Name: Análise do Vasospasmo Cerebral em um Modelo Murine de Hemorragia Subaracnóide com Ultrassom Duplex Transcranial de Alta Frequência (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-03T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 41 s
Description: Aprenda a monitorar vasoespasmo cerebral em camundongos após hemorragia subaracnóide usando ultrassom duplex transcranial de alta frequência. Este método não invasivo permite avaliação longitudinal das velocidades de fluxo sanguíneo.

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Os autores gostariam de agradecer a Stefan Kindel pela preparação das ilustrações do vídeo. PW, MM e SHK foram apoiados pelo Ministério Federal alemão da Educação e da Pesquisa (BMBF 01EO1503). O trabalho foi apoiado por uma Grande Bolsa de Instrumentação da Fundação Alemã de Pesquisa (DFG INST 371/47-1 FUGG). MM foi apoiado por uma subvenção do Else Kröner-Fresenius-Stiftung (2020_EKEA.144).

Os experimentos em animais foram aprovados pelo comitê responsável de cuidados com animais (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz) e conduzidos de acordo com a Lei Alemã de Bem-Estar Animal (TierSchG). Todas as diretrizes internacionais, nacionais e institucionais aplicáveis para o cuidado e o uso dos animais foram seguidas. Neste estudo, foram realizadas medições de velocidades de fluxo sanguíneo de artérias intracranianas e extracranianas em camundongos C57BL/6N femininos de 11 a 12 semanas com peso corporal entre 19 e 21 g. Os camundongos foram submetidos à indução de HAS ou à cirurgia falsa, que foi descrita em detalhes em outros lugares10,12,13.
1. Preparação de materiais
<ol><li>Ligue a máquina de ultrassom e digite a 8h do animal.</li>
	<li>Aqueça a placa de aquecimento do sistema de ultrassom a 37 °C. Certifique-se de que a sonda de temperatura retal está pronta para uso.</li>
	<li>Use um banho de água para aquecer o gel de ultrassom a 37 °C. Prepare creme de depilação, creme de contato para os eletrodos e pomada ocular.</li>
</ol>2. Anestesia
<ol><li>Induzir anestesia colocando o rato em uma câmara lavada com 4% de isoflurane e 40% O2 por 1 min. Proteja os olhos com pomada ocular. Continue somente depois que uma anestesia suficientemente profunda for alcançada (ausência de reações a estímulos de dor).</li>
	<li>Mantenha anestesia com isoflurane de 1,5% e 40% O2 usando uma máscara de anestesia durante todo o procedimento.</li>
</ol>3. Determinação das velocidades de fluxo sanguíneo das artérias carótidas internas intracranianas com sonografia duplex transcraniana de alta frequência
<ol><li>Coloque o mouse na posição propensa na placa de aquecimento do sistema de ultrassom para manter uma temperatura corporal de 37 °C.</li>
	<li>Cubra as quatro extremidades do animal com pasta condutora e fixe-as com fita nos eletrodos ECG embutidos na placa. Verifique se os parâmetros fisiológicos (ECG, sinal de respiração) são exibidos corretamente na tela do sistema de imagem (por exemplo, Vevo3100). Se necessário, ajuste o nível de anestesia para obter a frequência cardíaca alvo de 400-500 batidas por minuto (bpm).</li>
	<li>Coloque o lubrificante em uma sonda de temperatura retal e insira-o cuidadosamente para monitorar a temperatura corporal. Use uma lâmpada de aquecimento adicional, se necessário.</li>
	<li>Antes do primeiro exame, remova a pele na occiput quimicamente usando creme de depilação. Use um cotonete para espalhar e esfregue o creme por 2 minutos até os cabelos começarem a cair.<ol>
<li>Depois de mais 2 minutos, remova o creme e os cabelos com uma espátula e desinfete a pele com um antisséptico de pele alcoólica. Cubra-o com gel de ultrassom aquecido a 37 °C.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Use um transdutor de matriz linear de 38 MHz e uma taxa de quadros acima de 200 quadros/s para adquirir imagens de ultrassom e fixar a sonda no braço mecânico. Coloque o transdutor na occiput inclinada para trás em 30°.</li>
	<li>Use o modo Brightness-(B)-mode e Color-wave-(CW) Doppler-mode para visualizar a artéria carótida interna intracraniana direita e mover o transdutor com a unidade de controle para trás e para frente, até que o fluxo máximo das artérias seja encontrado.</li>
	<li>Para coletar informações anatômicas, use o modo B-Mode e CW-Doppler tradicionais e comece a ser adquirido clicando no botão Adquirir. <ol>
<li>Para registrar informações sobre as características de fluxo dos vasos intracranianos clique no botão Doppler Pulse-Wave (PW), coloque o volume da amostra no centro da embarcação e adquira um loop cine com mais de 3 s.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Prossiga de forma idêntica com o lado esquerdo.</li>
	<li>Prossiga com as artérias carótidas extracranais.</li>
</ol>4. Determinação das velocidades de fluxo sanguíneo das artérias carótidas internas extracranais com sonografia duplex de alta frequência
<ol><li>Coloque o mouse na posição supina na placa de aquecimento do sistema de ultrassom para manter uma temperatura corporal de 37 °C.</li>
	<li>Cubra as quatro extremidades do animal com pasta condutora e fixe-as com fita nos eletrodos ECG embutidos na placa. Verifique novamente se há uma exibição correta dos parâmetros fisiológicos na tela.</li>
	<li>Antes do primeiro exame, remova quimicamente o cabelo do pescoço frontal usando creme de depilação como descrito acima. Cubra o pescoço dianteiro com gel de ultrassom aquecido a 37 °C.</li>
	<li>Use um transdutor de matriz linear de 38 MHz e uma taxa de quadros acima de 200 quadros/s para adquirir imagens de ultrassom. Coloque o transdutor paralelamente ao animal e ajuste a posição para obter imagens longitudinais da artéria carótida direita.</li>
	<li>Use o modo Brightness-(B)-mode e o modo Doppler de onda colorida para visualizar a artéria carótida direita. A imagem deve conter a artéria carótida comum direita (RCC), a artéria carótida interna direita (RICA) e a artéria carótida externa direita (RECA).</li>
	<li>Para coletar informações anatômicas, use o modo B-Mode e CW-Doppler tradicionais e comece a ser adquirido clicando no botão Adquirir. <ol>
<li>Para registrar informações sobre as características de fluxo da artéria carótida extracranal clique no botão Doppler Pulse-Wave (PW), coloque o volume amostral no centro do meio da artéria carótida comum, a artéria carótida interna e a artéria carótida externa e adquira um laço de cine com mais de 3 s.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Prossiga de forma idêntica com o lado esquerdo.</li>
	<li>Termine a anestesia e remova o animal da placa de aquecimento. Volte o animal para uma gaiola colocada em uma incubadora aquecida a 37 °C durante 1 hora para evitar hipotermia e verifique se há recuperação completa.</li>
</ol>5. Processamento de dados de ultrassonografia
<ol><li>Use uma estação de trabalho externa para pós-processamento dos dados de ultrassom de alta frequência. Exporte as imagens e loops de cine do modo B, do modo CW-Doppler e do modo PW-Doppler.</li>
	<li>Abra o estudo de ultrassom exportado. Selecione um animal e abra o laço cine PW-Doppler da artéria carótida intracraniana. Neste protocolo normalmente são registrados 7 a 8 batimentos cardíacos e curvas correspondentes de velocidade de fluxo.</li>
	<li>Pause o loop do cine e clique no botão Medição. Escolha o Pacote Vascular e clique em PSV rico para medir o pico de pressão sistólica (PSV). Agora clique à esquerda no pico de uma curva de velocidade e puxe a linha reta para a linha zero. Determine a medição por um clique com o botão direito do mouse.</li>
	<li>Agora escolha rica EDV para medir a velocidade enddiastólica (EDV). Clique à esquerda na erupção cutânea mínima da curva de velocidade no final da diastole. Puxe a linha diretamente para a linha zero e determine a medição por um clique com o botão direito do mouse.</li>
	<li>Escolha o VTI rico para medir o tempo de velocidade integral (VTI). Clique à esquerda no início de uma curva de velocidade e siga a curva com o mouse até o final do planalto diastólico. Em seguida, clique novamente à direita para determinar a medição.</li>
	<li>Exporte os dados das artérias carótidas internas intracerebral usando o botão de relatório. Pressione exportar e salve os dados como um arquivo VSI Report.</li>
	<li>Use a mesma abordagem para medir PSV, EDV e VTI das artérias carótidas internas extracranais certas e exportar os dados em conformidade.</li>
	<li>Prossiga de forma idêntica com o lado esquerdo.</li>
</ol>

