente estimulados pelos eléctrodos. Colocação do eletrodo é um passo importante na preparação deste procedimento, como a estimulação elétrica deve ser posicionada corretamente para inervar o nervo fibular e, portanto, totalmente ativar os músculos de dorsiflexão, o que fornece (TA, EDI e EDH). Correto posicionamento do eletrodo resulta na geração de picos negativos (Figura 3) durante este processo, enquanto o desalinhamento dos eletrodos ou maior amperagem pode levar à estimulação dos músculos, causando contração da músculos vizinhos e os músculos antagonista, que por sua vez, gera picos de valores positivos.
Figura 5A mostra dados de frequência-curva representativa da força de um rato ao longo do tempo, onde o procedimento foi repetido uma vez por semana até 5 momentos foram concluídos. Estas observações mostraram força consistente de valores de produção em todo os momentos e/ou observações medidas. Este procedimento também tem mostrado para ser consistente entre as medições de ratos, como a Figura 5B mostra o representante área abaixo da curva da FFC estimulada por 5 diferentes observações em 6 ratos testados uma vez por semana.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58696/58696fig1.jpg"> Figura 1 : Sistema de software. (A) controlar a ilustração de software dos passos para configurar os parâmetros de "Instant Stim". Sobre a foto de fundo, clique Setup | Stim Instant. Sobre o pequeno apareceu janela (primeira foto), configurar os parâmetros. (B) ilustração do modo de exibição de configuração "Sequencer". <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58696/58696fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58696/58696fig2.jpg"> Figura 2 : Instalação de Mouse. Visão geral da posição do animal anestesiado. A braçadeira do joelho direito é colocada para que o joelho é a 90°, e para que o pé e o tornozelo estão em ângulos de 90° (linha branca pontilhada). Contração dos músculos dorsiflexors é conseguida através da estimulação do nervo fibular, que está localizado logo abaixo (distal) a cabeça da fíbula. Nós usamos eletrodos personalizados (inserção); no entanto, os eletrodos de agulha que são fornecidos com o aparelho, ou comprados separadamente, também são suficientes. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58696/58696fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58696/58696fig3.jpg"> Figura 3 : Saída de colocação dos eletrodos. Uma vez que os eletrodos são posicionados sob a pele e a tensão é iniciada, picos com valores negativos são observados. Neste ponto, atingir valores negativos (linhas verdes) é um passo crucial no sentido de assegurar que a estimulação é alcançada em levantadores músculos única (TA, EDI e EDH). A medição em tempo real é indicada entre as duas linhas vermelhas. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58696/58696fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58696/58696fig4.jpg"> Figura 4 : Curvas representativas. (A) amostra da curva força a 60 Hz (rato #06). (B) amostra da curva tetânica a 150 Hz (rato #03). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58696/58696fig4large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58696/58696fig5.jpg"> Figura 5 : Representante forçar a área sob os dados de curva e curva de frequência (FFC). (A), FFC (eixo x) mais de 5 diferentes momentos (semanas 1, 2, 3, 4 e 5) em um rato de amostra (#05). (B) área sob a curva (AU, eixo y) do FFC sobre 5 momentos diferentes (mouse #01, 02, 03, 04, 05 e 06, respectivamente; eixo x). Os resultados são expressos como média ± erro padrão de medida (SEM) de cinco momentos (testes) em 6 ratos e foram analisados por ANOVA One-Way teste (p &lt; 0,05). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58696/58696fig5large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

Medição da função contrátil de músculo esquelético de roedores é uma ferramenta útil que pode ser usada para controlar a progressão da doença, bem como a eficácia da intervenção terapêutica. Descrevemos aqui a avaliação não-invasiva, na vivo dos músculos levantadores que podem ser repetidos ao longo do tempo no mouse mesmo.

Avaliação não-invasiva da função de músculos levantadores em ratos

Assessment of skeletal muscle contractile function is an important measurement for both clinical and research purposes. Numerous conditions can negatively ...

