Name: Reconstrução do circuito sanguíneo em um modelo de transplante de coração de rato abdominal (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 37 s
Description: Aprenda uma nova técnica cirúrgica de transplante cardíaco heterotópico abdominal em camundongos, reconstruindo o circuito sanguíneo com anastomose da aorta e da veia cava inferior. Este método melhora a observação das respostas aloimunes.

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Agradecemos ao Dr. Yun Xu por sua ajuda como dublador, Dr. Med. Jianhua Peng por sua ajuda na edição de vídeo e Dr. Annika Kuckhahn por seus comentários e apoio. Este trabalho foi apoiado em parte pela Fundação Alemã de Pesquisa (DFG) para promover colaborações internacionais (HO2581/4-1 para AH), e pela Fundação Nacional de Ciência da China (NSFC; #81760291 à FJ).

Todos os experimentos em animais foram realizados seguindo as diretrizes da diretiva 2010/63/UE do Parlamento Europeu sobre proteção de animais usados para fins científicos (Comitê de Ética aprovado, #G1071/09).
NOTA: O trabalho de preparação preliminar, anestesia, assistência pós-operatória e monitoramento são os mesmos realizados nos métodos cirúrgicos tradicionais1,2,4. Os camundongos BALB/c serviram como doadores cardíacos e C57BL/6J como receptores de transplante. Os camundongos tinham idade entre 8 e 12 semanas, pesavam~30 g no transplante e estavam alojados em condições padrão.
1. Etapas preparatórias
<ol><li>Para anestesia, dê isoflurane inalador de camundongos (2%) até dormirem, seguidos de injeções intraperitoneais de cetamina (100 mg/kg) + xilazina (10 mg/kg) + acepromazina (2 mg/kg). Para analgesia pós-operatória, aplique Metamizol (200 mg/kg) p.o. e Carprofen (5 mg/kg) s.c.. NOTA: A aplicação de antibióticos foi abstendo-se de propósito, pois essas substâncias podem influenciar as respostas imunológicas.</li>
	<li>Para cirurgia, use um conjunto de instrumentos microscópicos, incluindo uma micro-tesoura, micro-fórceps, um suporte de agulha e grampos micro hemostáticos. Uma caneta eletrocirúrgica também é necessária. Realize suturas usando tipos de nylon 7/0er, 10/0er e 4/0er.</li>
	<li>Coloque o mouse em uma caixa para inalação de isoflurane (2%) por 40-60 segundos. Determine a profundidade da anestesia apertando a pata com pinças. Se houver uma completa falta de resposta para este estímulo, vá para o próximo passo.</li>
	<li>Uma vez que o rato tenha adormecido, pese o rato.</li>
	<li>Aplique uma injeção intraperitoneal de cetamina (100 mg/kg) + xilazina (10 mg/kg) + acepromazina (2 mg/kg) no rato anestesiado.</li>
	<li>Corte a pele abdominal e coloque o rato na mesa de operação. Realize a desinfecção usando iodeto povidone por 3 vezes, em seguida, drape adequadamente o rato usando uma toalha cirúrgica fenestrated.</li>
</ol>2. Procedimento de operação do doador
<ol><li>Use uma tesoura para cortar a pele do pescoço até o abdômen inferior, e retire toda a camada da pele até a linha média de ambas as axilares.</li>
	<li>Use uma tesoura para cortar os músculos da parede abdominal e mover suavemente as vísceras para a esquerda (da visão do operador). Enrole as vísceras com uma gaze salina imbibed para expor com segurança a cava vena inferior.</li>
	<li>Use uma seringa de 1 mL para injetar 0,4 mL da solução de heparina (contém heparina U de 500 U) lentamente na cava vena inferior e espere 1 minuto antes de puxar a agulha.</li>
	<li>Puxe a agulha e use uma micro-tesoura para cortar tanto a veia cava inferior quanto a aorta abdominal para acelerar a exsanguinação.</li>
	<li>Use uma tesoura para abrir a cavidade torácica realizando um corte em forma de u; expor completamente o coração, pulmões e todos os vasos sanguíneos do tórax.<ol>
<li>Expor a aorta torácica, cortar 1/2 do lúmen e, em seguida, cortar a veia pulmonar para facilitar a irrigação e a drenagem.</li>
		<li>Insira um tubo de irrigação na abertura da aorta torácica, injete pelo menos 2 mL de 4 °C frio histidine-triptofano-cetoglutarate solução cardioplegia (solução HTK custodiol)9 até que o fluxo de veia pulmonar esteja completamente claro e o coração pare completamente de bater.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Retire o tubo de irrigação e desprende o esterno.</li>
	<li>Use micro tesoura para remover o timo e para tirar ligeiramente a gordura ao redor do arco aórtico.</li>
	<li>Use fórceps retos e curvas para expor e ligar o tronco da arteria pulmonalis (no lado direito do arco aórtico) com uma sutura 10/0.</li>
