Name: Realização de Miografia de Impedância Elétrica In Vivo e Ex Vivo em Roedores (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-08T13:10:00.000+00:00
Duration: 5 min 44 s
Description: Aprenda a realizar miografia de impedância elétrica in vivo e ex vivo em roedores para avaliar a saúde muscular. Esta técnica não invasiva auxilia no diagnóstico precoce de patologias e no desenvolvimento de terapias para doenças neuromusculares.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Este trabalho foi apoiado pelo Charley's Fund e NIH R01NS055099.

Todos os métodos descritos aqui foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais do Beth Israel Deaconess Medical Center sob números de protocolo (031-2019; 025-2019). Use equipamentos de EPI adequados para lidar com animais e siga as diretrizes da IACUC para todo o trabalho com animais.
1. EIM de superfície in vivo
<ol><li>Coloque o animal em uma caixa de anestesia para induzir a anestesia. NOTA: Para ratos, foram utilizados isoflurano a 1,5%-3,5% e 2 O 2 L·min-1 e, para camundongos, isoflurano a 2% e 1 O2 L·min-1.</li>
	<li>Uma vez totalmente anestesiado, como indicado pela ausência de resposta após beliscar o pé do animal, coloque o rato no banco em decúbito ventral e utilize o cone nasal para manter a anestesia com isoflurano a 1,5% e um fluxo de oxigênio de 1 L·min-1.</li>
	<li>Coloque a perna do animal a ser analisada em um ângulo de 45° com a articulação do quadril (joelho estendido) e prenda o pé com fita adesiva.</li>
	<li>Use um cortador de cabelo para aparar a pele que sobrepõe o músculo gastrocnêmio.</li>
	<li>Aplique uma camada espessa de creme depilatório sobre a pele do animal e deixe-o descansar por 1 min. Em seguida, use gaze saturada de solução salina para remover o agente depilatório. Repita este processo até três vezes até que toda a pele que sobrepõe o músculo gastrocnêmio seja removida. NOTA: Coloque uma gaze embebida em solução salina sobre a pele quando as medidas não estiverem sendo adquiridas para evitar a desidratação da pele.</li>
	<li>Conecte a matriz de superfície (Figura 1) ao dispositivo EIM e deixe os eletrodos descansarem em um pedaço de gaze embebido em solução salina.</li>
	<li>Coloque a matriz de superfície diretamente sobre a pele sobre o músculo gastrocnêmio, orientada longitudinalmente para as fibras musculares.</li>
	<li>Após a verificação do contato apropriado, que é indicado por todas as barras que aparecem em verde no software mostrando a estabilidade dos valores de resistência, reatância e fase de 50 kHz, adquira as medidas do EIM. NOTA: As curvas devem ser verificadas em tempo real para garantir a aquisição adequada de dados.</li>
	<li>Gire a matriz de superfície em 90° e reposicione-a na pele sobre o gastrocnêmio para obter as medidas transversais (verifique se há barras verdes indicando a estabilidade).</li>
	<li>Repita as etapas 1,7, 1,8 e 1,9 para obter um total de quatro medidas por músculo: duas longitudinais e duas transversais. NOTA: Não use um agente depilatório mais de uma vez (ou seja, até três aplicações no mesmo caso) a cada duas semanas para evitar irritação excessiva da pele e lesões. É importante realizar as medidas dentro de cerca de 5-10 min após a remoção do creme depilatório, uma vez que o desenvolvimento de edema cutâneo localizado induzido pelo agente depilatório pode afetar os dados de impedância coletados. A recuperação animal é imediata após a interrupção da anestesia com isoflurano e o procedimento não requer tratamento analgésico.</li>
</ol>2. Matriz de agulhas in vivo EIM
<ol><li>Anestesiar o animal e preparar a perna utilizando o mesmo procedimento descrito nos passos 1.1-1.4. No entanto, não é necessário usar um agente depilatório ao realizar EIM in vivo usando uma matriz de agulhas.</li>
	<li>Conecte o conjunto de agulhas (Figura 2A-F) ao dispositivo EIM e deixe-o descansar em um barco de pesagem contendo solução salina. Verifique a conectividade e a estabilidade do sinal (indicadas por barras verdes).</li>
	<li>Desinfete a pele e as agulhas com álcool. Coloque a matriz de agulhas em uma posição longitudinal em comparação com as miofibras e pressione-a firmemente na pele até que todas as agulhas penetrem na pele e no músculo subjacente até o protetor de plástico na matriz. Adquira dados.</li>
