Name: Modelo in vivo de infecção de implante espinhal em camundongos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-23T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 3 s
Description: Explore um modelo in vivo de infecção de implante espinhal em camundongos usando Staphylococcus aureus Xen36 bioluminescente. Este método permite monitoramento longitudinal da carga bacteriana em tempo real para pesquisa em neurociência e engenharia biomédica.

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Os autores gostariam de acusar o recebimento da Pediatric Orthopaedic Society of North America Biomet Spine Grant e do National Institutes of Health Clinical and Translational Science Institute KL2 Grant, e do HH Lee Surgical Research Grant como principais fontes de financiamento para esses experimentos.

Todos os animais foram manuseados em estrita conformidade com as boas práticas animais, conforme definido nas regulamentações federais, conforme estabelecido na Lei de Bem-Estar Animal (AWA), no Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório de 1996, na Política PHS para o Cuidado e Uso Humano de Animais de Laboratório, bem como nas políticas e procedimentos da instituição, conforme estabelecido no Manual de Treinamento de Cuidados e Uso de Animais, e todo o trabalho com animais foi aprovado pelo Comitê de Pesquisa Animal (ARC) da Universidade da Califórnia em Los Angeles.
1. Escolha da cepa bioluminescente de S. aureus
<ol><li>Utilizar a cepa bioluminescente de S. aureus Xen36 como inóculo de interesse. NOTA: Esta cepa foi derivada da cepa parental S. aureus ATCC-49525, que é um isolado clínico de um paciente séptico. S. aureus O Xen36 utiliza exclusivamente um operon ABCDE lux, que é otimizado e integrado ao plasmídeo nativo do hospedeiro. 19 Como resultado, a cepa Xen36 é capaz de produzir uma luz bioluminescente azul-esverdeada com um comprimento de onda de pico de emissão de 490 nm. Este sinal de emissão só é produzido por organismos bacterianos vivos metabolicamente ativos.</li>
</ol>2. Preparação de S. aureus para inoculação
<ol><li>Adicionar 200 μg/mL de canamicina ao Caldo Luria mais ágar 1,5% para isolar S. aureus Xen36 de potenciais contaminantes, utilizando o gene de resistência à canamicina ligado ao operon lux 19.</li>
	<li>Streak S. aureus Xen36 bactérias em placas de ágar de soja tríptica (caldo de soja tríptico [TSB] mais 1,5% de ágar) e incubar a 37 °C por 12-16 h.</li>
	<li>Isolar colônias únicas de S. aureus Xen36 e cultivar individualmente em TSB por 12-16 h a 37 °C em incubadora de agitação (200 rpm).</li>
	<li>Diluir a cultura resultante na proporção de 1:50.</li>
	<li>Cultura por mais 2 h a 37 °C para isolamento de bactérias da fase midlogarítmica.</li>
	<li>Pellet, ressuspender e lavar bactérias em solução salina tamponada com fosfato (PBS) três vezes.</li>
	<li>Medir a absorbância a 600 nm. O OD600 ideal está entre 0,700 e 0,750, o que corresponde a 4x105 UFC/mL. Realizar diluições seriadas para obter o inóculo bacteriano desejado (1 x 103 UFC/2 μL). NOTA: A concentração ideal de Xen36 para o estabelecimento de uma infecção crônica foi encontrada para ser 1 x 103 UFC. Doses mais baixas de bactérias foram eliminadas pelo sistema imunológico do hospedeiro e doses mais altas causaram a quebra da ferida. A quebra da ferida não diferencia entre uma infecção profunda do implante e uma infecção superficial da ferida e, portanto, é evitada neste modelo (Figura 1)20.</li>
</ol>3. Ratos
<ol><li>Use camundongos selvagens C57BL/6J machos de 12 semanas de idade.</li>
	<li>Ratos domésticos em gaiolas com um máximo de 4 de cada vez.</li>
	<li>Mantenha a água sempre disponível. Mantenha um ciclo claro/escuro de 12 horas e não realize experimentação durante a fase escura do ciclo.</li>
	<li>Use ração livre de alfafa para alimentação devido à interferência potencial com a sinalização fluorescente.</li>
	<li>Peça à equipe de pesquisa ou veterinária que avalie os camundongos diariamente para garantir o bem-estar dos animais durante todo o experimento.</li>
</ol>4. Procedimentos cirúrgicos em camundongos
<ol><li>Induzir anestesia colocando camundongos em uma câmara de isoflurano (2%) por aproximadamente 5 minutos. Confirme a profundidade apropriada da anestesia monitorando as respirações para que permaneçam rítmicas e mais lentas do que quando acordadas e não mudem em resposta a estímulos nocivos (por exemplo, manipulação cirúrgica, pinça dos dedos).</li>
	<li>Transfira camundongos anestesiados para uma estação de preparação e remova pelos do sacro para a coluna torácica superior com cortadores de roedores.</li>
	<li>Limpar e esterilizar a pele com lavagens triplas de solução alternada de betadina e álcool isopropílico.</li>
	<li>Transferir camundongos anestesiados e esterilizados em decúbito ventral para leito cirúrgico estéril mantendo anestesia com administração inalatória de isoflurano (2%) via cone nasal.</li>