	<li>Use micro fórceps para separar a gordura e o tecido conjuntivo ligado ao IIVC, expor e ligar a veia cava superior (no lado esquerdo do arco aórtico) com uma sutura 7/0 e usar micro tesouras para cortá-la atrás da ligadura.</li>
	<li>Faça uma sutura 7/0 ao redor da base do coração sob o arco aórtico, o IIVC, e ambos os aurículos. Em seguida, liga os ramos da artéria pulmonar e vasos pulmonares venosos.</li>
	<li>Use micro tesouras para transectar o arco aórtico o mais distal possível, os vasos pulmonares sob a ligadura e o IIVC perto do diafragma. Tire o coração do peito.</li>
	<li>Coloque o coração do doador explantado em uma solução de cardioplegia HTK fria de 4 °C e preserve temporariamente.</li>
</ol>3. Procedimento de operação do destinatário
NOTA: As etapas iniciais de operação são semelhantes às mostradas anteriormente para o rato doador, incluindo anestesia e desinfecção.
<ol><li>Realize o corte da pele abdominal de forma transversal, cubra os órgãos abdominais com uma gaze molhada usando solução salina.</li>
	<li>Use micro fórceps para expor a veia cava inferior e a aorta abdominal e libertá-los do tecido adiposo circundante.</li>
	<li>Use micro fórceps para ligadurar ou eletrocauterizar vasos laterais (laterais ou sob a veia/aorta) abaixo dos vasos renais.</li>
	<li>Use fórceps aplicadores de clipe para posicionar dois grampos micro hemostáticos na parte abdominal da veia/aorta provenientes da direita deixando mais de 1 cm de distância para a aorta/veia para garantir espaço para a construção da anastomose entre eles.</li>
	<li>Use micro tesoura para fazer uma incisão na aorta um pouco mais perto do grampo inferior do que do grampo superior. Alternativamente, use uma agulha de 30 G para fazer um pequeno furo e abra-a com micro tesoura.</li>
	<li>Posicione o mouse receptor para que a aorta esteja voltada para o operador com a veia cava do outro lado. Em seguida, coloque o coração na cavidade abdominal e cubra-o com uma pequena almofada de gaze molhada.</li>
	<li>Use uma sutura 10/0 para adaptar e costurar a aorta do doador na aorta receptora começando caudally, fazer um nó e proceder com uma sutura correndo até o topo da incisão (cerca de 4-5 pontos). Em seguida, vire o coração para a direita (do ponto de vista do sujeito), cubra-o novamente e continue a sutura no lado esquerdo até chegar ao final caudal e nó-lo.</li>
	<li>Use um tubo de irrigação para injetar pelo menos 0,5 mL de solução de cardioplegia HTK de 4 °C para lavar o IIVC do doador.</li>
	<li>Use micro-tesoura para cortar um orifício redondo na veia cava inferior abdominal do receptor, que deve ter o mesmo tamanho do lúmen IIVC dos doadores. A incisão deve estar localizada acima da abertura anastomótica aórtica. Faça a incisão da veia maior que a incisão aórtica.</li>
	<li>Use uma sutura 10/0 para costurar o doador IIVC para o receptor vena cava começando caudally. Amarre um nó e realize uma sutura de corrida até que o topo da incisão seja atingido. Use cinco pontos e continue a sutura à esquerda. Por fim, amarre um nó no canto da cauda e aperte cuidadosamente (tenha cuidado para não puxar muito apertado).</li>
	<li>Coloque as pequenas partes da esponja hemostática ao redor da veia e anastomoses aórticos.</li>
	<li>Use fórceps aplicadores de clipe para remover primeiro os grampos micro-hemostáticos superiores e enxaguar a cavidade abdominal com 38,0°C temperado 0,9% cloreto de sódio.</li>
	<li>Use micro fórceps para tirar a esponja hemostática.</li>
	<li>Observe os batimentos cardíacos do coração transplantado.</li>
	<li>Use fórceps para colocar os intestinos de volta na cavidade abdominal e suturas de duas camadas (músculos abdominais seguidos pela pele) para fechar a ferida abdominal com uma sutura 4/0.</li>
	<li>Coloque os ratos em uma câmara de estação de trabalho de controle de oxigênio e temperatura (por exemplo, INVIVO2-400) para fornecer um ambiente quente e rico em oxigênio para os ratos transplantados se recuperarem, esperar que os ratos acordem.</li>
	<li>Para analgesia pós-operatória, dê diretamente metamizol 200 mg/kg por sistema operacional após a operação. Quatro e 16 horas após a operação dão metamizol 200 mg/kg por os+ Carprofen (5mg/kg) s.c. No acompanhamento posterior, dê Carprofen (5 mg/kg) s.c aos camundongos transplantados a cada 24 horas por três dias consecutivos após a operação.</li>
</ol>