	<li>Remova suavemente a matriz e reinsira-a através da pele e no músculo em um ângulo de 90° em relação à primeira medição, na direção transversal. Adquira dados. NOTA: Ao usar matrizes de agulhas, as medições só devem ser adquiridas uma vez em cada direção para reduzir o impacto dos eletrodos da agulha na pele e no tecido muscular. Se ocorrer sangramento, limpe suavemente o sangue antes de realizar a segunda medição. A recuperação animal é imediata após a interrupção da anestesia com isoflurano e o procedimento não requer tratamento analgésico.</li>
</ol>3. EIM ex vivo 
<ol><li>Preparar a célula dieléctrica ex vivo (Figura 2G,H), adicionar solução salina à câmara e ligar a célula ao dispositivo EIM para obter os valores de referência. NOTA: Os valores de fase e reatância da solução salina devem permanecer constantes em ou perto de zero e os valores de resistência da solução salina devem permanecer constantes em aproximadamente 100 ± 25 Ω na faixa de frequência de 1 kHz a 1 MHz.</li>
	<li>Eutanasiar o animal de acordo com as respectivas diretrizes da IACUC.</li>
	<li>Usando um par de tesouras, corte a pele perto do tendão de Aquiles. Usando pinças, puxe a pele em um movimento ascendente para revelar os músculos subjacentes e a fáscia. Disseque suavemente o bíceps femoral que recobre o músculo gastrocnêmio e corte o nervo ciático.</li>
	<li>Corte o tendão de Aquiles para liberar a extremidade distal dos músculos gastrocnêmio e sóleo e puxe suavemente o tendão para cima enquanto usa uma tesoura para remover quaisquer acessórios. Uma vez que todos os anexos são removidos, use uma tesoura para cortar a extremidade rostral do músculo sóleo e removê-lo.</li>
	<li>Use uma tesoura para dissecar as cabeças do músculo gastrocnêmio ao redor da patela. NOTA: Após a remoção do músculo gastrocnêmio, é importante lembrar a orientação original das miofibras.</li>
	<li>Coloque o músculo gastrocnêmio em uma folha de cera dentária e separe-o usando uma lâmina de barbear e uma régua para obter uma seção de 10 mm x 10 mm do centro do músculo gastrocnêmio. NOTA: O tamanho da célula dielétrica pode ser personalizado. Para os ratos, foi utilizada uma célula de 10 mm x 10 mm e, para os camundongos, uma célula de 5 mm x 5 mm.</li>
	<li>Usando uma pinça, coloque suavemente o gastrocnêmio nas células dielétricas, certificando-se de que as fibras estejam orientadas longitudinalmente (ou seja, as extremidades caudais e rostral devem estar tocando os eletrodos). Certifique-se de que o músculo está totalmente em contato com os eletrodos de metal.</li>
	<li>Anexe a parte superior da célula dielétrica e insira duas agulhas monopolares (26 G) nos dois orifícios. Conecte os fios do dispositivo EIM à célula ex vivo na seguinte ordem: (1: I+, 2: V+, 3: V-, 4: I-, onde I representa os eletrodos de corrente e V representa os eletrodos de tensão). Adquira a medida longitudinal.</li>
	<li>Abra a célula dielétrica e reoriente o músculo na direção transversal, girando-o 90°. Reconecte a parte superior da célula dielétrica. Adquira a medida transversal.</li>
</ol>

<ol><li>Rutkove, S. B., Sanchez, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+methods+in+neuromuscular+assessment%3A+An+overview%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Perspectives+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance methods in neuromuscular assessment: An overview.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 9 (10), 034405(2019).</li>
<li>Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography%3A+Background%2C+Current+State%2C+and+Future+Directions%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography: Background, Current State, and Future Directions.</a> Muscle & Nerve. 40, 936-946 (2009).</li>
<li>Sanchez, B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Present+uses%2C+future+applications%2C+and+technical+underpinnings+of+electrical+impedance+myography%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Neurology+and+Neuroscience+Reports%22%5BJournal%5D)">Present uses, future applications, and technical underpinnings of electrical impedance myography.</a> Current Neurology and Neuroscience Reports. 17 (11), 86(2017).</li>