	<li>Flexionar ao máximo os quadris e identificar a posição do joelho ao nível da coluna vertebral para aproximar o corpo vertebral lombar 4.</li>
	<li>Fazer uma incisão longitudinal de 2 cm através da pele com bisturi cirúrgico de 15 lâminas.</li>
	<li>Palpar os processos espinhosos para confirmar a linha média e continuar a incisão até o osso.</li>
	<li>Dissecar subperiostealmente no lado direito do processo espinhoso de L4, estendendo-se lateralmente ao processo transverso.</li>
	<li>Passar uma sutura absorvível trançada tamanho 5-0 cefálica e caudada ao corpo de L4 através da fáscia e deixar aberta, em preparação para futuro fechamento.</li>
	<li>Usando uma agulha espinhal de 25 G, resma o processo espinhoso de L4 usando uma agulha espinhal de 25 G e insira um implante de aço inoxidável de grau "L" de 0,1 mm de diâmetro e 1 cm de comprimento ao longo da lâmina com o braço longo posicionando cefálica.</li>
	<li>Inocular o implante com 1 x 103 UFC/2 μL bioluminescente S. aureus Xen36, tendo o cuidado de garantir que toda a solução entre em contato com o implante.</li>
	<li>Aguarde aproximadamente 10 segundos antes de amarrar a sutura absorvível previamente passada após a inoculação para garantir a contenção do inóculo no implante.</li>
	<li>Feche a pele de forma corrida com sutura absorvível.</li>
	<li>Administrar medicamentos para a dor através de injeção subcutânea de buprenorfina (0,1 mg/kg) imediatamente após a paragem e, em seguida, a cada 12 horas durante 3 dias subsequentes.</li>
	<li>Recupere ratos em uma almofada de aquecimento e monitore para retornar à atividade normal.</li>
	<li>Obter radiografias pós-operatórias para confirmar o posicionamento adequado do implante.</li>
</ol>5. Imagem longitudinal de bioluminescência in vivo para medir a carga bacteriana
<ol><li>Anestesiar camundongos com isoflurano inalatório (2%). Confirme a profundidade apropriada da anestesia monitorando as respirações para que permaneçam rítmicas e mais lentas do que quando acordadas e não mudem em resposta a estímulos nocivos (por exemplo, manipulação cirúrgica, pinça dos dedos).</li>
	<li>Remova os pelos do sacro para a coluna torácica superior com cortadores de roedores.</li>
	<li>Carregue camundongos no campo de visão da plataforma de imagem bioluminescente para realizar imagens de bioluminescência in vivo (BLI)19.</li>
	<li>Capture o sinal bioluminescente durante um tempo de aquisição de 5 min. Utilize configurações de binning grandes com um campo de visão de 15 cm (B).</li>
	<li>Repita as etapas 5.1-5.4 nos dias 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 e 35 do pós-operatório (ou outros dias com base no planejamento experimental específico) para monitorar a carga bacteriana.</li>
	<li>Apresente dados BLI por meio de escala de cores e sobreposição em uma fotografia em tons de cinza. Isolar uma região ovoide padrão de interesse (ROI) usando o software BLI para quantificar o BLI em fluxo total (fótons por segundo) ou fluxo máximo médio (fótons/segundo/centímetro2/esteradiano).</li>
</ol>6. Quantificar bactérias aderentes aos implantes e tecidos circundantes
<ol><li>Eutanásia de camundongos no POD 35 ou em uma data pós-operatória alternativa de escolha com exposição ao dióxido de carbono de acordo com as diretrizes da AVMA. Confirmar eutanásia com luxação cervical secundária.</li>
	<li>Esterilizar a pele dorsal de acordo com o Passo 4.3 e posicionar o camundongo em decúbito ventral em um campo cirúrgico estéril.</li>
	<li>Incisar bruscamente a incisão anterior com bisturi cirúrgico de 15 lâminas.</li>
	<li>Use tesoura estéril para dissecar bruscamente o processo espinhoso de L4 e identificar o implante cirúrgico.</li>
	<li>Use um driver de agulha para torcer e remover suavemente o implante de sua posição no processo espinhoso L4.</li>
	<li>Com pinça e tesoura estéreis, retirar aproximadamente 0,1 g de osso espinhoso e tecido mole imediatamente ao redor do implante cirúrgico e colocar 1 mL de PBS em rinotubo cônico pequeno com 4 esferas homogeneizadoras afiadas.</li>
	<li>Registrar o peso dos tecidos moles pesando o tubo cônico antes e depois da colheita.</li>
	<li>Colocar o implante em 0,5 mL de Tween-80 a 0,3% em TSB e sonicar por 15 min.</li>
	<li>Vórtice a suspensão resultante do implante por 2 min e cultura durante a noite por 12-16 h.</li>
	<li>Homogeneizar os tecidos moles e os processos espinhosos previamente colocados em 1 ml de PBS ao redor do implante com homogeneizador.</li>
	<li>Vórtice a suspensão de tecidos moles resultante por 5 min e cultura durante a noite por 12-16 h.</li>
	<li>Após a cultura noturna, conte as UFC do implante e dos tecidos circundantes, respectivamente. Valor expresso como UFC total/g colhido para tecido mole e UFC/mL para implante sonicado.</li>
</ol>