<ol><li>Corry, R., Winn, H., Russell, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+heart+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of heart in mice.</a> Transplantation. 16, 343-350 (1973).</li>
<li>Habertheuer, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Donor+tissue-specific+exosome+profiling+enables+noninvasive+monitoring+of+acute+rejection+in+mouse+allogeneic+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Donor tissue-specific exosome profiling enables noninvasive monitoring of acute rejection in mouse allogeneic heart transplantation.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 155 (6), 2479-2489 (2018).</li>
<li>Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Four+decades+of+vascularized+heterotopic+cardiac+transplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Investigative+Surgery%22%5BJournal%5D)">Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse.</a> Journal of Investigative Surgery. 26, 223-228 (2013).</li>
<li>Wu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+technique+for+blood+circuit+reconstruction+in+mouse+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Novel technique for blood circuit reconstruction in mouse heart transplantation model.</a> Microsurgery. 26, 594-598 (2006).</li>
<li>Alamran, F. G., Shahkolahi, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Total+arterial+anastomosis+heterotopic+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation+Proceedings%22%5BJournal%5D)">Total arterial anastomosis heterotopic heart transplantation model.</a> Transplantation Proceedings. 45, 625-629 (2013).</li>
<li>Melanie, L., et al. Potential of Heterotopic Cardiac Transplantation in Mice as a Model for Elucidating Mechanisms of Graft Rejection. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMelanie%2C+L+%22Cardiac+Transplantation%22">Cardiac Transplantation</a>. Moffatt-Bruce, S. D., et al. , IntechOpen (2012).</li>
<li>Westhofen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+heterotopic+heart+transplantation+in+mice+as+a+small+animal+model+to+study+mechanical+unloading+-+Establishment+of+the+procedure%2C+perioperative+management+and+postoperative+scoring%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring.</a> PLoS One. 14 (4), 0214513(2019).</li>
<li>Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Modified+Method+for+Heterotopic+Mouse+Heart+Transplantion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion.</a> Journal of Visualized Experiments. (88), e51423(2014).</li>
<li>Mokbel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histidine-Tryptophan-Ketoglutarate+Solution+for+Donor+Heart+Preservation+Is+Safe+for+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Histidine-Tryptophan-Ketoglutarate Solution for Donor Heart Preservation Is Safe for Transplantation.</a> Annals of Thoracic Surgery. 109 (3), 763-770 (2020).</li>
<li>Song, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+Suture+Technique+in+a+Mouse+Heart+Transplant+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Asian+Journal+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Modified Suture Technique in a Mouse Heart Transplant Model.</a> Asian Journal of Surgery. 34 (2), 86-91 (2011).</li>
<li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+graft+function+in+rodent+models+of+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation.</a> Microsurgery. 28 (7), 565-570 (2008).</li>
<li>Wu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cold+storage+using+a+new+histidine-tryptophan-ketoglutarate-based+preservation+solution+in+isogeneic+cardiac+mouse+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22European+Heart+Journal%22%5BJournal%5D)">cold storage using a new histidine-tryptophan-ketoglutarate-based preservation solution in isogeneic cardiac mouse grafts.</a> European Heart Journal. 32 (4), 509-516 (2011).</li>
<li>Türk, T. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduction+of+chronic+graft+injury+with+a+new+HTK-based+preservation+solution+in+a+murine+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Cryobiology%22%5BJournal%5D)">Reduction of chronic graft injury with a new HTK-based preservation solution in a murine heart transplantation model.</a> Cryobiology. 64 (3), 273-278 (2012).</li>
</ol>

A técnica cirúrgica do transplante de coração abdominal heterotópico em camundongos é muito desafiadora e isso implica uma restrição ao uso generalizado deste modelo.
Uma das desvantagens da técnica convencional é o comprimento limitante da artéria pulmonar do doador (PA). É geralmente de cerca de 2 mm de comprimento, enquanto o comprimento do IIVC do coração doador usado em nosso modelo é geralmente de cerca de 1 cm (Figura 2). Isso significa que, no modelo modif...