<ol><li>Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Spontaneous subarachnoid haemorrhage.</a> Lancet. 389 (10069), 655-666 (2017).</li>
<li>Macdonald, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delayed+neurological+deterioration+after+subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neurology%22%5BJournal%5D)">Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage.</a> Nature Reviews Neurology. 10 (1), 44-58 (2014).</li>
<li>Francoeur, C. L., Mayer, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Management+of+delayed+cerebral+ischemia+after+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care%22%5BJournal%5D)">Management of delayed cerebral ischemia after subarachnoid hemorrhage.</a> Critical Care. 20 (1), 277(2016).</li>
<li>van Lieshout, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+introduction+to+the+pathophysiology+of+aneurysmal+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgical+Review%22%5BJournal%5D)">An introduction to the pathophysiology of aneurysmal subarachnoid hemorrhage.</a> Neurosurgical Review. , (2017).</li>
<li>Altay, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+subarachnoid+hemorrhage+to+induce+vasospasm+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice.</a> J Neurosci Methods. 183 (2), 136-140 (2009).</li>
<li>Momin, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlled+delivery+of+nitric+oxide+inhibits+leukocyte+migration+and+prevents+vasospasm+in+haptoglobin+2-2+mice+after+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Controlled delivery of nitric oxide inhibits leukocyte migration and prevents vasospasm in haptoglobin 2-2 mice after subarachnoid hemorrhage.</a> Neurosurgery. 65 (5), 937-945 (2009).</li>
<li>Froehler, M. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage+in+haptoglobin+2-2+mice+can+be+prevented+with+a+glutathione+peroxidase+mimetic%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Vasospasm after subarachnoid hemorrhage in haptoglobin 2-2 mice can be prevented with a glutathione peroxidase mimetic.</a> Journal of Clinical Neuroscience. 17 (9), 1169-1172 (2010).</li>
<li>Provencio, J. J., Altay, T., Smithason, S., Moore, S. K., Ransohoff, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Depletion+of+Ly6G%2FC%28%2B%29+cells+ameliorates+delayed+cerebral+vasospasm+in+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroimmunology%22%5BJournal%5D)">Depletion of Ly6G/C(+) cells ameliorates delayed cerebral vasospasm in subarachnoid hemorrhage.</a> Journal of Neuroimmunology. 232 (1-2), 94-100 (2011).</li>
<li>Kamp, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+a+murine+single-blood-injection+SAH+model%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Evaluation of a murine single-blood-injection SAH model.</a> PLoS One. 9 (12), 114946(2014).</li>
<li>Luh, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Contractile+Apparatus+Is+Essential+for+the+Integrity+of+the+Blood-Brain+Barrier+After+Experimental+Subarachnoid+Hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Stroke+Research%22%5BJournal%5D)">The Contractile Apparatus Is Essential for the Integrity of the Blood-Brain Barrier After Experimental Subarachnoid Hemorrhage.</a> Translational Stroke Research. , (2018).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Volumetric+Method+for+Quantification+of+Cerebral+Vasospasm+in+a+Murine+Model+of+Subarachnoid+Hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Volumetric Method for Quantification of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage.</a> Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large+Vessel+Vasospasm+Is+Not+Associated+with+Cerebral+Cortical+Hypoperfusion+in+a+Murine+Model+of+Subarachnoid+Hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Stroke+Research%22%5BJournal%5D)">Large Vessel Vasospasm Is Not Associated with Cerebral Cortical Hypoperfusion in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage.</a> Translational Stroke Research. , (2018).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutrophils+mediate+early+cerebral+cortical+hypoperfusion+in+a+murine+model+of+subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Neutrophils mediate early cerebral cortical hypoperfusion in a murine model of subarachnoid haemorrhage.</a> Scientific Reports. 9 (1), 8460(2019).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Volumetric+analysis+of+intracranial+vessels%3A+a+novel+tool+for+evaluation+of+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Comput+Assist+Radiol+Surg%22%5BJournal%5D)">Volumetric analysis of intracranial vessels: a novel tool for evaluation of cerebral vasospasm.</a> Int J Comput Assist Radiol Surg. 14 (1), 157-167 (2019).</li>