<li>Garmirian, L. P., Chin, A. B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Discriminating+neurogenic+from+myopathic+disease+via+measurement+of+muscle+anisotropy%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Discriminating neurogenic from myopathic disease via measurement of muscle anisotropy.</a> Muscle & Nerve. 39 (1), 16-24 (2009).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Loss+of+electrical+anisotropy+is+an+unrecognized+feature+of+dystrophic+muscle+that+may+serve+as+a+convenient+index+of+disease+status%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Loss of electrical anisotropy is an unrecognized feature of dystrophic muscle that may serve as a convenient index of disease status.</a> Clinical Neurophysiology. 127 (12), 3546-3551 (2016).</li>
<li>Wang, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+alterations+in+the+electrical+impedance+of+muscle+after+experimental+nerve+injury+via+finite-element+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Assessment of alterations in the electrical impedance of muscle after experimental nerve injury via finite-element analysis.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 58 (6), 1585-1591 (2011).</li>
<li>Katirji, B., Ruff, R. L., Kaminski, H. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKatirji%2C+B+%22Neuromuscular+Disorders+in+Clinical+Practice%22">Neuromuscular Disorders in Clinical Practice</a>. , Springer New York. New York, NY. (2014).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+assessment+of+Duchenne+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for assessment of Duchenne muscular dystrophy.</a> Annals of Neurology. 81 (5), 622-632 (2017).</li>
<li>Semple, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+electrical+impedance+myography+as+a+biomarker+of+muscle+deconditioning+in+rats+exposed+to+micro-+and+partial-gravity+analogs%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Using electrical impedance myography as a biomarker of muscle deconditioning in rats exposed to micro- and partial-gravity analogs.</a> Frontiers in Physiology. 11, 557796(2020).</li>
<li>Kortman, H. G. J., Wilder, S. C., Geisbush, T. R., Narayanaswami, P., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-+and+gender-associated+differences+in+electrical+impedance+values+of+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Measurement%22%5BJournal%5D)">Age- and gender-associated differences in electrical impedance values of skeletal muscle.</a> Physiological Measurement. 34 (12), 1611-1622 (2013).</li>
<li>Clark, B. C., Rutkove, S., Lupton, E. C., Padilla, C. J., Arnold, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potential+utility+of+electrical+impedance+myography+in+evaluating+age-related+skeletal+muscle+function+deficits%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Potential utility of electrical impedance myography in evaluating age-related skeletal muscle function deficits.</a> Frontiers in Physiology. 12, 666964(2021).</li>
<li>Kapur, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predicting+myofiber+size+with+electrical+impedance+myography%3A+A+study+in+immature+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Predicting myofiber size with electrical impedance myography: A study in immature mice.</a> Muscle and Nerve. 58 (1), 106-113 (2018).</li>
<li>Kapur, K., Nagy, J. A., Taylor, R. S., Sanchez, B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+myofiber+size+with+electrical+impedance+myography%3A+a+study+in+amyotrophic+lateral+sclerosis+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Estimating myofiber size with electrical impedance myography: a study in amyotrophic lateral sclerosis mice.</a> Muscle and Nerve. 58 (5), 713-717 (2018).</li>
<li>Mortreux, M., Semple, C., Riveros, D., Nagy, J. A., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+the+detection+of+muscle+inflammation+induced+by+%CE%BB-carrageenan%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for the detection of muscle inflammation induced by λ-carrageenan.</a> PLoS ONE. 14 (10), 0223265(2019).</li>