A técnica cirúrgica de transplante de coração abdominal heterotópico em camundongos representa um modelo padrão para pesquisa em imunologia de transplante1,2,3. No entanto, é muito desafiador realizar e isso implica uma restrição ao uso generalizado deste modelo4,5.
No transplante tradicional de coração de camundongo (THTx), a aorta doadora e a aorta abdominal receptora são anastomosas enquanto a artéria pulmonar é anastomosada para o receptor inferior vena cava6,7,8.
Nesta técnica modificada de transplante de coração de camundongo, a aorta doadora é anastomosada ao receptor abdominal aorta e o doador IIVC é anastomosado ao receptor vena cava inferior(3,4,6) ( Figura2 e Figura 3).

<table><tbody><tr><td>Agulhas 30G</td><td>Braun</td><td>456300</td><td></td></tr><tr><td>acepromazina</td><td>CP Pharma</td><td>Tranquisol P</td><td></td></tr><tr><td>BALB/c AnNCrl camundongos</td><td>Charles River. Alemanha</td><td>sem número de</td><td></td>catálogo</tr><tr><td>Pomada para os olhos Bepanthen</td><td>Haus-Apotheke</td><td>PZN 01578675</td><td></td></tr><tr><td>Bonn Micro Fórceps</td><td>FST</td><td>11083-07</td><td></td></tr><tr><td>Caixa para dispositivo de isolamento e fornecimento de oxigênio</td><td>RUSKINN</td><td>INVIV</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J&nbsp; camundongos</td><td>Charles River. Alemanha</td><td>sem número de</td><td></td>catálogo</tr><tr><td>Carprofeno</td><td>Zoetis</td><td>Rimadyl 50 mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>CATETER-FEP 26G</td><td>TERUMO</td><td>Surflo-W</td><td></td></tr><tr><td>Pinça Aplicadora de Clipe Estilo</td><td>FST</td><td>18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Pinça Curva</td><td>WPI</td><td>14114-G</td><td></td></tr><tr><td>custodiol/HTK</td><td>Dr. Franz K&ouml; hler Chemie</td><td>sem número</td><td></td>de catálogo</tr><tr><td>Cutasept desinfecção da pele</td><td>VWR</td><td>BODL980365</td><td></td></tr><tr><td>caneta eletrocirúrgica</td><td>Bovie</td><td>CHANGE-A-TIP</td><td></td></tr><tr><td>compressas de gaze, cotonetes</td><td>Lohmann-Rauscher</td><td>13353</td><td></td></tr><tr><td>Tapete de aquecimento</td><td>THERMO MAT PRO 30W</td><td>HTP-30</td><td></td></tr><tr><td>Esponja hemostática</td><td>CuraSpon</td><td>J1276A</td><td></td></tr><tr><td>solução de heparina</td><td>Haus-Apotheke</td><td>PZN 03029820</td><td></td></tr><tr><td>Caixa de gelo</td><td>PETZ</td><td>Número de catálogo disponível</td><td></td></tr><tr><td>Aparelho de anestesia por inalação</td><td>GROPPLER</td><td>BKGM 0616</td><td></td></tr><tr><td>dispositivo de isolamento e fornecimento de oxigênio</td><td>RUSKINN</td><td>INVIV</td><td></td></tr><tr><td>isoflurano</td><td>CP Pharma</td><td>Isofluran CP 1 ml/ml</td><td></td></tr><tr><td>cetamina</td><td>Zoetis</td><td>sem número</td><td></td>de catálogo</tr><tr><td>metamizole</td><td>WDT</td><td>sem número</td><td></td>de catálogo</tr><tr><td>Micro tesoura</td><td>FST</td><td>15000-00,15000-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro Serrefine ( Clamp ) Angulado / 16 mm</td><td>FST</td><td>18055-06</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio</td><td>Leica</td><td>LEICAMZ6</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio leve</td><td>SCHOTT</td><td>KL2500LED</td><td></td></tr><tr><td>Salina solução (NaCl 0,9%)</td><td>Haus-Apotheke</td><td>PZN 06178437</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura</td><td>Peha Instruments</td><td>991083/4</td><td></td></tr><tr><td>placa de Petri pequena</td><td>Sarstedt</td><td>833900</td><td></td></tr><tr><td>Pinça reta</td><td>WPI</td><td>14113-G</td><td></td></tr><tr><td>fita cirúrgica</td><td>BSN</td><td>4120</td><td></td></tr><tr><td>Pinça de amarração de sutura - 10 cm</td><td>FST</td><td>18025-10</td><td></td></tr><tr><td>Suturas(10-0)</td><td>Suturas Medtronic</td><td>N2540</td><td></td></tr>(<tr><td>4-0)</td><td>Suturas ETHILON</td><td>V4940H</td><td></td></tr><tr><td>(7-0)</td><td>Seringa ETHILON</td><td>1647H</td><td></td></tr><tr><td>(0,3 mL)</td><td>Seringa BD</td><td>324826</td><td></td></tr><tr><td>(1 mL)</td><td>BD</td><td>320801</td><td></td></tr><tr><td>xilazina</td><td>Bayer</td><td>Rompun</td><td></td></tr></tbody></table>

