Name: Transplante ortotópico de pulmão esquerdo em modelo suíno juvenil para PESL (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-02-14T13:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 55 s
Description: Aprenda o transplante ortotópico de pulmão esquerdo em modelo suíno juvenil para pesquisa de perfusão pulmonar ex situ. Este protocolo detalha técnicas anestésicas e cirúrgicas para avaliação funcional in vivo.

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Esta pesquisa é financiada em nome da Fundação Hospital Universitário.

Todos os procedimentos foram realizados de acordo com as diretrizes do Conselho Canadense de Cuidados com Animais e o guia para cuidados e uso de animais de laboratório. Os protocolos foram aprovados pelo comitê institucional de cuidados com animais da Universidade de Alberta. Este protocolo foi aplicado em fêmeas juvenis de porcos Yorkshire entre 35-50 kg. Os porcos são espécimes livres de patógenos e de grau alimentício. Eles são comprados do Centro de Pesquisa e Tecnologia de Suínos em Edmonton, AB, Canadá (https://srtc.ualberta.ca). Todos os indivíduos envolvidos nos procedimentos de ESLP receberam treinamento adequado em biossegurança.
1. Preparos pré-cirúrgicos e anestesia
NOTA: Os porcos são jejuados durante a noite antes da cirurgia por uma duração máxima de 12 h.
<ol><li>Administrar injeções intramusculares de cetamina (20 mg/kg) e atropina (0,05 mg/kg) como pré-medicação para o porco receptor na sala de cirurgia.</li>
	<li>Coloque o porco em decúbito dorsal em uma mesa cirúrgica aquecida para manter a normotermia e prossiga com a indução da máscara.</li>
	<li>Titular o fluxo de oxigênio de acordo com o peso do animal e o sistema anestésico. NOTA: O fluxo de oxigênio deve ser de 20-40 mL/kg.</li>
	<li>Administrar isoflurano a 4%-5% e reduzir para 3% após 1-2 min.</li>
	<li>Avalie a profundidade da anestesia, certifique-se de que o porco não tenha reflexo de retirada em resposta a um estímulo nocivo. Repita a cada 5 min. NOTA: Se houver resposta à dor, aumente a porcentagem de administração de isoflurano até que a profundidade adequada da anestesia seja alcançada. Consulte o passo 10 desta seção para obter mais detalhes sobre a analgesia de manutenção com cetamina e hidromorfona. Não são administrados paralíticos. Isso permite avaliar um reflexo de retirada. Uma pinça no nariz é usada como um estímulo nocivo.</li>
	<li>Intubar o porco assim que a profundidade correta da anestesia for confirmada. Use um laringoscópio personalizado de lâmina plana de 10 polegadas e tubos endotraqueais tamanho 9 ou 10 para porcos de 40 a 50 kg.</li>
	<li>Coloque uma sonda de oxímetro de pulso na língua (preferencialmente) ou no ouvido e direcione uma saturação de oxigênio acima de 90%. NOTA: A temperatura é monitorada através de uma sonda nasal. Uma almofada de aquecimento é usada para manter a normotermia.</li>
	<li>Para manter a anestesia, ajustar o fluxo de oxigênio (20-40 mL/kg) e a taxa de gás inalatório (1%-3%).</li>
	<li>Manter as configurações do ventilador em uma frequência respiratória de 12-30 ciclos/min, VC de 6-10 mL/kg, PEEP de 5 cm H 2 O epressão de pico de 20 cm H2O. NOTA: Um ventilador de pressão positiva padrão estilo UTI é usado para criar um sistema fechado para anestesia e ventilação. Os sinais vitais são continuamente monitorados e registrados em intervalos de 15 minutos. Os ABG's são sorteados a cada 15-60 min, dependendo da estabilidade do animal. Embora os VCs sejam direcionados até 10 mL/kg, 6-8 mL/kg são alcançados. A Figura 1 fornece uma visão geral esquemática da ventilação com pressão negativa (VPN)-ESLP para o protocolo de transplante aplicado no laboratório.</li>
	<li>Raspar, lavar e preparar assepticamente o local da incisão usando iodopovidona. NOTA: Após a sedação com cetamina/atropina, o regime analgésico envolve a administração de 3mg/kg de cetamina IV q 1 h (intervalo de 1-3 mg/kg dependendo dos parâmetros do paciente) e hidromorfona 0,05 mg/kg IM q 2 h através de uma linha IV inserida perifericamente em uma veia auricular. Qualquer duração mais longa entre as doses resulta em resposta de dor de ruptura, como frequência cardíaca elevada e padrões respiratórios anormais / movimento muscular abdominal.</li>
</ol>2. Inserção de linhas venosas e arteriais centrais