<li>Pandeya, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predicting+myofiber+cross-sectional+area+and+triglyceride+content+with+electrical+impedance+myography%3A+A+study+in+db%2Fdb+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Predicting myofiber cross-sectional area and triglyceride content with electrical impedance myography: A study in db/db mice.</a> Muscle and Nerve. 63 (1), 127-140 (2021).</li>
<li>Pandeya, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+myofiber+cross-sectional+area+and+connective+tissue+deposition+with+electrical+impedance+myography%3A+A+study+in+D2-mdx+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Estimating myofiber cross-sectional area and connective tissue deposition with electrical impedance myography: A study in D2-mdx mice.</a> Muscle & Nerve. 63 (6), 941-950 (2021).</li>
<li>Stålberg, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standards+for+quantification+of+EMG+and+neurography%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Standards for quantification of EMG and neurography.</a> Clinical Neurophysiology. 130 (9), 1688-1729 (2019).</li>
<li>Theodorou, D. J., Theodorou, S. J., Kakitsubata, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+muscle+disease%3A+Patterns+of+MRI+appearances%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Radiology%22%5BJournal%5D)">Skeletal muscle disease: Patterns of MRI appearances.</a> British Journal of Radiology. 85 (1020), 1298-1308 (2012).</li>
<li>Simon, N. G., Noto, Y., Zaidman, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+muscle+imaging+in+neuromuscular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Skeletal muscle imaging in neuromuscular disease.</a> Journal of Clinical Neuroscience. 33, 1-10 (2016).</li>
<li>Kwon, H., Rutkove, S. B., Sanchez, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+characteristics+of+electrical+impedance+myography+needle+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Measurement%22%5BJournal%5D)">Recording characteristics of electrical impedance myography needle electrodes.</a> Physiological Measurement. 38 (9), 1748-1765 (2017).</li>
<li>Kwon, H., Di Cristina, J. F., Rutkove, S. B., Sanchez, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+characteristics+of+electrical+impedance-electromyography+needle+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Measurement%22%5BJournal%5D)">Recording characteristics of electrical impedance-electromyography needle electrodes.</a> Physiological Measurement. 39 (5), 055005(2018).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterizing+spinal+muscular+atrophy+with+electrical+impedance+myography%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Characterizing spinal muscular atrophy with electrical impedance myography.</a> Muscle and Nerve. 42 (6), 915-921 (2010).</li>
<li>Schwartz, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+electrical+impedance+myography+measurements+by+using+a+multifrequency+ratio%3A+A+study+in+Duchenne+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Optimizing electrical impedance myography measurements by using a multifrequency ratio: A study in Duchenne muscular dystrophy.</a> Clinical Neurophysiology. 126 (1), 202-208 (2015).</li>
<li>Li, J., Pacheck, A., Sanchez, B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+and+modeled+multifrequency+electrical+impedance+myography+parameters+and+their+relationship+to+force+production+in+the+ALS+SOD1G93A+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Amyotrophic+Lateral+Sclerosis+and+Frontotemporal+Degeneration%22%5BJournal%5D)">Single and modeled multifrequency electrical impedance myography parameters and their relationship to force production in the ALS SOD1G93A mouse.</a> Amyotrophic Lateral Sclerosis and Frontotemporal Degeneration. 17 (5-6), 397-403 (2016).</li>
<li>Hu, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antisense+oligonucleotide+and+adjuvant+exercise+therapy+reverse+fatigue+in+old+mice+with+myotonic+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Therapy+-+Nucleic+Acids%22%5BJournal%5D)">Antisense oligonucleotide and adjuvant exercise therapy reverse fatigue in old mice with myotonic dystrophy.</a> Molecular Therapy - Nucleic Acids. 23, 393-405 (2021).</li>