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<li>Levi, A. D., Dickman, C. A., Sonntag, V. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Management+of+postoperative+infections+after+spinal+instrumentation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Management of postoperative infections after spinal instrumentation.</a> Journal of Neurosurgery. 86 (6), 975-980 (1997).</li>
<li>Weinstein, M. A., McCabe, J. P., Cammisa, F. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postoperative+spinal+wound+infection%3A+a+review+of+2%2C391+consecutive+index+procedures%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Spinal+Disorders%22%5BJournal%5D)">Postoperative spinal wound infection: a review of 2,391 consecutive index procedures.</a> Journal of Spinal Disorders. 13 (5), 422-426 (2000).</li>
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<li>Silber, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Management+of+postprocedural+discitis%5BTitle%5D)+AND+%22Spine+Journal%22%5BJournal%5D)">Management of postprocedural discitis.</a> Spine Journal. 2 (4), 279-287 (2002).</li>
<li>Pappou, I. P., Papadopoulos, E. C., Sama, A. A., Girardi, F. P., Cammisa, F. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postoperative+infections+in+interbody+fusion+for+degenerative+spinal+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Orthopaedics+and+Related+Research%22%5BJournal%5D)">Postoperative infections in interbody fusion for degenerative spinal disease.</a> Clinical Orthopaedics and Related Research. 444, 120-128 (2006).</li>
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<li>Bernthal, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+of+post-arthroplasty+Staphylococcus+aureus+joint+infection+to+evaluate+in+vivo+the+efficacy+of+antimicrobial+implant+coatings%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A mouse model of post-arthroplasty Staphylococcus aureus joint infection to evaluate in vivo the efficacy of antimicrobial implant coatings.</a> PLoS One. 5 (9), 12580(2010).</li>
<li>Niska, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+bacterial+burden%2C+inflammation+and+bone+damage+longitudinally+using+optical+and+muCT+imaging+in+an+orthopaedic+implant+infection+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Monitoring bacterial burden, inflammation and bone damage longitudinally using optical and muCT imaging in an orthopaedic implant infection in mice.</a> PLoS One. 7 (10), 47397(2012).</li>
<li>Francis, K. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+bioluminescent+Staphylococcus+aureus+infections+in+living+mice+using+a+novel+luxABCDE+construct%5BTitle%5D)+AND+%22Infection+and+Immunity%22%5BJournal%5D)">Monitoring bioluminescent Staphylococcus aureus infections in living mice using a novel luxABCDE construct.</a> Infection and Immunity. 68 (6), 3594-3600 (2000).</li>
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</ol>

Os autores não têm conflitos de interesse a declarar.