<li>Washington, C. W., Zipfel, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Participants+in+the+International+Multi-disciplinary+Consensus+Conference+on+the+Critical+Care+Management+of+Subarachnoid%2C+H.+Detection+and+monitoring+of+vasospasm+and+delayed+cerebral+ischemia%3A+a+review+and+assessment+of+the+literature%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroCritical+Care%22%5BJournal%5D)">Participants in the International Multi-disciplinary Consensus Conference on the Critical Care Management of Subarachnoid, H. Detection and monitoring of vasospasm and delayed cerebral ischemia: a review and assessment of the literature.</a> NeuroCritical Care. 15 (2), 312-317 (2011).</li>
<li>Greke, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Image-guided+transcranial+Doppler+sonography+for+monitoring+of+defined+segments+of+intracranial+arteries%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgical+Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Image-guided transcranial Doppler sonography for monitoring of defined segments of intracranial arteries.</a> Journal of Neurosurgical Anesthesiology. 25 (1), 55-61 (2013).</li>
<li>Neulen, A., Prokesch, E., Stein, M., Konig, J., Giese, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Image-guided+transcranial+Doppler+sonography+for+monitoring+of+vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurology+and+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Image-guided transcranial Doppler sonography for monitoring of vasospasm after subarachnoid hemorrhage.</a> Clinical Neurology and Neurosurgery. 145, 14-18 (2016).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Image-Guided+Transcranial+Doppler+Ultrasound+for+Monitoring+Posthemorrhagic+Vasospasms+of+Infratentorial+Arteries%3A+A+Feasibility+Study%5BTitle%5D)+AND+%22World+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Image-Guided Transcranial Doppler Ultrasound for Monitoring Posthemorrhagic Vasospasms of Infratentorial Arteries: A Feasibility Study.</a> World Neurosurgery. 134, 284-291 (2020).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlation+of+cardiac+function+and+cerebral+perfusion+in+a+murine+model+of+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Correlation of cardiac function and cerebral perfusion in a murine model of subarachnoid hemorrhage.</a> Scientific Reports. 11 (1), 3317(2021).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+segmentation-based+volumetric+approach+to+localize+and+quantify+cerebral+vasospasm+based+on+tomographic+imaging+data%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A segmentation-based volumetric approach to localize and quantify cerebral vasospasm based on tomographic imaging data.</a> PLoS One. 12 (2), 0172010(2017).</li>
<li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+Review+of+In+Vivo+Animal+Models+of+Subarachnoid+Hemorrhage%3A+Species%2C+Standard+Parameters%2C+and+Outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Stroke+Research%22%5BJournal%5D)">Systematic Review of In Vivo Animal Models of Subarachnoid Hemorrhage: Species, Standard Parameters, and Outcomes.</a> Translational Stroke Research. , (2018).</li>
<li>Figueiredo, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+digital+subtraction+angiography%2C+micro-computed+tomography+angiography+and+magnetic+resonance+angiography+in+the+assessment+of+the+cerebrovascular+system+in+live+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neuroradiology%22%5BJournal%5D)">Comparison of digital subtraction angiography, micro-computed tomography angiography and magnetic resonance angiography in the assessment of the cerebrovascular system in live mice.</a> Clinical Neuroradiology. 22 (1), 21-28 (2012).</li>
<li>Lindegaard, K. F., Nornes, H., Bakke, S. J., Sorteberg, W., Nakstad, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+vasospasm+diagnosis+by+means+of+angiography+and+blood+velocity+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neurochirurgica%22%5BJournal%5D)">Cerebral vasospasm diagnosis by means of angiography and blood velocity measurements.</a> Acta Neurochirurgica. 100 (1-2), 12-24 (1989).</li>
<li>Cassia, G. S., Faingold, R., Bernard, C., Sant'Anna, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+hypoxic-ischemic+injury%3A+sonography+and+dynamic+color+Doppler+sonography+perfusion+of+the+brain+and+abdomen+with+pathologic+correlation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Roentgenology%22%5BJournal%5D)">Neonatal hypoxic-ischemic injury: sonography and dynamic color Doppler sonography perfusion of the brain and abdomen with pathologic correlation.</a> American Journal of Roentgenology. 199 (6), 743-752 (2012).</li>
<li>Shen, Q., Stuart, J., Venkatesh, B., Wallace, J., Lipman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inter+observer+variability+of+the+transcranial+Doppler+ultrasound+technique%3A+impact+of+lack+of+practice+on+the+accuracy+of+measurement%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Monitoring+and+Computing%22%5BJournal%5D)">Inter observer variability of the transcranial Doppler ultrasound technique: impact of lack of practice on the accuracy of measurement.</a> Journal of Clinical Monitoring and Computing. 15 (3-4), 179-184 (1999).</li>
</ol>