<li>Sanchez, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+assessment+of+muscle+injury+in+healthy+and+dystrophic+animals+with+electrical+impedance+myography%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Non-invasive assessment of muscle injury in healthy and dystrophic animals with electrical impedance myography.</a> Muscle & Nerve. 56 (6), 85-94 (2017).</li>
<li>Sanchez, B., Li, J., Bragos, R., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiation+of+the+intracellular+structure+of+slow-+versus+fast-twitch+muscle+fibers+through+evaluation+of+the+dielectric+properties+of+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Physics+in+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Differentiation of the intracellular structure of slow- versus fast-twitch muscle fibers through evaluation of the dielectric properties of tissue.</a> Physics in Medicine and Biology. 59 (10), 2369-2380 (2014).</li>
<li>Shefner, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+ALS+progression+with+a+dedicated+electrical+impedance+myography+system%5BTitle%5D)+AND+%22Amyotrophic+Lateral+Sclerosis+%26+Frontotemporal+Degeneration%22%5BJournal%5D)">Assessing ALS progression with a dedicated electrical impedance myography system.</a> Amyotrophic Lateral Sclerosis & Frontotemporal Degeneration. 19 (7-8), 555-561 (2018).</li>
<li>Lungu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantifying+muscle+asymmetries+in+cervical+dystonia+with+electrical+impedance%3A+a+preliminary+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Quantifying muscle asymmetries in cervical dystonia with electrical impedance: a preliminary assessment.</a> Clinical Neurophysiology. 122 (5), 1027-1031 (2011).</li>
<li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+assessing+paraspinal+muscles+of+patients+with+low+back+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Electrical+Bioimpedance%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for assessing paraspinal muscles of patients with low back pain.</a> Journal of Electrical Bioimpedance. 10 (1), 103-109 (2019).</li>
<li>Leitner, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+reducing+sample+size+in+Duchenne+muscular+dystrophy+trials%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Clinical+and+Translational+Neurology%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for reducing sample size in Duchenne muscular dystrophy trials.</a> Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (1), 4-14 (2020).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+ALS+clinical+trials+through+frequent+at-home+self-assessment%3A+a+proof+of+concept+study%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Clinical+and+Translational+Neurology%22%5BJournal%5D)">Improved ALS clinical trials through frequent at-home self-assessment: a proof of concept study.</a> Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (7), 1148-1157 (2020).</li>
</ol>

S. B. Rutkove tem participação e atua como consultor e consultor científico da Myolex, Inc., uma empresa que projeta dispositivos de impedância para uso clínico e de pesquisa, e o sistema mView usado aqui. Ele também é membro do Conselho de Administração da empresa. A empresa também tem a opção de licenciar a tecnologia de impedância patenteada da qual S. B. Rutkove é nomeado como inventor. Os outros autores não têm outras afiliações relevantes ou envolvimento financeiro com qualquer organização ou entidade com interesse financeiro ou conflito financeiro com o assunto ou materiais discutidos no manuscrito além daqueles divulgados.

Este artigo fornece os métodos básicos para a realização de EIM em roedores, tanto in vivo quanto ex vivo. Para adquirir medições confiáveis, é fundamental executar uma série de etapas. Primeiro, é preciso identificar adequadamente o músculo de interesse, pois cada músculo terá respostas diferentes a doenças, tratamento e patologia. Deve-se estar ciente de que os dados adquiridos em um músculo (por exemplo, gastrocnêmio) não fornecerão as mesmas informações que em outro músculo (por exemplo, tibial ante...