reconstrução do circuito sanguíneo em um modelo de transplante de coração de rato abdominal

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

A técnica cirúrgica de transplante de coração abdominal heterotópico em camundongos é um modelo padrão para pesquisa em imunologia de transplante. Aqui, é apresentada a técnica estabelecida para uma reconstrução modificada do circuito sanguíneo em um modelo de transplante de coração abdominal heterotópico. Este método utiliza a veia cava intratorácica inferior (IIVC) em vez da artéria pulmonar do coração doador para a anastomose para a cava vena inferior do receptor. Está facilitando e melhorando as taxas de sucesso para transplante de coração abdominal em camundongos.

Aqui, é apresentada uma técnica modificada de transplante de coração abdominal heterotópico em camundongos que já foi desenvolvido anteriormente em nosso laboratório e que se mostrou útil nos últimos 16 anos. Anteriormente, foi relatado que no total 40 casos de vena cava para veia cava (grupo V-V) em comparação com 40 casos da artéria pulmonar tradicional para vena cava (grupo P-V) procedimento de anastomose4 (Tabela 1) o vaso anastomose levou 20,8±1,3 min no grupo V-V, que foi si...

Uma nova técnica para reconstrução do circuito sanguíneo em um modelo de transplante de coração de camundongo heterotópico é demonstrada.

Reconstrução do circuito sanguíneo em um modelo de transplante de coração de rato abdominal