Os autores não declaram interesses concorrentes.

Até onde sabemos, este estudo é o primeiro a apresentar um protocolo de monitoramento do vasospasmo cerebral em um modelo murino de SAH com ultrassom Duplex codificado por cores transcranais de alta frequência. Mostramos que este método pode medir um aumento das velocidades de fluxo sanguíneo intracraniano após a indução de SAH em camundongos. Na medicina humana este fenômeno é bem conhecido3,15. Vários estudos clínicos têm demonstrado que as velocidades elevadas...

A hemorragia subaracnóide espontânea (SAH) é uma forma de derrame hemorrágico causado principalmente pela ruptura de um aneurisma intracraniano1. O desfecho neurológico é influenciado principalmente por dois fatores: lesão cerebral precoce (EBI), causada pelos efeitos do sangramento e da isquemia cerebral global transitória associada, e isquemia cerebral retardada (ICD), que ocorre durante as semanas seguintes ao sangramento2,3. O ICD foi relatado para afetar até 30% dos pacientes de HAS2. A fisiopasiologia do ICD envolve vasospasmo cerebral angiográfico, microcirculação perturbada causada por microvasospasmos e microtrombose, depressões corticais e efeitos desencadeados pela inflamação4. Infelizmente, a fisiopatologia exata permanece incerta e não há tratamento disponível que efetivamente previne o DCI3. Portanto, o ICD é investigado em muitos estudos clínicos e experimentais.
Atualmente, a maioria dos estudos experimentais sobre HAS utiliza pequenos modelos animais, especialmente em camundongos5,6,7,8,9,10,11,12,13. Nesses estudos, o vasospasmo cerebral é frequentemente investigado como ponto final. É comum determinar o grau de vasospasmo ex vivo. Isso porque faltam métodos não invasivos para exame in vivo do vasospasmo cerebral que requerem pouco tempo de anestesia e impondo pouca angústia aos animais. No entanto, o exame do vasospasmo cerebral in vivo seria vantajoso. Isso porque permitiria estudos longitudinais in vivo sobre vasospasmo em camundongos (ou seja, imagem de vasospasmo cerebral em diferentes pontos de tempo durante os dias após a indução de SAH). Isso aumentaria a comparabilidade dos dados adquiridos em diferentes pontos de tempo. Além disso, usar um desenho de estudo longitudinal é uma estratégia para reduzir o número de animais.
Aqui demonstramos o uso de ultrassom transcranário de alta frequência para determinar o fluxo sanguíneo em artérias cerebrais em camundongos. Mostramos que, semelhante à sonografia doppler transcraniana (TCD) ou sonografia duplex codificada por cores transcranianas (TCCD) na prática clínica14,15,16,17,18, este método pode ser usado para monitorar o vasospasmo cerebral medindo as velocidades de fluxo sanguíneo das artérias intracranianas após a indução da SAH no modelo murina.

<table><tbody><tr><td>Creme de depilação Balea</td><td>Balea; Alemanha</td><td>ASIN B0759XM39V</td><td>creme de depilação</td></tr><tr><td>C57BL / 6N camundongos</td><td>Janvier; Saint-Berthevin Cedex, França</td><td>n.a.mice</td><td></td></tr> <tr><td>Corneregel</td><td>Bausch& Lomb; Rochester, NY, EUA</td><td></td><td>POMADA 81552983 para os olhos da REF, cotonetes lubrificantes</td></tr><tr><td></td><td>Hecht Assistent; Sondenheim vor der R&ouml; hn, Alemanha</td><td>REF 44302010</td><td>cotonetes</td></tr><tr><td>Ecco-XS navalha</td><td>Tondeo; Soligen, Alemanha</td><td>DE 28693396</td><td>lâmina de barbear</td></tr><tr><td>Creme de eletrodo</td><td>GE; Boston, MA, EUA</td><td>REF</td> 21708318 <td>pasta condutora</td></tr><tr><td>Placa de aquecimento</td><td>Medax; Kiel, Alemanha</td><td>2005-205-01</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Abvie; Wiesbaden, Alemanha</td><td>n.a.a.</td> <td>anestésico volátil</td></tr><tr><td>Leukofix</td><td>BSN médico; Hamburgo, Alemanha</td><td>REF 02137-00</td><td>fita</td></tr><tr><td>Braço mecânico + micromanipulador</td><td>VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA</td><td>P / N 11277</td><td></td></tr><tr><td>Microbac tecidos</td><td>Paul Hartmann AG; Hamburgo, Alemanha</td><td>REF 981387</td><td>tecidos antimicrobianos</td></tr><tr><td>MZ400, transdutor de matriz linear de 38 MHz</td><td>VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA</td><td>Transdutor de ultrassom</td><td>REF 51068-30</td></tr><tr><td>Sonosid</td><td>ASID Bonz GmbH; Herrenberg, Alemanha</td><td>REF 782010</td><td>gel de ultrassonografia</td></tr><tr><td>Plataforma de ultrassom com placa de aquecimento e gravação de ECG</td><td>VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA</td><td>P / N 11179</td><td></td></tr><tr><td>UniVet-Porta</td><td>Groppler; Oberperasberg, Alemanha</td><td>S/N BKGM0437</td><td>vaporizador de isoflurano</td></tr><tr><td>Vevo3100</td><td>VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA</td><td>REF 51073-45</td><td>dispositivo de ultrassonografia</td></tr><tr><td>VevoLab software</td><td>VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA</td> <td>software de avaliação</td> <td>n.a.</td></tr></tbody></table>

análise do vasospasmo cerebral em um modelo murine de hemorragia subaracnóide com ultrassom duplex transcranial de alta frequência

Analysis of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage with High Frequency Transcranial Duplex Ultrasound