Infecções relacionadas ao implante na coluna vertebral pressagiam maus resultados para os pacientes 1,2,3,4,5. Ao contrário de muitas outras áreas do corpo, o hardware infectado na coluna frequentemente não pode ser removido devido ao risco de instabilidade e comprometimento neurológico. Esse desafio único no cenário de bactérias do biofilme resistentes à anti...

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/60560">In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection</a>. The Authors section was updated from:
Benjamin V. Kelley1 
Stephen D. Zoller1 
Danielle Greig1 
Kellyn Hori1 
Nicolas Cevallos1 
Chad Ishmael1 
Peter Hsiue1 
Rishi Trikha1 
Troy Sekimura2 
Thomas Olson2 
Ameen Chaudry2 
Michael M. Le2 
Anthony A. Scaduto1 
Kevin P. Francis1 
Nicholas M. Bernthal1 
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles 
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles
to:
Benjamin V. Kelley1 
Christopher Hamad1 
Stephen D. Zoller1 
Danielle Greig1 
Zeinab Mamouei1 
Rene Chun1 
Kellyn Hori1 
Nicolas Cevallos1 
Chad Ishmael1 
Peter Hsiue1 
Rishi Trikha1 
Troy Sekimura2 
Brandon Gettleman3 
Autreen Golzar2 
Adrian Lin2 
Thomas Olson2 
Ameen Chaudry2 
Michael M. Le2 
Anthony A. Scaduto1 
Kevin P. Francis1 
Nicholas M. Bernthal1 
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles 
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles 
3University of South Carolina School of Medicine, University of South Carolina

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/60560">In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection</a>. The Authors section was updated.

Erratum: In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection

O objetivo deste método é descrever um novo modelo de infecção de implante espinhal (LIP) em camundongos. Esse modelo foi projetado para fornecer uma ferramenta barata e precisa para avaliar de forma flexível o efeito de variáveis do hospedeiro, patógeno e/ou implante in vivo. Testar potenciais estratégias terapêuticas e de tratamento para infecções de implantes espinhais neste modelo visa orientar o desenvolvimento de pesquisas antes da aplicação em modelos animais maiores e ensaios clínicos.
A infecção relacionada ao implante após cirurgia de coluna é uma complicação devastadora e, infelizmente, ocorre em aproximadamente 3% a 8% dos pacientes submetidos à cirurgia eletiva da colunavertebral 1,2,3,4,5 e em até 65% dos pacientes submetidos à cirurgia multinível ou de revisão6. O tratamento de infecções de implantes espinhais geralmente requer várias hospitalizações, múltiplas cirurgias e antibioticoterapia prolongada. As SIIs pressagiam resultados ruins para os pacientes, incluindo comprometimento neurológico, incapacidade e aumento do risco de mortalidade. O manejo da LIF é extremamente caro, custando mais de US$ 900.000 por paciente7.
Staphylococcus aureus é o patógeno virulento mais comum da LIF8,9,10,11. As bactérias podem semear o hardware diretamente durante a cirurgia, através da ferida durante o período pós-operatório, ou mais tarde via disseminação hematogênica. Na presença de implantes metálicos, o S. aureus forma biofilme que protege as bactérias da antibioticoterapia e das células imunes. Embora a remoção de hardware infectado possa ajudar efetivamente a erradicar uma infecção, isso frequentemente não é viável na coluna vertebral sem causar desestabilização e risco de comprometimento neurológico12.
Na ausência de explantio de hardware infectado, novas abordagens são necessárias para prevenir, detectar e tratar SII. Historicamente, há modelos animais limitados de SII para avaliar eficientemente a segurança e eficácia de novas terapias. Modelos animais anteriores de LIF requerem grande número de animais e coleta de pontos de dados que requerem eutanásia, incluindo contagem de colônias, histologia e cultura13,14,15. Na falta de monitoramento longitudinal in vivo, esses modelos fornecem apenas um ponto de dados por animal e, portanto, são caros e ineficientes.
Trabalhos anteriores estudando um modelo de infecção por artroplastia de joelho em camundongos estabeleceram o valor e a acurácia da imagem óptica in vivo não invasiva para monitorar longitudinalmente a carga de infecção16. A detecção de bioluminescência permite que a carga bacteriana seja quantificada ao longo de um curso longitudinal de tempo em um único animal de forma humana, precisa e eficiente. Além disso, estudos prévios demonstraram alta correlação entre bioluminescência in vivo e UFCs aderentes a implantes17. A capacidade de rastrear a infecção ao longo do tempo, levou a uma compreensão mais sutil da infecção relacionada ao implante. Além disso, monitorar a infecção longitudinal dessa forma permitiu avaliar com precisão a efetividade da antibioticoterapia e de novos antimicrobianos16,17,18.
Aproveitando essas ferramentas, desenvolvemos e validamos um modelo de infecção pós-operatória de implante espinhal. No método apresentado, utilizamos um inóculo de S. aureus Xen36 bioluminescente para estabelecer um modelo in vivo de SII em camundongos para monitorar longitudinalmente a carga bacteriana16,17,18. Este novo modelo fornece uma ferramenta valiosa para testar eficientemente potenciais estratégias de detecção, prevenção e tratamento para SII antes de sua aplicação em modelos animais maiores e ensaios clínicos.