Este modelo pode ajudar a responder perguntas-chave no campo da função de contração muscular. Como o mecanismo de produção de força, durante a progressão da doença. A principal vantagem dessa técnica é que esse procedimento é um não invasivo, que pode ser realizado no mesmo animal em diferentes momentos, para monitorar a progressão e o tratamento da doença.A demonstração visual deste método é fundamental, pois a alteração de qualquer uma dessas etapas pode levar a aumentar a variabilidade em seus resultados. Portanto, a prática pode permitir que você obtenha resultados mais consistentes. Para iniciar este procedimento, configure o grampo do joelho do mouse na plataforma, bem como a placa do mouse no transdutor.Em seguida, ligue a plataforma de aquecimento a 37 graus Celsius. Abra o software dinâmico de controle muscular na área de trabalho. Na lista de drop down da configuração, selecione haste instantânea e altere os parâmetros de tempo de execução para 120 segundos.Na base de autosave rotulada pela janela, insira o nome do local do arquivo de autosave. Clique na caixa de seleção à esquerda da janela base de autosave e altere-a para ativar a autosave. Na parte superior da tela de controle DMC, clique no sequenciador, que abrirá uma nova janela pop-up.Selecione a sequência aberta e selecione o protocolo a ser usado. Em seguida, clique na sequência de carga e feche a janela. Para preparar o animal para experimento, remova o cabelo na perna direita do mouse com cortadores de cabelo elétricos.Coloque o animal em uma posição supina na plataforma aquecida e limpe a perna direita com 70% de álcool e iodo. Neste ponto, ajuste o Isoflurane para 2% com fluxo de oxigênio a um litro por minuto. Coloque o pé na placa e fixe-o usando fita médica.Em seguida, aplique o gel condutor na pele onde os eletrodos serão colocados. Em seguida, aperte o joelho para estabilizar a perna durante o procedimento. Use os botões na plataforma para posicionar seu membro traseiro, a fim de formar um ângulo de 90 graus no tornozelo.Uma vez que o rato esteja preso na plataforma, posicione os eletrodos sob a pele da perna direita, um perto da cabeça da fíbula, e o outro eletrodo mais distally no lado lateral da perna. Os eletrodos são posicionados com cuidado para obter estimulação suficiente do nervo peroneal. Além disso, esta posição pode ser ajustada para atingir um pico estável, visualizado na tela.Uma vez alcançados esses passos, ajuste o estimulador bi-fase de alta potência para obter uma estimulação do nervo peroneal que resulte em torque máximo de dorsiflexão. Durante a estimulação, gire o transdutor no sentido horário para produzir valores negativos, que são importantes para garantir que os eletrodos estão estimulando apenas os músculos flexores dorsi pelo nervo peroneal. Uma vez alcançada esta etapa, estabilize os eletrodos usando um grampo, a fim de evitar qualquer movimento durante o procedimento.Alcançar o pico negativo lentamente e gradualmente é importante verificar se os eletrodos são colocados na posição correta, e a tensão é suficiente para alcançar a força máxima. Posteriormente, pare a haste instantânea no software. Na tela principal, ligue a sequência inicial do botão para iniciar a sequência de configuração anterior.Uma vez que as medidas de força estejam concluídas, remova os eletrodos, remova a fita do pé e solte o grampo do joelho. Desligue o Isoflurane e mantenha a entrega de oxigênio por alguns minutos para ajudar na recuperação do animal. Uma vez que o rato começa a se mover e recupera a consciência, devolva-o para a gaiola.Este gráfico mostra os dados da curva de frequência de força representativa de um rato através do tempo, onde o procedimento foi repetido uma vez por semana até que cinco pontos de tempo foram concluídos. Essas observações mostraram valores consistentes de produção de força ao longo dos pontos de tempo. Este procedimento também mostrou-se consistente entre diferentes camundongos, como indicado na área representativa, sob a curva da estimulação FFC, ao longo de cinco observações diferentes em seis camundongos testados uma vez por semana.Após seu desenvolvimento, essa técnica permite que pesquisadores do campo de doenças neuromusculares investiguem alterações temporais na função muscular em modelos de espelhamento da doença.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Um In vivo Modelo de Contração de roedores induzida por lesões e não-invasivos acompanhamento da recuperação

Mudanças nos membros musculares contráteis e passiva propriedades mecânicas são biomarcadores importantes para doenças musculares. Este manuscrito descreve ensaios fisiológicos para medir estas propriedades no longus murino extensores dos dedos e tibial anterior.