O vasospasmo cerebral que ocorre nas semanas após a hemorragia subaracnóide, um tipo de derrame hemorrágico, contribui para isquemia cerebral retardada. Um problema encontrado em estudos experimentais usando modelos murinos de SAH é que faltam métodos para monitoramento in vivo de vasospasmo cerebral em camundongos. Aqui, demonstramos a aplicação de ultrassom de alta frequência para realizar exames de sonografia duplex transcranária em camundongos. Utilizando o método, as artérias carótidas internas (ICA) puderam ser identificadas. As velocidades de fluxo sanguíneo nas ICAs intracranianas foram aceleradas significativamente após a indução de SAH, enquanto as velocidades de fluxo sanguíneo nas ICAs extracranianas permaneceram baixas, indicando vasospasmo cerebral. Em conclusão, o método aqui demonstrado permite o monitoramento in vivo funcional e não invasivo do vasospasmo cerebral em um modelo MURine SAH.

Em 6 camundongos, em 3 dos quais a HAS foi induzida usando o modelo de perfuração de filamento endovascular enquanto 3 obtiveram cirurgia falsa, as velocidades de fluxo sanguíneo da artéria carótida interna intracraniana (ICA) e da ICA extracraniana foram determinadas um dia antes da cirurgia, e 1, 3 e 7 dias após a cirurgia. As medições foram realizadas como parte dos exames de ecocardiografia de outro estudo sob anestesia com isoflurano, mantendo a temperatura corporal a 37 °C19.
<p class="j...

O objetivo deste manuscrito é apresentar um método baseado em sonografia que permita imagens in vivo do fluxo sanguíneo em artérias cerebrais em camundongos. Demonstramos sua aplicação para determinar alterações nas velocidades de fluxo sanguíneo associadas ao vasospasmo em modelos murinos de hemorragia subaracnóide (SAH).

Análise do Vasospasmo Cerebral em um Modelo Murine de Hemorragia Subaracnóide com Ultrassom Duplex Transcranial de Alta Frequência

Cerebral vasospasm that occurs in the weeks after subarachnoid hemorrhage, a type of hemorrhagic stroke, contributes to delayed cerebral ischemia. A ...