<ol><li>Inserir uma linha central para administração de fluidos e heparina. NOTA: A administração total de fluidos IV é calculada para 1 mL/kg/h, e bolus de fluidos são administrados PRN para manter uma PAM >60 mmHg. A linha central também é usada para administrar esteroides, antibióticos, vasopressores e inotrópicos. Consulte a Figura 2A para obter o posicionamento da linha.<ol><li>Prepare a pele usando uma solução de preparação de iodo povidona e deixe secar completamente. Use o eletrocautério para fazer uma incisão mediana de 5-8 cm centrada sobre a traqueia e se estender cranialmente a partir da fúrcula esternal.</li>
		<li>Divida a pele e a gordura subcutânea usando cautério.</li>
		<li>Divida o plano da linha média entre os músculos da cinta e, em seguida, divida as camadas de tecido conjuntivo para identificar o feixe intravascular carotídeo esquerdo ou direito lateral à traqueia.</li>
		<li>Obter controle proximal e distal da veia jugular utilizando laços de seda (tamanho 2-0) como alças vasculares.</li>
		<li>Amarre o laço cranial e retraia para cima no laço proximal para controlar o fluxo sanguíneo.</li>
		<li>Faça uma pequena incisão na veia usando uma tesoura de Metzenbaum (ver Tabela de Materiais) para acomodar uma linha central de 7 Fr de duas portas (~1/3 da circunferência do navio).</li>
		<li>Simultaneamente, solte a tensão na alça proximal do vaso, canule a veia e, em seguida, amarre para fixar a cânula na veia a uma profundidade de 10 cm.</li>
		<li>Lave a linha com heparina, conecte-se a uma linha IV de soro fisiológico a 0,9% e administre líquido se o porco estiver esgotado intravascularmente devido à desidratação. NOTA: A heparina bloqueia todas as portas não utilizadas.</li>
		<li>Administrar 500 mg de metilprednisona e 1 g de cefazolina IV.</li>
	</ol></li>
	<li>Siga as mesmas técnicas para canular a artéria carótida comum usando uma linha arterial de 7 Fr para controle preciso da pressão arterial.</li>
</ol>3. Aquisição do pulmão esquerdo
<ol><li>Posicione o porco em decúbito lateral direito.</li>
	<li>Realizar toracotomia ântero-lateral esquerda (Figura 2).<ol><li>Prepare a pele usando uma solução de preparação de iodo povidona e deixe secar completamente. Marque a incisão da toracotomia (20 cm) utilizando os seguintes pontos de referência: utilizar a palpação para identificar a ponta da escápula esquerda; da mesma forma, identificar o processo xifoide inferior ao esterno à palpação. Conecte os dois conforme mostrado na Figura 2B.</li>
		<li>Injetar um total de 10 mL de bupivacaína a 0,25% na linha incisional e em dois espaços costais acima e abaixo da incisão.</li>
		<li>Use o eletrocautério para dissecar a pele, as camadas subcutâneas e as camadas musculares. O grande dorsal deve ser dividido. Identificar a costela imediatamente abaixo da incisão e cauterizar em cima da costela para expor os músculos intercostais, evitando o feixe neurovascular intercostal.</li>
		<li>Use um hemostático de mosquito para puncionar os músculos intercostais imediatamente acima da costela e, em seguida, sinta dentro do peito para aderências usando um dedo. Empurre o pulmão para longe usando uma sucção Yankauer ou dedo (ver Tabela de Materiais) enquanto cauteriza ao longo da borda superior da costela para estender a toracotomia.<ol><li>Estender a toracotomia anteriormente até 1 centímetro de distância do esterno. Estender a toracotomia posteriormente aos músculos paravertebrais.</li>
		</ol></li>
		<li>Inserir um afastador esternal Cooley (ver Tabela de Materiais) para abrir a toracotomia de largura (10 cm) (Figura 2C). Retrair o pulmão para expor a veia hemi-ázigótica esquerda (Figura 2D).</li>
		<li>Dissecar circunferencialmente a veia hemiázigos esquerda com tesoura de Metzenbaum e Lauer fino. Circundar o vaso com laços de seda e, em seguida, ligá-lo e transeccioná-lo (Figura 2E). Mantenha uma gravata de seda no coto proximal para maior controle. NOTA: Lauer é uma pinça de ângulo reto ou uma pinça celíaca usada para dissecção de tecido.</li>
		<li>Dissecar a artéria pulmonar esquerda (AP) e as veias pulmonares esquerdas (VP). Circundar as veias em laços de seda para controle (Figura 2F). OBS: As VPs superiores são muito pequenas e são ligadas por sutura em seus pontos de ramo ou tronco comum, dependendo da anatomia individual. O brônquio principal esquerdo é profundo ao AP e ao AE (átrio esquerdo), de modo que, ocasionalmente, não pode ser dissecado facilmente até que a artéria e as veias tenham sido pinçadas e transeccionadas (Figura 2G).</li>
		<li>Administrar 5000 unidades de heparina IV 5 min antes de clampear o AP. NOTA: Heparina 5000 unidades IV também é administrada 5 minutos antes de desapertar o AP. Para cada hora após isso, 1000 unidades de heparina IV são administradas.</li>
		<li>Apertar o PA (pinça cruzada de DeBakey), a veia pulmonar inferior esquerda (pinça de Satinsky) e o brônquio esquerdo (pinça de Spoon Potts) individualmente (ver Tabela de Materiais). Diminuir o volume corrente para 5 mL/kg uma vez que o brônquio esquerdo é pinçado.</li>