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

Transplante de coração em camundongos é um modelo valioso para estudar resposta aoimune Aqui, introduzimos uma nova técnica cirúrgica de transplante de coração abdominal heterotópico em camundongos. No transplante tradicional de coração de camundongos, a aorta do doador e a aorta abdominal receptora são anastomosas. A artéria pulmonar é anastomosada para o receptor inferior vena cava.Neste novo transplante de coração de rato. A aorta doadora é anastomosada para o receptor de aorta abdominal e o doador intratorácico inferior vena cava é anastomosed para o receptor inferior vena cava. Agora começamos a demonstração experimental.Depois de colocar o rato na caixa para inalação de isoflurane e anestesia, pese o rato. De acordo com o peso do rato, para dar injeção intraperitoneal de acepromacina de cetamina xilazina para anesthetizar o rato. Fixar e desinfeccionar o rato na mesa de operação quando a anestesia tiver efeito.Corte a pele do pescoço para o abdômen inferior. Corte os músculos da parede abdominal e retire suavemente as vísceras para a esquerda. Em seguida, exponha a veia cava inferior.Injete 0,4 mililitro da solução de heparina lentamente na cava vena inferior e espere por um minuto antes de puxar a agulha. Puxe a agulha e corte tanto a veia cava inferior quanto a aorta abdominal com uma tesoura para acelerar a exsanguinação. Abra a cavidade torácica realizando um corte em forma de u.Exponha completamente o coração, pulmões e todos os vasos sanguíneos do tórax. Exponha a aorta torácica. Corte metade do lúmen.Insira o tubo de irrigação na abertura da aorta torácica. Corte a veia pulmonar para facilitar a irrigação e a drenagem. Injete pelo menos dois milímetros de solução HTK de quatro graus.O coração pára completamente de bater até que o fluxo de veia pulmonar esteja completamente claro. Retire o tubo de irrigação e desprende o esterno. Remova o timo.Levemente despir a gordura ao redor do arco aórtico. Exponha e liga o tronco de arteria pulmonalis com uma sutura de 10 zero. Separe o fato e o tecido conjuntivo ligado na veia cava inferior intratorácica Expom e liga a cava vena superior com sete sutura zero e corte-a atrás da ligadura.Faça uma sutura de sete zero ao redor da base do coração sob o arco aórtico. A veia cava inferior e a aurícula, em seguida, ligam os ramos da artéria pulmonar e os vasos pulmonares venosos. Transecte o arco aórtico o mais distal possível, mas certifique-se de ter um lúmen claro sem as aberturas de galhos laterais.Os vasos pulmonares sob a ligadura e a veia inferior intratorácica cava perto do diafragma. Agora, tire o coração do peito. Coloque o coração do doador explantado em solução HDK fria de 4 graus e para preservar temporariamente.Certifique-se de não estender um tempo de isquemia fria por mais de 60 minutos. Agora, começamos a demonstrar a operação do receptor. As etapas iniciais de operação são semelhantes às mostradas anteriormente para o rato doador, incluindo anestesia e esterilização.Pele abdominal cortada de forma transversal. Após dissecção intestinal, cubra os órgãos abdominais com uma gaze molhada usando solução salina. Exponha a veia cava inferior e a aorta abdominal e liberte-as do tecido adiposo circundante.Se necessário, ligante ou eletrocauterize vasos de galhos laterais sob os vasos renais. Insira as primeiras fórceps micro hemostáticas da direita na parte superior do cérebro e aorta sob os vasos renais. Insira as segundas fórceps micro hemostáticas da direita na parte inferior do cérebro e aorta.Há mais de um centímetro para aorta e espaço venoso para anastomose entre duas fórceps hemostáticas. Faça uma incisão na aorta, um pouco mais perto do grampo inferior do que do grampo superior. Além disso, você pode usar uma agulha de 30G para fazer um pequeno buraco e abri-la com micro tesoura.Coloque o coração na cavidade abdominal. A aorta na visão e a veia cava do outro lado e cobri-la com uma pequena gaze molhada. Adapte-se e costure a aorta do doador à aorta receptora, começando caudally.Faça um nó e prossiga com uma sutura correndo até o topo desta incisão, cerca de quatro a cinco pontos. Em seguida, vire o coração para a direita, cubra-o novamente, e continue a sutura no lado esquerdo até chegar ao final caudal e nó-lo. Use micro tesoura para cortar um orifício redondo na veia cava inferior abdominal do receptor, que deve ter o mesmo tamanho do lúmen intratorácico inferior vena cava do doador.A incisão deve ser localizada craniana à anastomose aórtica planejada. Faça a incisão da veia maior que a incisão aórtica. Flush doador intratorácico inferior vena cava.Costura o doador intratooracic inferior vena cava para o receptor vena cava começando caudally. Amarre um nó e realize uma sutura de corrida até que o topo da incisão seja atingido. Use cinco pontos e continue a sutura à esquerda.Por fim, amarre um nó em um canto da cauda e aperte cuidadosamente. Tenha cuidado para não puxar muito apertado. Coloque pequenas partes da esponja hemostática ao redor da veia e da anastomose aórtica.Retire primeiro a parte inferior e depois os grampos micro hemostáticos superiores e enxágue a cavidade abdominal com cloreto de sódio quente de 0,9%. Tire a esponja hemostática. Observe os batimentos cardíacos do coração transplantado.Se tudo estiver correto, o coração começará a contrair novamente. Coloque os intestinos de volta na cavidade abdominal e feche-o com quatro sutura zero. Forneça um ambiente quente e rico em oxigênio para os ratos transplantados se recuperarem.Em nosso trabalho de pesquisa anterior, relatamos uma comparação de 40 casos globais de veia cava com veia cava versus 40 casos da artéria pulmonar tradicional ao procedimento de anastomose vena cava. O tempo de operação da anastomose do vaso em um grupo de veia cava para veia cava foi significativamente menor em comparação com a artéria pulmonar convencional para o grupo vena cava. A técnica cirúrgica do transplante de coração abdominal heterotópico em camundongos representa um modelo padrão para pesquisa em imunologia de transplante.Esta nova técnica para a reconstrução do circuito sanguíneo apresentada aqui está facilitando o transplante de coração abdominal em camundongos. E isso é chamado de concomitante com isquemia quente reduzida e tempo de rebeating do coração enxertado, melhorando assim a taxa de sucesso deste modelo.