Avaliação da função muscular do músculo extensor longo dos dedos<em&gt; Ex vivo</em&gt; E músculo tibial anterior<em&gt; Em situ</em&gt; Em Ratos

Medições das propriedades de condução nervosa em vivo exemplificar uma ferramenta poderosa para caracterizar vários modelos animais de doenças neuromusculares. Aqui, apresentamos um protocolo de fácil e confiável pelo qual análise eletrofisiológica em nervo ciático de ratos anestesiados pode ser realizada.

Em Medidas Vivo eletrofisiológicos nos nervos ciático Rato

GABAérgica inibição pré-sináptica é um poderoso mecanismo de inibição na espinal medula importante para o motor e a integração do sinal sensorial em redes da medula espinal. Subjacente despolarização aferente primário pode ser medido por registo dos potenciais de raiz dorsal (DRP). Aqui demonstramos um método in vivo de gravação de DRP em ratinhos.

Medindo Spinal pré-sináptica Inibição em Ratos por raiz dorsal Gravação Potencial<em&gt; In Vivo</em

Descrevemos um protocolo in vivo para medir a dorsiflexão do pé após estimulação do nervo fibular e contração do compartimento crural anterior do membro posterior do rato. Essas medições são uma ferramenta translacional indispensável para avaliar a patologia do músculo esquelético e as abordagens de engenharia de tecidos para reparo e regeneração muscular.

aplicações de<em&gt; In Vivo</em&gt; Teste Funcional do Rato tibial anterior para a Avaliação da engenharia de tecidos Repair Músculo Esquelético

A avaliação precisa da resposta de dor em um modelo animal neuropática é crítica para investigar a fisiopatologia das doenças dor e desenvolver novos analgésicos. Apresentamos um método sensível e objetivo para determinar a função sensorial do roedor hind pata por um sistema de análise de marcha automática.

Análise de marcha automatizados em ratos com lesão crônica de constrição

A medição da condução nervosa é uma ferramenta útil para avaliar modelos de rato de neurodegeneração, mas frequentemente é aplicado apenas para estimular o nervo ciático em membros traseiros. Aqui, descrevemos uma técnica para medir os compostos muscular potencial de ação (CMAP) na vivo dos músculos do membro anterior de rato inervados pelo plexo braquial.

Na Vivo Eletrofisiológica medição do potencial de ação muscular composto de membros dianteiros em modelos de Mouse de degeneração do neurônio Motor

A quantificação da força máxima do extensor do joelho é imprescindível para entender adaptações funcionais ao envelhecimento, doença, lesão e reabilitação. Apresentamos um novo método para medir repetidamente o torque isométrico de extensão do joelho in vivo.

Medição in vivo da função muscular extensor do joelho em camundongos

A avaliação clínica da espasticidade baseada no reflexo de Hoffmann (reflexo H) e utilizando a estimulação elétrica de nervos periféricos é um método estabelecido. Aqui, nós fornecemos um protocolo para uma estimulação nervosa terminal e direta para quantificação do reflexo H na pata dianteira de camundongos.

Medições do reflexo H terminal em camundongos

Métodos para indução simples e rápida de um modelo de dor nas costas em camundongos são fornecidos aqui usando uma injeção intraligamentar de ativador de plasminogênio urinário.

Modelo de dor nas costas de camundongo induzido pelo ativador do plasminogênio do tipo uroquinase

O presente protocolo descreve uma técnica única chamada treinamento resistido ajustado à dosagem (DART), que pode ser incorporada em estudos de reabilitação de precisão realizados em pequenos animais, como camundongos.

Treinamento de resistência ajustado pela dosagem em camundongos com um risco reduzido de dano muscular

Aprenda a avaliar a função contrátil dos músculos dorsiflexores em ratos usando um método não invasivo in vivo. Esta técnica permite medições repetidas para acompanhar a progressão de doenças neuromusculares.

Avaliação não-invasiva da função de músculos levantadores em ratos

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