		<li>Transeccionar AP, veia pulmonar inferior esquerda e brônquio esquerdo. Deixe pelo menos 0,5 cm de manguito de tecido para costurar. Divida o ligamento pulmonar inferior esquerdo e remova o pulmão esquerdo. NOTA: O pulmão esquerdo pode ser descartado ou mantido para histologia de controle.</li>
	</ol></li>
</ol>4. Término da PESS, divisão do pulmão esquerdo e lavagem com solução eletrolítica
<ol><li>Aperte a tubulação de ventilação na inspiração máxima, termine a perfusão e a ventilação e desconecte os pulmões do dispositivo de ESLP.</li>
	<li>Pesar os pulmões para determinar a quantidade de formação de edema. NOTA: Edema é o inchaço do tecido devido ao acúmulo de líquido em excesso.</li>
	<li>Faça uma biópsia de tecido do lóbulo acessório, divida em três partes iguais e coloque uma peça em cada uma das seguintes opções: gel de temperatura de corte ideal (OCT), formalina e congelamento instantâneo em nitrogênio líquido. Observação : esta etapa é normalmente seguida no laboratório do autor. As amostras são então armazenadas para análises futuras: as amostras de OCT e de congelamento instantâneo são mantidas em um freezer de -80 °C, e as amostras armazenadas em formalina são colocadas em um recipiente devidamente selado e armazenadas em refrigeradores de 4 °C. Detalhes do protocolo específico de PSLP e análise tecidual são publicados em outra publicação16.</li>
	<li>Divida o pulmão doador esquerdo do pulmão direito. Deixar 1 cm de AP do doador, 1 cm de brônquio do doador e manguito de AE do doador adequado (~0,5 cm circunferencialmente) para costurar no AE do receptor (Figura 2H). Deixar as VVPP inferiores esquerdas e as VVPPs superiores esquerdas em continuidade com a parede do AE doador para facilitar as anastomoses posteriores.</li>
	<li>Pesar o pulmão esquerdo.</li>
	<li>Cânular o PA esquerdo do doador com um sugador de gotas conectado a uma linha IV e lavar 500 mL de solução de preservação de eletrólitos extracelular, com baixo potássio, à base de dextrana anterógrada através da vasculatura pulmonar. Fixe a cânula no PA com uma gravata de seda durante a descarga e solte quando a descarga estiver completa. NOTA: As etapas mencionadas referem-se ao dispositivo ESLP específico utilizado para este trabalho e podem não ser diretamente aplicáveis a outros dispositivos.</li>
</ol>5. Transplante de pulmão esquerdo
<ol><li>Insira o pulmão do doador no tórax do receptor, começando pelo lobo inferior. Não force o pulmão no lugar. NOTA: A caixa torácica inferior pode precisar ser levantada para cima para acomodar o pulmão doador torcendo o afastador esternal. O ideal é que o receptor seja alguns quilos maior que o doador para facilitar uma correspondência de tamanho.</li>
	<li>Primeiramente realizar a anastomose brônquica com prolene 4-0 em agulha TF (Figura 2I). NOTA: Uma anastomose de ponta a ponta funciona bem. Aparar qualquer excesso de comprimento das duas extremidades anastomóticas antes de costurar para evitar o tormento causado por tecido redundante.</li>
	<li>Realizar a segunda anastomose do AE com prolene 6-0 em agulhas BV-1 usando uma anastomose término-terminal em execução. Novamente, corte o excesso de tecido para evitar acotovelamento. NOTA: O LA é friável e se beneficia da pequena agulha BV-1. Mordidas horizontais no doador podem ser necessárias para comprar tecido adequado e corrigir o tamanho incompatível causado pela costura da VPI e VPP do doador à abertura da VPI/AE do receptor.</li>
	<li>Incorporar os VPS do doador nas anastomoses das VVPP e AE inferiores para permitir a drenagem venosa do lobo pulmonar superior esquerdo (Figura 2J). NOTA: As veias pulmonares superiores do ramo (VPS) têm menos de 0,5 cm de diâmetro. O tronco comum da VPS tem comprimento variável e não está presente rotineiramente, tornando a anastomose direta entre as VPS doadora e receptora uma opção pobre.</li>
	<li>Completar a anastomose AP com prolene 6-0 em agulhas BV-1 usando uma anastomose término-terminal em execução. Novamente, corte o excesso de tecido para evitar acotovelamento.</li>
	<li>Remova a pinça brônquica e aumente os VCs para atingir 10 mL/kg.</li>
	<li>Confirmar heparinização, administrar desvio de potássio (40 mg de furosemida, 10 unidades de insulina, 100 mL de solução de dextrose a 25%), abrir parcialmente a pinça de AP, retirar o ar e amarrar a sutura de PA. Solte completamente a pinça PA após 10 min.</li>
	<li>Enquanto isso, retire o ar do AE, amarre as suturas e remova a pinça do AE.</li>