O objetivo geral deste procedimento é monitorar o vasospasmo cerebral após hemorragia subaracnóide em camundongos in vivo. Isso é feito pela aplicação de sonografia duplex codificada por cores de alta frequência sob anestesia com isoflurane. Os dados de imagem são processados para determinar as velocidades de fluxo sanguíneo nas artérias carótidas internas intra e extracranais.Uma velocidade acelerada de fluxo sanguíneo intracraniano indica vasospasmo cerebral. Neste estudo, foram realizadas medições de velocidades de fluxo sanguíneo de artérias intracranianas e extracranianas em camundongos do sexo feminino, C57BL/6N com idade entre 11 e 12 semanas. Os camundongos foram submetidos à indução sah ou à cirurgia falsa que foi descrita em detalhes em outros lugares.Para preparar o interruptor do exame de ultrassonografia na máquina de ultrassom e digitar o Y animal.Aqueça a placa de aquecimento do sistema de ultrassom a 37 graus Celsius. Certifique-se de que a sonda de temperatura retal está pronta para uso. Use um banho de água morna para aquecer o gel de ultrassom a 37 graus Celsius.Prepare o creme de depilação, creme de contato para os eletrodos e pomada ocular. Certifique-se de que o transdutor está devidamente montado no braço mecânico e certifique-se de que a câmara de indução de anestesia esteja lavada com 4% de isoflurano e 40% de oxigênio. Induzir anestesia colocando o rato na câmara por um minuto.Proteja os olhos com pomada. Continue somente depois que uma anestesia suficientemente profunda for alcançada. Mantenha anestesia com isoflurano de 1,5% e 40% de oxigênio usando uma máscara de anestesia durante todo o procedimento.No primeiro passo, as velocidades de fluxo sanguíneo das artérias carótidas internas intracranianas são determinadas com sonografia duplex transcraniana de alta frequência. Coloque o mouse na posição propensa na placa de aquecimento do sistema de ultrassom para manter uma temperatura corporal de 37 graus Celsius. Aplique pomada ocular em ambos os lados.Antes do primeiro exame encurte a pele na occiput com uma máquina de barbear elétrica. Em seguida, remova o cabelo restante quimicamente usando creme de depilação. Use um cotonete para espalhar e esfregue o creme por dois minutos até que o cabelo comece a cair.Depois de dois minutos adicionais, retire o creme e o cabelo com uma espátula e desinfete a pele com um antisséptico de pele alcoólica. Cubra as quatro extremidades do animal com pasta condutora e fixe-as com fita nos eletrodos ECG embutidos na placa. Coloque o lubrificante em uma sonda de temperatura retal e insira-o cuidadosamente para monitorar a temperatura corporal, usando lâmpada de aquecimento adicional, se necessário.Verifique se os parâmetros fisiológicos, ECG e sinal de respiração são exibidos corretamente na tela do sistema de ultrassom. Se necessário, o nível de anestesia pode ser ajustado para obter a frequência cardíaca alvo de 4 a 500 batimentos por minuto. Cubra-o com gel de ultrassom.Use um transdutor de matriz linear e uma taxa de quadros acima de 200 quadros por segundo para adquirir imagens de ultrassom e montá-lo no braço mecânico. Coloque o transdutor na occiput inclinada para trás em 30 graus. Use o modo B e o modo CW-Doppler para visualizar a artéria carótida interna intracraniana direita e mover o transdutor com a unidade de controle para frente e para trás até encontrarmos o fluxo máximo das artérias.Para coletar informações anatômicas, use o modo B tradicional e o modo CW-Doppler e comece a aquisição clicando no botão de aquisição. Para registrar informações sobre as características de fluxo dos vasos intracranianos clique no botão doppler de onda de pulso, coloque um volume de amostra no centro da embarcação e adquira um loop cine por mais de três segundos. Prossiga de forma idêntica com o lado esquerdo.No próximo passo, as velocidades de fluxo sanguíneo das artérias carótidas internas extracranais são determinadas com sonografia duplex de alta frequência. Coloque o mouse na posição supina na placa de aquecimento do sistema de ultrassom para manter uma temperatura corporal de 37 graus Celsius. Antes do primeiro exame, remova o cabelo da frente do pescoço com uma máquina de barbear elétrica.Em seguida, remova o cabelo restante quimicamente usando creme de depilação como descrito anteriormente. Cubra as quatro extremidades do animal com pasta condutora e fixe-as com fita nos eletrodos ECG embutidos na placa. Coloque o lubrificante em uma sonda de temperatura retal e insira-o cuidadosamente para monitorar a temperatura corporal.Usando