<table><tbody><tr><td>Balança Analítica ME104</td><td>Mettler Toledo</td><td>30029067</td><td>capacidade de 120 g, resolução de 0,1 mg, LCD retroiluminado, ajuste interno, base metálica</td></tr><tr><td>Caldo de Soja Tríptico BD Bacto</td><td>Becton Dickinson (BD)</td><td>Caldo de Soja Tríptico BD 211825</td><td>BD Bacto (Meio de Digestão de Soja-Caseína)</td></tr><tr><td>Espectrofotômetro UV-VIS Biomate 3S</td><td>Thermo Scientific</td><td>840-208300</td><td>Espectrofotômetro; Thermo Scientific; BioMate 3S; Suporte de célula de seis posições; Largura de banda espectral: 1,8 nm; Lâmpada de xenônio de longa duração; Armazene até 40 métodos de teste; 16L x 13W x 9 pol. H; 19 libras; Cabo de linha 100/240V US</td></tr><tr><td>Bioshield 720+ rotor de balde oscilante</td><td>Thermo Scientific</td><td>75003183</td><td>Rotor, Balde oscilante; Thermo Scientific; BIOShield 720 de alta velocidade; Capacidade: 4 x 180mL (0,72L); Ângulo: 90 graus; Velocidade máxima/RCF: 6300rpm/7188 x g; raio máximo: 16.2cm</td></tr><tr><td>Branson Ultrasonics 2510R-MTH (Sonicator)</td><td>Branson Ultrasonics</td><td>CPX952217R</td><td>*modelo similar, nosso modelo foi descontinuado* Banho de Limpeza Ultrassônico Aquecido Branson Ultrasonics MH Series, 120V, 0.75 gal</td></tr><tr><td>Bullet Blender Storm Homogeneizador</td><td>Next Advance</td><td>BBY24M</td><td>O Bullet Blender Storm é o membro mais poderoso da família Bullet Blender. Homogeneizar até 24 de suas amostras mais resistentes (fêmur de camundongo, pele, cartilagem, tumor, etc.) em apenas alguns minutos. Refrigeração a ar&trade; minimiza o aquecimento da amostra. Usa tampa de rosca de 1,5 ml RINO&reg; tubos ou tampa de pressão Eppendorf&reg; Cofre-chave&troca; Tubos.</td></tr><tr><td>Germinator 500</td><td>Ciências de Microscopia Eletrônica</td><td>66118-10</td><td>O Germinator 500 foi projetado para descontaminar apenas instrumentos de microdissecação de metal. Deve ser usado exclusivamente para fins de pesquisa. O Germinator 500 não deve ser usado como substituto dos métodos tradicionais de esterilização terminal . A esterilização eficaz não pode ser garantida devido à falta de métodos de monitoramento de eficácia de esterilização de rotina para esterilização por esferas de vidro. O Germinator 500 foi projetado e construído para passar ><na Validação do Teste de Suspensão de Esporos do Esterilizador a Seco: USP XXIII, Parte 1211.