	<li>Pegue uma gasometria de reperfusão da linha central e uma biópsia de tecido de reperfusão do lobo médio esquerdo. NOTA: Para fazer uma biópsia de tecido, use uma gravata de seda tamanho 0 para circundar uma porção de 1 cm do ápice do lobo médio, amarre para prender o tecido e, em seguida, corte a porção isolada com tesoura de Metzenbaum. Divida a biópsia em três porções iguais e maneje conforme descrito anteriormente.</li>
	<li>Realizar broncoscopia pulmonar esquerda e direita para avaliar a anastomose brônquica e aspirar secreções. Insira um broncoscópio no tubo endotraqueal usando uma conexão adaptadora.<ol><li>Conecte o escopo à sucção. Avançar o broncoscópio para o brônquio esquerdo. Inspecionar a anastomose brônquica (Figura 2N). Avançar o escopo para baixo dos bronquíolos e sugar qualquer fluido. Repita no lado direito. NOTA: Não permita que a saturação de oxigênio caia abaixo de 90%. Se as saturações caírem abaixo desse nível, remova o escopo e permita que o porco alguns minutos de ventilação ininterrupta se recupere.</li>
	</ol></li>
	<li>Inserir um dreno torácico maleável de 20 Fr (Figura 2L), fechar a toracotomia em três camadas (Figura 2M) e prover o porco assim que a gasometria arterial (gasometria) estiver estável (Figura 2O).</li>
	<li>Monitorar o porco por mais de 4 h na posição prona. Realizar uma análise de gasometria a cada 30 min. Administrar 1000 unidades de heparina a cada hora após a reperfusão.<ol><li>Colher uma amostra de 10 mL de sangue a cada hora para centrifugação e análise de marcadores inflamatórios por ensaio imunoenzimático (ELISA)16. NOTA: Os parâmetros de centrifugação são detalhados posteriormente.</li>
	</ol></li>
</ol>6. Avaliação do pulmão esquerdo isolado
<ol><li>Posicionar o porco em decúbito dorsal e repreparar o esterno usando solução de preparação de iodopovidona. Realizar esternotomia mediana para avaliação final isolada do pulmão esquerdo (Figura 2P).</li>
	<li>Abra a pleura esquerda com uma tesoura de Metzenbaum e faça uma biópsia de tecido do lobo inferior esquerdo, conforme descrito anteriormente (NOTA para o passo 5.9).</li>
	<li>Abra a pleura do lóbulo acessório e disseque a veia comum usando uma tesoura de Metzenbaum. NOTA: Isso será grampeado mais tarde.</li>
	<li>Colher uma amostra de sangue da anastomose do AL usando uma agulha 21G. Direcione a agulha em direção às veias pulmonares esquerdas e para longe do átrio esquerdo comum ou tronco do lobo acessório.</li>
	<li>Abra a pleura direita para criar espaço para as braçadeiras hilares certas (consulte Tabela de Materiais). Dissecar o ligamento pulmonar inferior direito até o hilo. Certifique-se de que uma pinça possa ser colocada ao redor do hilo superior, inferior e anteriormente. NOTA: Isso garante que o hilo seja ocluído, e toda a oxigenação seja dependente do pulmão esquerdo. O pulmão direito não ventilará neste momento, o que deve ser evidenciado pela falta de insuflação/deinsuflação com as respirações do ventilador. O lobo inferior direito pode ser levantado para fora do peito para conseguir isso.</li>
	<li>Apertar a veia do lobo acessório usando uma pinça cruzada aórtica de DeBakey (ver Tabela de Materiais) para ocluir qualquer drenagem do lobo acessório para o AE (Figura 2Q).</li>
	<li>Aperte o hilo direito e colete as seguintes amostras seriadas de sangue da anastomose PV esquerda com uma agulha 21G direcionada para o pulmão esquerdo: 0 min, 1 min, 2 min, 5 min e 10 min após o pinçamento. NOTA: Cinco amostras são colhidas para monitorar qualquer tendência na pressão parcial de oxigênio (PaO2) (Figura 2R). A PaO2 deve permanecer relativamente estável para representar função pulmonar esquerda adequada. Cinco amostras também fornecem seguro de uma avaliação de qualidade se houver um problema com a coagulação de quaisquer amostras ou um problema surgir com a análise de gasometria arterial.</li>
	<li>Transeccionar as anastomoses e remover o pulmão esquerdo. Transeccionar a VCI para agilizar a eutanásia sob anestesia via exsanguinação. NOTA: O tempo total de anestesia para o porco receptor é de 8 h.</li>
	<li>Pesar o pulmão doador para avaliar a formação de edema e inspecioná-lo quanto à aparência geral. Inspecione o PA, o brônquio e o manguito do AE em busca de sinais de coágulo ou outra patologia no pulmão do doador e no mediastino do receptor.</li>
	<li>Executar as análises finais de gás, centrifugar as amostras de perfusato e armazenar as biópsias de tecido conforme descrito anteriormente (NOTA para o passo 4.3). NOTA: As configurações de centrifugação são: 112 x g, 9 aceleração, 9 desaceleração, 4 °C e 15 min de duração.</li>
</ol>