lâmpada de aquecimento adicional, se necessário. Verifique novamente se há uma exibição correta dos parâmetros fisiológicos na tela. Cubra a frente do pescoço com gel de ultrassom aquecido a 37 graus Celsius.Coloque o transdutor paralelamente ao animal e ajuste a posição para obter imagens longitudinais da artéria carótida direita. Use o modo B CW-Doppler para visualizar a artéria carótida direita. A imagem deve conter a artéria carótida comum direita, a artéria carótida interna direita e a artéria carótida externa direita.Para coletar informações anatômicas, use o modo B tradicional e o modo CW-Doppler e comece a aquisição clicando no botão de aquisição. Para registrar informações sobre as características de fluxo da artéria carótida extracranal clique no botão doppler de onda de pulso, coloque o volume da amostra no centro da artéria carótida comum, a artéria carótida interna e a artéria carótida externa e adquira um laço cine por mais de três segundos. Prossiga de forma idêntica com o lado esquerdo.Termine a anestesia e retire o animal da placa de aquecimento e coloque-o em uma gaiola, colocado em uma incubadora aquecida a 36 graus Celsius por uma hora para evitar hipotermia e verificar se há recuperação completa. O próximo passo é processar os dados da ultrassonografia. Utilização de estação de trabalho externa para pós-processamento dos dados de ultrassom de alta frequência.Exporte as imagens do modo B, do modo CW-Doppler e do modo PW-Doppler e loops cine para o software Vevo LAB. Abra o estudo de ultrassom exportado. Selecione um animal e abra o laço cine PW-Doppler da artéria carótida intracraniana.Neste protocolo normalmente são registrados sete a oito batimentos cardíacos em curvas correspondentes de velocidade de fluxo. Pausa o laço do cine e clique no botão de medição. Escolha o pacote vascular e clique em PSV RICO para medir o pico de pressão sistólica da artéria carótida intracraniana direita.Agora clique à esquerda no pico de uma curva de velocidade e puxe a linha reta para a linha zero. Determine a medição por um clique com o botão direito do mouse. Agora escolha rica EDV para medir a velocidade diastólica final.Clique à esquerda na erupção cutânea mínima da curva de velocidade no final da diastole. Puxe a linha diretamente para a linha zero e determine a medição por um clique com o botão direito do mouse. Escolha o RICO VTI para medir o tempo de velocidade integral.Clique à esquerda no início de uma curva de velocidade e siga a curva com um mouse até o final do planalto diastólico. E, em seguida, clique à direita novamente para determinar a medição. Exporte os dados das artérias carótidas internas intracerebral usando o botão de relatório.Pressione a exportação e salve os dados como um arquivo de relatório VSI. Use a mesma abordagem para medir PSV, EDV e VTI das artérias carótidas internas extracranais certas e exportar os dados em conformidade. Proceda de forma idêntica com o lado esquerdo e use LICA PSV, EDV e VTI.Em cinco camundongos e três dos quais a HAS foi induzida enquanto dois obtêm uma cirurgia falsa as velocidades de fluxo sanguíneo da artéria interna intracraniana e da artéria carótida interna extracraniana foi determinada um dia antes da cirurgia e um, três e sete dias após a cirurgia. Antes da cirurgia, as velocidades de fluxo sanguíneo extra e intracraniano, bem como a razão do fluxo sanguíneo intra e extracraniano eram semelhantes entre os animais SAH e sham. No primeiro dia após a indução da HAS não houve grandes alterações nas velocidades de fluxo sanguíneo intra ou extracranal ou nas relações entre o fluxo sanguíneo intra e extracranário.Nos dias três e sete, as velocidades intracranianas de fluxo sanguíneo da artéria carótida interna aumentaram acentuadamente e dois dos animais sah indicando vasospasmo cerebral após SAH. Como as velocidades de fluxo sanguíneo extracrania permaneceram quase inalteradas, as proporções de velocidades de fluxo sanguíneo intra e extracranal também aumentaram significativamente no sétimo dia nos animais da HAS indicando vasospasmo cerebral. Em conclusão, a sonografia duplex transcraniana codificada por cores de alta frequência pode ser usada para realizar medições in vivo das velocidades do fluxo sanguíneo intracraniano em camundongos.Semelhante à situação em pacientes humanos, as velocidades de fluxo sanguíneo intracraniano aceleram em camundongos após a SAH indicar vasospasmo. O método ultra sonográfico mostrado aqui é rápido e de pouca invasividade. Permite estudos longitudinais de vasospasmo em modelos murine SAH.