</td></tr><tr><td>Incubadora de CO2 Heracell 150i</td><td>Thermo Scientific</td><td>51026282</td><td>Sistema de imagem único 150L</td></tr><tr><td>IVIS Lumina X5</td><td>Perkin Elmer</td><td>CLS148590</td><td>O sistema de imagem óptica 2D de alto rendimento IVIS Lumina X5 combina bioluminescência e fluorescência de alta sensibilidade com raios-x de alta resolução em um sistema compacto que se encaixa em sua bancada. Com um campo de visão expandido de 5 mouses para imagens ópticas 2D, além de nossa linha única de acessórios para acelerar a configuração e rotulagem, nunca foi tão fácil ou rápido obter dados robustos&mdash; e respostas&mdash; sobre aspectos anatômicos e moleculares da doença.</td></tr><tr><td>MAXQ 4450 Agitador de Bancada de Incubação</td><td>Diagonal Thermo Scientific</td><td>SHKE4450</td><td>Shaker, Incubado Thermo Scientific; Digital; MaxQ 4450; Velocidade 15 a 500rpm +/-1rpm; 5 graus C acima do ambiente a 80 graus C; 120V 50/60Hz</td></tr><tr><td>PBS, solução salina tamponada com fosfato</td><td>Fisher Biorreagents</td><td>BP24384</td><td>PBS, solução salina tamponada com fosfato, solução 1X, pH 7,4</td></tr><tr><td>Centrífuga Sorvall Legend Micro 21, Ventilada</td><td>Thermo Scientific</td><td>75002436</td><td>Rotor de 24 x 1,5/2,0mL com tampa de biocontenção ClickSeal</td></tr><tr><td>SORVALL LEGEND X1R 120V Centrífuga</td><td>Thermo Scientific</td><td>75004261</td><td>Centrífuga, Bancada; Thermo Scientific; Sorvall Legend X1R (Refrigerado), capacidade de 1L; Velocidade máxima/RCF 15.200 rpm/25.830 x g; Resfriamento sem CFC -10C a +40C; 120V 60Hz</td></tr><tr><td>Staphylococcus aureus - Xen36</td><td>Perkin Elmer</td><td>119243</td><td>Staphylococcus aureus - Xen36 bactérias patogênicas bioluminescentes para descoberta de medicamentos in vivo e in vitro. Este produto foi derivado de uma cepa parental da American Type Culture Collection, usada sob licença. Estafilococos. aureus-Xen36 possui uma cópia estável do operon Photorhabdus luminescens lux no plasmídeo nativo.</td></tr><tr><td>TUTTNAUER AUTOCLAVE 2540E 120V</td><td>Heidolph Tuttnauer 23210401</td><td></td><td>Esterilizador, Bancada; Heidolph; Tuttnauer; Modelo 2540E; Design autônomo com reservatório recarregável controla a pureza da água para esterilização; 120V 50/60Hz; 1400w. Com controles eletrônicos</td></tr><tr><td>Tween 80</td><td>Fisher Bioreagents</td><td>BP338-500</td><td>Tween 80, Fisher BioReagents, Detergente não iônico para extração seletiva de proteínas</td></tr><tr><td>Misturador de vórtice VX-200</td><td>Labnet Internation</td><td>S0200</td><td>120V toque ou misturador contínuo, 230V: 0 - 2.850 rpm, 120V: 0 - 3.400 rpm</td></tr><tr><td>0,9% de cloreto de sódio</td><td>Pfizer Injectables/Hospira</td><td>00409-4888-10</td><td>0,9% de injeção de cloreto de sódio, USP</td></tr></tbody></table>