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</ol>

A DHF detém patentes sobre a tecnologia e métodos de perfusão de órgãos ex situ . DHF e JN são fundadores e principais acionistas da Tevosol, Inc.

Várias etapas cirúrgicas críticas estão envolvidas neste protocolo, e a solução de problemas é necessária para garantir o sucesso do transplante e da avaliação pulmonar. Os pulmões suínos juvenis são incrivelmente delicados em comparação com os pulmões humanos adultos, por isso o cirurgião cirúrgico deve ser cauteloso ao manusear pulmões suínos. Isso é especialmente verdadeiro após uma corrida de 12 horas de ESLP, pois o órgão terá assumido volume de líquido e estará suscetível a lesões por manipulação excessiva. Qualque...

O transplante pulmonar é o principal tratamento a longo prazo para a doença pulmonar terminal. Mais de 4.600 transplantes pulmonares são realizados anualmenteno mundo 1. No entanto, o transplante pulmonar atualmente apresenta limitações significativas. Por um lado, a necessidade de órgãos continua a ofuscar os doadores disponíveis. Apesar das taxas de transplante pulmonar aumentarem a cada ano desde 2012 devido aos efeitos combinados de mais candidatos sendo listados para transplante, um aumento no número de doadores e melhor uso de órgãos recuperados, a mortalidade na lista de espera para transplante não diminuiu significativamente2. A preocupação com a qualidade dos órgãos representa outra grande limitação, com taxas relatadas de utilização de órgãos tão baixas quanto 20%-30%3,4,5. Finalmente, as tendências nos resultados pós-operatórios do transplante pulmonar são menos do que satisfatórias, com os resultados a longo prazo do enxerto e do paciente ainda aquém dos de outros transplantes de órgãossólidos2.
Uma tecnologia emergente, a perfusão pulmonar ex situ (PESS), tem o potencial de atenuar essas limitações. A PSLP tem sido cada vez mais aplicada como método para avaliar e recondicionar pulmões de doadores marginais e tem demonstrado resultados aceitáveis a curto e longo prazo após o transplante de pulmões de doadores com critério estendido (DCE) 6,7,8,9,10. Consequentemente, a AESP aumentou as taxas de utilização em alguns centros em 15%-20%6,7,8,9,10,11.
A pesquisa adequada de ESLP requer a validação in vivo dos achados in vitro; no entanto, a literatura sobre modelos de transplante pulmonar suíno para PSLVé limitada12,13,14,15. Além disso, a literatura disponível fornece detalhes inadequados sobre o manuseio anestésico de porcos Yorkshire para transplante pulmonar, que pode ser altamente instável hemodinamicamente12,13,14,15. O estabelecimento de um modelo facilmente reprodutível permitiria a validação in vivo das estratégias atuais de PELP e a avaliação pré-clínica de várias intervenções para reduzir a lesão de isquemia-reperfusão pulmonar. O objetivo do presente estudo é descrever um modelo porcino de alotransplante ortotópico de pulmão esquerdo para uso com PESS. O protocolo inclui descrições das técnicas anestésica e cirúrgica, uma lista de verificação cirúrgica personalizada e detalhes sobre a experiência de solução de problemas e modificações no protocolo. As limitações e benefícios do modelo de transplante porcino de pulmão esquerdo também foram discutidos neste trabalho. Este manuscrito não descreve o processo de recuperação de pulmões suínos em porcos Yorkshire de 35-50 kg, nem cobre o estabelecimento e término da ESLP. Este protocolo aborda exclusivamente a operação de transplante do receptor.