A miografia por impedância elétrica (MEI) fornece um método poderoso para avaliar a condição muscular, potencialmente possibilitando o diagnóstico de distúrbios neuromusculares, o rastreamento da progressão da doença e a avaliação da resposta à terapia 1,2,3. Pode ser aplicado de forma análoga a modelos de doenças animais e humanos, permitindo uma tradução relativamente perfeita de estudos pré-clínicos para clínicos. As medições do EIM são facilmente obtidas usando quatro eletrodos posicionados linearmente, com os dois externos aplicando uma corrente elétrica indolor e fraca em uma faixa de frequências (geralmente entre 1 kHz e aproximadamente 2 MHz), e os dois internos registrando as tensões resultantes1. A partir dessas tensões, as características de impedância do tecido podem ser obtidas, incluindo a resistência (R), uma medida de quão difícil é para a corrente passar através do tecido, e a reatância (X) ou "carregabilidade" do tecido, uma medida relacionada à capacidade do tecido de armazenar carga (capacitância). A partir da reatância e resistência, o ângulo de fase (θ) é calculado através da seguinte equação: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/63513/63513eq01.jpg" style="margin: auto;">, fornecendo uma única medida de impedância somativa. Tais medições podem ser obtidas usando qualquer dispositivo de bioimpedância multifreqüência. Como as miofibras são essencialmente cilindros longos, o tecido muscular também é altamente anisotrópico, com corrente fluindo mais facilmente ao longo das fibras do que através delas 4,5. Assim, o EIM é frequentemente realizado em duas direções: com a matriz colocada ao longo das fibras, de modo que a corrente corre paralela a elas, e através do músculo, de modo que a corrente flui perpendicularmente a elas. Além disso, em medições ex vivo, onde um volume conhecido de tecido é medido em uma célula de medição de impedância, as propriedades elétricas inerentes do músculo (ou seja, a condutividade e a permissividade relativa) podem ser derivadas6.
O termo "distúrbios neuromusculares" define uma ampla gama de doenças primárias e secundárias que levam à alteração e disfunção muscular estrutural. Isso inclui esclerose lateral amiotrófica e várias formas de distrofia muscular, bem como alterações mais simples relacionadas ao envelhecimento (por exemplo, sarcopenia), atrofia por desuso (por exemplo, devido a repouso prolongado ou microgravidade) ou mesmo lesão7. Embora as causas sejam abundantes e possam se originar do neurônio motor, nervos, junções neuromusculares ou do próprio músculo, o EIM pode ser usado para detectar alterações precoces no músculo devido a muitos desses processos e para rastrear a progressão ou a resposta à terapia. Por exemplo, em pacientes com distrofia muscular de Duchenne (DMD), a MEI demonstrou detectar a progressão da doença e a resposta aos corticosteroides8. Trabalhos recentes também mostraram que o MEI é sensível a diferentes estados de desuso, incluindo a gravidade fracionada9, como seria experimentado na Lua ou em Marte, e os efeitos do envelhecimento10,11. Por fim, ao aplicar algoritmos preditivos e de machine learning ao conjunto de dados obtidos a cada medida (dados multifrequência e direcionais dependentes), torna-se possível inferir aspectos histológicos do tecido, incluindo tamanho da miofibra 12,13, alterações inflamatórias e edema 14, e tecido conjuntivo e teor de gordura 15,16.