modelo in vivo de infecção de implante espinhal em camundongos

In Vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection

As infecções por implantes na coluna vertebral pressagiam resultados ruins, pois o diagnóstico é desafiador e a erradicação cirúrgica está em desacordo com a estabilidade mecânica da coluna vertebral. O objetivo deste método é descrever um novo modelo de camundongo de infecção por implante espinhal (SII) que foi criado para fornecer uma ferramenta in vivo barata, rápida e precisa para testar potenciais estratégias terapêuticas e de tratamento para infecções de implantes espinhais.
Neste método, apresentamos um modelo de cirurgia espinhal por abordagem posterior, no qual um fio k de aço inoxidável é transfixado no processo espinhoso L4 de camundongos selvagens C57BL/6J com 12 semanas de idade e inoculado com 1 x 103 UFC de uma cepa bioluminescente da bactéria Staphylococcus aureus Xen36. Os camundongos são então fotografados longitudinalmente para bioluminescência in vivo nos dias de pós-operatório 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 e 35. Sinais de imagem de bioluminescência (BLI) de um campo de visão padronizado são quantificados para medir a carga bacteriana in vivo.
Para quantificar as bactérias aderidas aos implantes e ao tecido peri-implantar, camundongos são eutanasiados e o implante e o tecido mole circundante são colhidos. As bactérias são destacadas do implante por sonicação, cultivadas durante a noite e, em seguida, as unidades formadoras de colônias (UFCs) são contadas. Os resultados obtidos a partir deste método incluem contagens bacterianas longitudinais medidas pela bioluminescência de S. aureus in vivo (fluxo máximo médio) e contagens de UFC após eutanásia.
Enquanto modelos animais anteriores de infecção instrumentada da coluna vertebral envolveram análise invasiva ex vivo de tecido, o modelo de SII em camundongos apresentado neste artigo aproveita imagens ópticas in vivo não invasivas e em tempo real de bactérias bioluminescentes para substituir o estudo de tecido estático. As aplicações do modelo são amplas e podem incluir a utilização de cepas bacterianas bioluminescentes alternativas, a incorporação de outros tipos de camundongos geneticamente modificados para estudar contemporaneamente a resposta imune do hospedeiro e avaliar as atuais ou investigar novas modalidades diagnósticas e terapêuticas, como antibióticos ou revestimentos de implantes.

O procedimento aqui apresentado foi utilizado para avaliar a eficácia de esquemas de antibióticos em um modelo in vivo de SII em camundongos. Especificamente, a eficácia da antibioticoterapia combinada vancomicina e rifampicina foi comparada à vancomicina em monoterapia e controles infectados não tratados.
Antes da cirurgia, os camundongos foram randomizados para terapia combinada, monoterapia ou controle infectado. Uma análise de poder estatístico foi realizada para calcular o tamanho da amos...

O protocolo descreve um novo modelo in vivo de infecção de implante espinhal em camundongos, onde um implante de fio k de aço inoxidável é infectado com Staphylococcus aureus Xen36 bioluminescente. A carga bacteriana é monitorada longitudinalmente com imagens bioluminescentes e confirmada com contagens de unidades formadoras de colônias após a eutanásia.

Modelo in vivo de infecção de implante espinhal em camundongos

Spine implant infections portend poor outcomes as diagnosis is challenging and surgical eradication is at odds with mechanical spinal stability. The ...

A infecção pós-operatória é uma complicação devastadora da cirurgia da coluna vertebral. Este modelo de camundongo de infecção por implante espinhal permite que os pesquisadores estudem o efeito do hospedeiro, implante e fatores terapêuticos na infecção. Esta técnica quantifica a carga bacteriana longitudinal em tempo real, de forma humana e eficiente, in vivo.Usando um estoque congelado de S.aureus zen 36, coloque a bactéria em placas de caldo Luria contendo 200 microgramas por mililitro de canamicina e incube por 12 a 16 horas a 37 graus Celsius. No final da incubação, cultive individualmente colônias únicas da cultura de S. aureus zen 36 em caldo de soja tríptico contendo 200 microgramas por mililitro de canamicina por 12 a 16 horas a 37 graus Celsius e 200 rotações por minuto. No dia seguinte, diluir a cultura em caldo fresco na proporção de um para 50 e cultivar a bactéria por mais duas horas para permitir o isolamento das bactérias da fase logarítmica intermediária.No final da incubação, peletizar as células bacterianas por centrifugação e lavá-las três vezes em um mililitro de PBS fresco por lavagem. Após a última lavagem, medir a absorvância a 600 nanômetros. A densidade óp

in-vivo-mouse-model-of-spinal-implant-infection

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Medicina

Um protocolo minimamente invasiva para estabilizar a coluna vertebral do mouse e executar...