<table><tbody><tr><td>ABL 800 FLEX Analisador de Gases Sanguíneos</td><td>Radiômetro</td><td>989-963</td><td></td></tr><tr><td>Filtro Eletrostático Adulto-Pediátrico HME - Pequeno</td><td>Covidien</td><td>352/5877</td><td></td></tr><tr><td>Allison Lung</td><td>Retractor Pilling</td><td>341679</td><td></td></tr><tr><td>Filtro Arterial</td><td>SORIN GROUP</td><td>01706/03</td><td></td></tr><tr><td>Backhaus Towel Clamp</td><td>Pilling</td><td>454300</td><td></td></tr><tr><td>Albumina de Soro</td><td>Bovino MP biomedicals</td><td>218057791</td><td></td></tr><tr><td>Biomedicus Bomba</td><td>Maquet</td><td>BPX-80</td><td></td></tr><tr><td>Broncoscópio</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Abraçadeiras de Cabo - ndash; Branco 12"</td><td>HUASU International</td><td>HS4830001</td><td></td></tr><tr><td>Cloreto de Cálcio</td><td>Fisher Scientific</td><td>C69-500G</td><td></td></tr><tr><td>Cooley Retrator Esternal</td><td>Pilling</td><td>341162</td><td></td></tr><tr><td>CUSHING Gutschdressing Fórceps</td><td>Pilling</td><td>466200</td><td></td></tr><tr><td>Debakey-Metzenbaum Dissecação</td><td>Pilling</td><td>342202</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura</td><td>Pilling</td><td>342202</td><td></td></tr><tr><td>DeBakey Vascular Periférico Braçadeira</td><td>Pilling</td><td>353535</td><td></td></tr><tr><td>Debakey Tecido Vascular Reto Fórceps</td><td>Pilling</td><td>351808</td><td></td></tr><tr><td>D-glicose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G5767-500G</td><td></td></tr><tr><td>Tubo Endotraqueal de Gota</td><td></td><td></td> 9,0mm CUFD Mallinckrodt 9590E <td></td></tr><tr><td></td> Transdutor de Fluxo <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Bomba de Infusão BIO-PROBE</td><td>TX 40</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Baxter</td><td>AS50</td><td></td></tr><tr><td>Inspire 7 M Oxigenador de Membrana de Fibra Oca</td><td>GRUPO SORIN K190690</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Conector de Tubulação de Interceptação 3/8" x 1/2"</td><td>Tubulação de Interceptação Medtronic</td><td>6013</td><td></td></tr><tr><td>1/4" x 1/16" x 8'Tubulação</td> de Interceptação <td>Medtronic</td><td>3108</td><td></td></tr><tr><td>3/8" x 3/32" x 6'Medtronic</td><td></td> <td>3506</td><td></td></tr><tr><td>Laringoscópio</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Feito sob medida com lâmina de 10 polegadas</td></tr><tr><td>Metzenbaum Tesoura de Dissecação</td><td>Pilling</td><td>460420</td><td></td></tr><tr><td>Tanque de Dióxido de Carbono Médico</td><td>Praxair</td><td>5823115</td><td></td></tr><tr><td>Tanque de Oxigênio Médico</td><td>Praxair</td><td>2014408</td><td></td></tr><tr><td>Tanque de Nitrogênio Médico</td><td>Praxair</td><td>NI MK</td><td></td></tr><tr><td>Mosquito</td><td>Clamp Pilling</td><td>181816</td><td></td></tr><tr><td>Harken Auricle Clamp</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Organ Chamber</td><td>Tevosol</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PlasmaLyte A</td><td>Baxter</td><td>TB2544</td><td></td></tr><tr><td>Poole Tubo de Sucção</td><td>Pilling</td><td>162212</td><td></td></tr><tr><td>Fosfato de Potássio</td><td>Fischer Scientific</td><td>P285-500G</td><td></td></tr><tr><td>PERFADEX Plus</td><td>XVIVO</td><td>19811</td><td></td></tr><tr><td>Satinsky Clamp</td><td>Pilling</td><td>354002</td><td></td></tr><tr><td>Scale</td><td>TANITA</td><td>KD4063611</td><td></td></tr><tr><td>Membrana de Suporte de Silício</td><td>Tevosol</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bicarbonato de Sódio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>792519-1KG</td><td></td></tr><tr><td>Cloreto de Sódio 0,9%</td> <td>Baxter</td><td>JB1324</td><td></td></tr><tr><td>Sorin XTRA Cell Saver</td><td>SORIN GROUP</td><td>75221</td><td></td></tr><tr><td>Serra esternal</td> Dispositivo de eletrocautério cirúrgico <td>Stryker</td><td>6207</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Transdutor de pressão Kls Martin</td><td>ME411</td><td></td></tr> TruWave <tr><td>Cateter venoso central de dois lúmens</td> Edwards VSYPX272 <td></td><td></td> 7fr X2 Arrowg+ard CS-12702-E <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td> Braçadeira de tubulação Vorse <td></td></tr><tr><td></td><td>Pilling</td><td>351377</td><td></td></tr><tr><td>Willauer-Deaver Retractor</td><td>Pilling</td><td>341720</td><td></td></tr><tr><td>Yankauer Tubo de Sucção</td><td>Pilling</td><td>162300</td><td></td></tr><tr><td>0 ETHIBOND Verde 1X36" Endo Loop 0</td><td>ETHICON</td><td>D8573</td><td></td></tr><tr><td>0 PDS II CP-1 2x27"</td><td>ETHICON</td><td>Z467H</td><td></td></tr><tr><td>1 VICRYL MO-4 1x18"</td><td>ETHICON</td><td>J702D</td><td></td></tr><tr><td>2-0 SILK Preto 12" x 18" Fios</td><td>ETHICON</td><td>SA77G</td><td></td></tr><tr><td>4-0 PROLENE Azul TF 1x24"</td><td>ETHICON</td><td>8204H</td><td></td></tr><tr><td>6-0 PROLENE Azul BV 2x30"</td><td>Agulha</td><td></td> ETHICON M8776 <td></td></tr><tr><td>calibre 21</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