blood-circuit-reconstruction-an-abdominal-mouse-heart-transplantation

Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

O rato modelo de transplante cardíaco heterotópico tem sido comprovada por muitos pesquisadores de ser um método importante para o estudo dos mecanismos de rejeição e de resposta imune. No entanto, as técnicas envolvidas são ainda um desafio. Ao modificar as técnicas padrão que temos tido sucesso com mais de 1.000 transplantes.

Transplante cardíaco heterotópico em ratos

O modelo de transplante de coração de murídeo cervical é bem adequado para imunológico, bem como estudos de lesão de reperfusão de isquemia. Nós modificamos o procedimento usando uma técnica cuff não sutura e realizou mais de 1.000 transplantes de sucesso com essa abordagem.  Aqui, nós fornecemos mais detalhes desta técnica para complementar o vídeo.

Murino Cervical Modelo de coração Transplante usando uma técnica Cuff Modificado

Uma técnica é demonstrada para o procedimento microcirúrgico para transplante heterotópico de corações em camundongos, incluindo métodos simplificados para coleta de doadores e anastomose de vasos receptores.

Um método modificado para heterotópico Rato coração transplante

O manuscrito descreve as etapas necessárias para realizar o transplante cardíaco heterotópico no mouse.

Técnica de transplante heterotópico Murino Coração

A técnica do manguito encurta e facilita o modelo de transplante cardíaco cervical heterotópico em camundongos, evitando anastomoses de sutura tecnicamente desafiadoras de pequenos vasos. Os detalhes técnicos mostrados neste vídeo devem permitir que as pesquisas estabeleçam esse modelo em seus laboratórios.

Heterotopic Cervical Transplante Cardíaco em Ratos

Para estudar o alotransplante combinado de órgãos sólidos e compostos vascularizados, descrevemos um novo modelo heterotópico de transplante de parede torácica, timo e coração em camundongos usando uma técnica de manguito cervical sem sutura.

A Microsurgical Modelo Novel para heterotópico, em bloco da parede torácica, Thymus, e Transplante Cardíaco em Ratos

No presente protocolo, um modelo de transplante cardíaco em camundongos é utilizado para investigar o mecanismo de rejeição do enxerto cardíaco. Neste modelo heterotópico de transplante cardíaco, a eficiência da operação é melhorada, e a sobrevida dos enxertos cardíacos é garantida por uma anastomose cervical término-terminal do implante cardíaco usando uma técnica de Cuff modificada.

Técnica de Cuff Modificada para Modelo de Transplante Cardíaco Heterotópico Cervical:

Modelos de transplante cardíaco de camundongos representam valiosas ferramentas de pesquisa para o estudo da imunologia do transplante. O presente protocolo detalha o transplante cardíaco cervical heterotópico de camundongos que envolve a colocação de manguitos na artéria carótida comum do receptor e no tronco da artéria pulmonar do doador para permitir o fluxo sanguíneo laminar.

Transplante cardíaco cervical heterotópico de camundongo utilizando manguitos vasculares

Este protocolo apresenta uma técnica simplificada de anastomose de sutura ponta a ponta para transplante cardíaco cervical murino, fornecendo um modelo robusto e reprodutível para o estudo da imunologia de transplantes.

Transplante cardíaco de camundongo heterópico cervical usando a técnica de anastomose ponta a lateral para estudar imunologia de transplante

Nós apresentamos uma revisão fácil de estabelecer a técnica de dois manguito clássica para transplante hepático em ratos.

Transplante hepático ortotópico experimental em ratos

Aprenda uma nova técnica cirúrgica de transplante cardíaco heterotópico abdominal em camundongos, reconstruindo o circuito sanguíneo com anastomose da aorta e da veia cava inferior. Este método melhora a observação das respostas aloimunes.

Reconstrução do circuito sanguíneo em um modelo de transplante de coração de rato abdominal

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