Em Imaging vivo do Cordão do rato Spinal Usando Two-photon Microscopia

Neste vídeo, desenvolvemos um modelo de camundongo in vivo para invasão perineural injetando células cancerígenas pancreáticas no nervo ciático. Este modelo ajuda a quantificar a extensão da invasão e estudar as interações entre células cancerígenas e nervos.

Modelo de Invasão Perineural Murina: Gerando um Modelo In Vivo para Simular a Invasão Perineural no Nervo Ciático de Camundongo

Este vídeo demonstra uma técnica para gerar um modelo murino de infecção de ferida cutânea. Ao infectar camundongos - modificados para expressar uma proteína fluorescente em neutrófilos - com um Staphylococcus aureus bioluminescente geneticamente modificado - uma bactéria patogênica. A carga bacteriana no local da infecção e a dinâmica de recrutamento de neutrófilos podem ser estudadas usando imagens de animais inteiros.

Um modelo de infecção de feridas na pele murina para estudar a resposta imune contra um patógeno bacteriano

Fonte: Pietruczyk, E. A., et al. Laminectomia e implantação de janela da medula espinhal no camundongo. J. Vis. Exp. (2019)Este vídeo demonstra a implantação de uma janela da medula espinhal em um camundongo anestesiado para imagens in vivo. O protocolo estabiliza a medula espinhal exposta usando uma lamínula de borossilicato e uma placa traseira impressa em 3D. Este método permite a microscopia de dois fótons de alta resolução para estudar a dinâmica da barreira hematoencefálica e as...

Implantação de janela da medula espinhal em um camundongo para imagens in vivo

Combinado imagiologia óptica e μCT num modelo de rato com infecção de implante ortopédico, utilizando uma estirpe bioluminescente engenharia de Staphylococcus aureus, desde a capacidade de forma não invasiva e longitudinalmente controlar a dinâmica da infecção bacteriana, assim como a resposta inflamatória correspondente e alterações anatómicas na osso.

Combinado<em&gt; In vivo</em&gt; Optical e μCT imagem para monitorar infecções, inflamações, and Bone Anatomy em uma infecção Orthopaedic Implant em Ratos

Descrevemos no vivo modelo murino de invasão perineural injetando células de câncer pancreático syngeneic no nervo ciático. O modelo permite a quantificação da extensão da invasão do nervo e apoia a investigação dos mecanismos celulares e moleculares de invasão perineural.

Um modelo murino de nervo ciático na Vivo de invasão Perineural

Desenvolvemos um modelo de rato de degeneração de disco intervertebral lombar por ressecção de processos spinous L3–L5, juntamente com ligamentos supra e inter-espinhosos e desprendimento de músculos paraspinos.

Um modelo de mouse de instabilidade lombar

A infecção articular periprotética (PJI) causada por patógenos perigosos é comum na ortopedia clínica. Os modelos animais existentes não conseguem simular com precisão a situação real da PJI. Aqui, estabelecemos um modelo de camundongo PJI associado ao biofilme de Candida albicans para pesquisar e desenvolver novas terapêuticas para PJI.

Modelo de Infecção por Candida albicans em Articulação Periprotética em Camundongos

O presente protocolo descreve o desenvolvimento de um modelo murino reprodutível de glioma medular por meio da injeção de células tumorais no espaço intervertebral, oferecendo uma abordagem mais eficaz e menos invasiva para pesquisa e desenvolvimento terapêutico.

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Um modelo de camundongo exclusivo para avaliação quantitativa da formação de biofilme em implantes cirúrgicos em abscesso subcutâneo

Explore um modelo in vivo de infecção de implante espinhal em camundongos usando Staphylococcus aureus Xen36 bioluminescente. Este método permite monitoramento longitudinal da carga bacteriana em tempo real para pesquisa em neurociência e engenharia biomédica.

Modelo in vivo de infecção de implante espinhal em camundongos

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