transplante ortotópico de pulmão esquerdo em modelo suíno juvenil para pesl

Left Lung Orthotopic Transplantation in a Juvenile Porcine Model for ESLP

O transplante pulmonar é o tratamento padrão-ouro para doenças pulmonares em estágio terminal, com mais de 4.600 transplantes pulmonares realizados anualmente em todo o mundo. No entanto, o transplante pulmonar é limitado pela escassez de órgãos de doadores disponíveis. Como tal, há alta mortalidade na lista de espera. A perfusão pulmonar ex situ (PESS) aumentou as taxas de utilização de pulmões de doadores em alguns centros em 15%-20%. A ESLP tem sido aplicada como um método para avaliar e recondicionar pulmões de doadores marginais e tem demonstrado resultados aceitáveis a curto e longo prazo após o transplante de pulmões de doadores com critério estendido (DCE). Modelos de transplante de animais de grande porte (in vivo) são necessários para validar os resultados da pesquisa in vitro em andamento. As diferenças anatômicas e fisiológicas entre humanos e suínos representam desafios técnicos e anestésicos significativos. Um modelo de transplante facilmente reprodutível permitiria a validação in vivo das estratégias atuais de PELP e a avaliação pré-clínica de várias intervenções destinadas a melhorar a função pulmonar do doador. Este protocolo descreve um modelo porcino de alotransplante ortotópico de pulmão esquerdo. Isso inclui técnicas anestésicas e cirúrgicas, uma lista de verificação cirúrgica personalizada, solução de problemas, modificações e os benefícios e limitações da abordagem.

Todos os resultados estão no contexto de 4 h de reperfusão após 12 h de VPN-ESLP16. Durante o explante pulmonar, há vários desfechos clínicos a serem antecipados (Figura 3). Normalmente, o porco permanecerá hemodinamicamente estável após um explante pulmonar esquerdo bem-sucedido, mas pode exigir uma infusão de baixa dose de fenilefrina (intervalo de dose: 2-10 mg/h) devido a uma resposta vasodilatadora à cirurgia. A frequência cardíaca deve atingir aproximadamente 10...

Este protocolo descreve um modelo suíno juvenil de alotransplante ortotópico de pulmão esquerdo projetado para uso com pesquisa de PSLF. O foco é feito em técnicas anestésicas e cirúrgicas, bem como etapas críticas e solução de problemas.

Transplante ortotópico de pulmão esquerdo em modelo suíno juvenil para PESL

Lung transplantation is the gold-standard treatment for end-stage lung disease, with over 4,600 lung transplantations performed worldwide annually. ...

Este protocolo é um dos mais simples protocolos de transplante pulmonar para modelos de animais de grande porte e fornece o maior detalhe em termos de manejo cirúrgico. As principais vantagens dessa técnica são descrever a cirurgia, avaliar a função pulmonar esquerda isolada pós-transplante e estabilizar o porco durante a cirurgia. O método é benéfico na pesquisa de profusão pulmonar ex-situ para validar achados ex-situ com um modelo de transplante de reperfusão in vivo.O modelo de reperfusão in vivo de transplante pulmonar é benéfico para testar achados de profusão pulmonar ex-situ e também pode ser usado em testes de órgãos artificiais, como pulmões bioprojetados ou mecânicos. Iniciar posicionando o porco em decúbito lateral direito para toracotomia ântero-lateral esquerda. Em seguida, identificar a ponta da escápula esquerda no processo xifoide, inferior ao esterno à palpação, e conectar os dois pontos identificados para marcar o local da incisão da toracotomia com 20 centímetros de comprimento.Após a indução anestésica, utilizar bisturi para incisão sobre a pele e, em seguida, utilizar eletrocautério para dissecar as camadas subcutâneas e musculares do animal. O grande dorsal d

left-lung-orthotopic-transplantation-juvenile-porcine-model-for

Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Bronquiolite obliterante é o impedimento-chave para a sobrevivência a longo prazo de transplantados de pulmão e à falta de um modelo robusto pré-clínica impede examinar imunopatogênese bronquiolite obliterante. Ao contrário de outros transplantes de órgãos sólidos, o transplante de pulmão vascularizado do mouse tem apenas recentemente foram desenvolvidos. Aqui nós mostramos o nosso modelo de bronquiolite obliterante desenvolvida de forma independente após murino de transplante de pulmão...