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Um Modelo de Rato Baixa Mortalidade para Avaliar vasoespasmo cerebral adiada após hemorragia subaracnóide Experimental

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O objetivo deste artigo é apresentar um método que permite uma reconstrução 3-dimensional da árvore vascular em ratos após micro computado tomografia computadorizada e determinação de volumes de segmentos de toda embarcação que podem ser usados para quantificar o vasoespasmo cerebral em modelos de murino de hemorragia subaracnoide.

Um método volumétrico para quantificação de vasoespasmo Cerebral em um modelo murino de hemorragia subaracnoide

Descrevemos neste protocolo um modelo de rato de hemorragia subaracnóide padronizada (SAH) por uma dupla injeção de sangue total autólogo na cisterna magna. O alto grau de padronização do procedimento de dupla injeção representa um modelo médio-agudo de HAS com relativa segurança em relação à mortalidade.

Dupla injeção direta de sangue na Cisterna Magna como modelo de hemorragia subaracnóide

O ultrassom doppler transcranário funcional complementa outras modalidades de imagem funcional, com sua alta resolução temporal de alterações induzidas por estímulo no fluxo sanguíneo cerebral dentro das artérias cerebrais basais. Este artigo métodos fornece instruções passo a passo para o uso de ultrassom doppler transcranário funcional para realizar um experimento de imagem funcional.

Ultrassom doppler transcranial funcional para monitoramento do fluxo sanguíneo cerebral

Aqui apresentamos um modelo padronizado de rato SAH, induzido pela perfuração de filamento endovascular, combinado com ressonância magnética (RM) 24 h após a operação para garantir o local correto do sangramento e excluir outras patologias intracranianas relevantes.

Modelo de perfuração endovascular para hemorragia subaracnóide combinada com ressonância magnética (RM)

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Ultrassom duplex transcraniano codificado por cores Point of Care da artéria cerebral média

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Estabelecimento de uma trombose do seio sagital superior induzida por cloreto férrico modificado

Funcional Doppler transcraniano (fTCD) é uma técnica de ultra-som simples e não invasivo, que pode ser usado para avaliar a lateralização das funções cognitivas, especialmente a linguagem, e é adequado para uso em crianças.

Avaliação da lateralização cerebral em crianças usando Funcional ultra-som Doppler transcraniano (fTCD)

O modelo de injeção de sangue autólogo de hemorragia intracerebral em camundongos descritos neste protocolo usa a técnica de injecção dupla para minimizar o risco de refluxo de sangue até a faixa de agulha, não anticoagulantes no sistema de bombeamento, e elimina todo o espaço morto e tubos expansíveis no sistema.

Injeção de sangue autólogo de Modelo hemorragia intracerebral espontânea em ratos

Aprenda a monitorar vasoespasmo cerebral em camundongos após hemorragia subaracnóide usando ultrassom duplex transcranial de alta frequência. Este método não invasivo permite avaliação longitudinal das velocidades de fluxo sanguíneo.

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