Desenvolvimento de bronquiolite obliterante em um modelo murino de transplante de pulmão ortotópico

A pesquisa experimental em animais desempenha um papel fundamental no desenvolvimento da prática clínica de transplante. O modelo de transplante de fígado ortotópico suíno (OLTx) se assemelha muito às condições humanas e é frequentemente usado em pesquisas clinicamente orientadas. O protocolo a seguir contém todas as informações para um modelo OLTx suíno confiável usando um shunt porto-caval-jugular ativo.

Técnica para as aquisições de fígado de porco e Transplante ortotópico usando um Active Porto-Caval Shunt

Ex-Vivo perfusão pulmonar (PPEV) tem permitido o transplante de pulmão em seres humanos para se tornar mais facilmente disponível, permitindo que a capacidade de avaliar órgãos e expandir o grupo de dadores. Aqui, descrevemos o desenvolvimento de um programa PPEV rato e aperfeiçoamentos que permitem um modelo reprodutível para expansão futura.

Método de Isolado<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusão pulmonar em um modelo de rato: Lições aprendidas com o desenvolvimento de um Programa PPEV Rat

Aqui, nós descrevemos um modelo pré-clínico do grande-animal (porcine) da transplantação transplantação orthotopic do do coração que foi estabelecida firmemente e utilizada para investigar estratégias cardioprotetores novas.

Um modelo pré-clínico porcino de transplante cardíaco ortotópico

Este trabalho descreve um modelo porcino de ventilação com pressão negativa ex situ de perfusão pulmonar, incluindo captação, fixação e manejo em plataforma personalizada. O foco é feito nas técnicas anestésicas e cirúrgicas, bem como na solução de problemas.

Perfusão pulmonar ex situ com pressão negativa normotérmica: avaliação da função e metabolismo pulmonar

Neste protocolo, descreve-se um modelo de transplante hepático ortotópico suíno após armazenamento a frio estático de órgãos doadores por 20 h sem o uso de bypass venovenoso durante o enxerto. A abordagem utiliza uma técnica cirúrgica simplificada com minimização da fase anhepática e manejo sofisticado do volume e vasopressor.

Transplante de fígado suíno sem bypass venovenoso como um modelo de doador de critérios estendidos

Aqui, descrevemos as etapas necessárias para estabelecer um modelo de EVLP em ratos e mostramos o perfil inflamatório associado aos pulmões perfundidos. O objetivo é propagar conhecimentos e experiências sobre o modelo de PPEV de ratos, possibilitando a compreensão integral das respostas biológicas associadas a essa técnica revolucionária.

Estabelecimento de um modelo de rato de perfusão pulmonar ex vivo para insights translacionais em transplante de pulmão

Este protocolo descreve uma técnica aprimorada para transplante ortotópico de pulmão esquerdo em ratos, com foco na redução da dificuldade operacional e na melhoria das taxas de sobrevida.

Transplante ortotópico de pulmão esquerdo em ratos

Este estudo propõe um modelo pré-clínico de transplante cardíaco ortotópico em suínos miniatura de Bama, utilizando a técnica biatrial. O modelo é aplicável para imunologia de transplantes, avaliação de medicamentos e otimização de técnicas cirúrgicas, fornecendo suporte para aplicações clínicas de transplante cardíaco.

Um modelo pré-clínico de transplante cardíaco ortotópico em porcos miniatura de Bama usando a técnica biatrial

Este artigo apresenta um protocolo para implantar o dispositivo de assistência ventricular esquerda (LVAD) em um leitão. Esse modelo representa uma forma potente de estudar a implantação de LVAD em crianças e revelar o mecanismo da remodelação reversa ventricular no tratamento com LVAD.

Implantação do Dispositivo de Assistência Ventricular Esquerda (LVAD) em suínos juvenis de raça local: Um modelo de implantação de LVAD para insuficiência cardíaca pediátrica

Aprenda o transplante ortotópico de pulmão esquerdo em modelo suíno juvenil para pesquisa de perfusão pulmonar ex situ. Este protocolo detalha técnicas anestésicas e cirúrgicas para avaliação funcional in vivo.

Transplante ortotópico de pulmão esquerdo em modelo suíno juvenil para PESL

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