Vários outros métodos não invasivos ou minimamente invasivos também são utilizados para avaliar a saúde muscular em humanos e animais, incluindo eletromiografia por agulha17 e tecnologias de imagem, como ressonância magnética, tomografia computadorizada e ultrassonografia18,19. No entanto, o EIM demonstra benefícios distintos em comparação com essas tecnologias. Por exemplo, a eletromiografia registra apenas as propriedades elétricas ativas das membranas miofibras e não as propriedades passivas e, portanto, não pode fornecer uma avaliação verdadeira da composição ou estrutura muscular. Em certo aspecto, os métodos de imagem estão mais intimamente relacionados com o EIM, pois também fornecem informações sobre a estrutura e a composição do tecido. Mas, em certo sentido, eles fornecem muitos dados, exigindo segmentação detalhada de imagens e análise de especialistas, em vez de apenas fornecer uma saída quantitativa. Além disso, dadas as suas complexidades, as técnicas de imagem também são muito impactadas pelas especificidades do hardware e do software que estão sendo usados, idealmente exigindo o uso de sistemas idênticos para que os conjuntos de dados possam ser comparados. Em contraste, o fato de o EIM ser muito mais simples significa que ele é menos impactado por essas questões técnicas e não requer nenhuma forma de processamento de imagem ou análise especializada.
O protocolo a seguir demonstra como realizar EIM in vivo em ratos e camundongos, usando técnicas não invasivas (matriz de superfície) e minimamente invasivas (matriz de agulhas subdérmicas), bem como EIM ex vivo em músculo recém-excisado.

<table><tbody><tr><td>Impressora 3D</td><td>Formlabs Inc.</td>Impressora <td>3D</td> <td>de mesa Formulário 2</td></tr><tr><td>Impressora 3D</td><td>Shenzhen Creality 3D Technology Co. LTD</td><td>Creality Ender 3 V2</td><td>Impressora 3D</td></tr><tr><td>3M Micropore fita cirúrgica</td><td>Fisher</td><td>19-027761 e 19-061655</td><td>modelos 1530-0 e 1530-1</td></tr><tr><td>Fita cirúrgica 3M TRANSPORE</td><td>Fisher</td><td>18-999-380 e 18-999-381</td><td>modelos 1527-0 e 1527-1</td></tr><tr><td>Conector cabeçalho vertical 10 POS 1 mm espaçamento</td><td>Digi-Key (solução de conector Sullins)</td><td>S9214-ND (SMH100-LPSE-S10-ST-BK)</td><td>Espaçador de plástico de 1 mm para a matriz in vivo de rato exibida na Figura 2A</td></tr><tr><td>Aplicadores com ponta de algodão</td><td>Fisher</td><td>22-363-172</td><td></td></tr><tr><td>Cera Dental</td><td>Fisher</td><td>NC9377103</td><td></td></tr><tr><td>Agente depilatório</td><td>Loção</td><td>removedora de pelos NAIR NA com óleo de bebê amaciante</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7b Forceps</td><td>Fine Ferramentas de Ciência</td><td>No. 11270-20</td><td>Usado para dissecação, Estilo: #7b, Forma da Ponta: Curva, Pontas: Padrão, Dimensões da Ponta: 0,17 mm x 0,1 mm, Liga/Material: Inox, Comprimento: 11 cm</td></tr><tr><td>Paquímetro Digital Eletrônico</td><td>Fisher</td><td>14-648-17</td><td>Usado para medir as dimensões do músculo Gastrocnêmio</td></tr><tr><td>Adesivo epóxi cartucho duplo 4 min vida útil</td><td>Devcon</td><td>série 14265, modelo 2217</td><td>Cola usada na matriz in vivo de rato exibida na Figura 2A</td></tr><tr><td>Célula de impedância dielétrica ex vivo Células</td> dielétricas <td>NA personalizadas</td><td></td><td>foram impressas em 3D no laboratório Rutkove</td></tr><tr><td>Graefe Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>No. 11051-10</td><td>Usado para o músculo colocar e ajustar, Comprimento: 10 cm, Forma da ponta: Curva, Pontas: Serrilhadas, Largura da ponta: 0,8 mm, Dimensões da ponta: 0,8 mm x 0,7 mm, Liga/Material</td></tr><tr><td>Máquina de cortar cabelo</td><td>Amazon</td><td>NA</td><td>Wahl animal profissional BravMini+</td></tr><tr><td>Impedance Animal Device</td><td>Myolex</td><td>EIM1103</td><td>mView system - dispositivo de miografia de impedância elétrica experimental para uso em pesquisa animal</td></tr><tr><td>Matrizes de agulhas in vivo</td><td>Custom</td><td>NA</td><td>Matrizes personalizadas usando agulhas subdérmicas de 27 G da Ambu. A construção foi finalizada usando uma impressora 3D no laboratório Rutkove</td></tr><tr><td>Matriz de superfície In vivo</td><td>Custom</td><td>NA</td><td>A matriz de superfície in vivo foi impressa e montada no laboratório Rutkove</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Patterson Veterinary Supplies</td><td>07-893-8441 (NDC: 46066-755-04)</td><td>Pivetal - garrafa de 250 mL</td></tr><tr><td>Gaze não tecida</td><td>Fisher</td><td>22-028-559</td><td>2 x 2 polegadas</td></tr><tr><td>Poliestireno Pesagem Pratos</td><td>Fisher</td><td>S67090A</td><td>Dimensões (L x W x H): 88,9 mm x 88,9 mm x 25,4 mm</td></tr><tr><td>Lâminas de barbear</td><td>Fisher</td><td>12-640</td><td>Usado para cortar músculos para dimensões corretas, lâminas de aço carbono de borda única</td></tr><tr><td>Tesoura Fina para Estudantes</td><td>Ferramentas de Ciência Fina</td><td>No. 91460-11</td><td>Usado para dissecação, Pontas: Afiadas-Afiadas, Liga/Material: Aço Inoxidável Estudante, Serrilhado: Não, Forma da Ponta: Reta, Borda Cortante: 20 mm, Comprimento: 11,5 cm, Característica: Agulhas</td></tr><tr><td>subdérmicas de qualidade estudantil 27 G Neuroline</td><td>Ambu</td><td>745 12-50/24</td><td>Agulhas usadas na matriz in vivo de ratos exibida na Figura 2A</td></tr><tr><td>Tesoura Cirúrgica - Sharp</td><td>Fine Science Tools</td><td>No. 14002-13</td><td>Usada para cortar pele, Pontas: Afiadas, Liga/Material: Aço inoxidável, Serrilhadas: Não, Forma da ponta: Reta, Borda de corte: 42 mm, Comprimento: Eletrodos</td></tr> de <tr><td>agulha monopolar TECA ELITE</td> de 13 cm <td>Natus</td><td>902-DMG50-S</td><td>0,46 mm de diâmetro (26 G). Blue hub</td></tr><tr><td>Teknova 0,9% solução salina</td><td>Fisher</td><td>S5815</td><td>1000 mL estéril</td></tr></tbody></table>

realização de miografia de impedância elétrica in vivo e ex vivo em roedores

Performing In Vivo and Ex Vivo Electrical Impedance Myography in Rodents

A miografia por impedância elétrica (EIM) é uma técnica conveniente que pode ser usada em estudos pré-clínicos e clínicos para avaliar a saúde e a doença do tecido muscular. O EIM é obtido aplicando uma corrente elétrica de baixa intensidade, direcionalmente focada, a um músculo de interesse em uma faixa de frequências (ou seja, de 1 kHz a 10 MHz) e registrando as tensões resultantes. A partir destes, vários componentes de impedância padrão, incluindo a reatância, resistência e fase, são obtidos. Ao realizar medições ex vivo no músculo excisado, as propriedades elétricas passivas inerentes do tecido, ou seja, a condutividade e a permissividade relativa, também podem ser calculadas. O MEI tem sido amplamente utilizado em animais e humanos para diagnosticar e rastrear alterações musculares em uma variedade de doenças, em relação à atrofia por simples desuso ou como medida de intervenção terapêutica. Clinicamente, o EIM oferece o potencial de rastrear a progressão da doença ao longo do tempo e avaliar o impacto das intervenções terapêuticas, oferecendo assim a oportunidade de encurtar a duração do ensaio clínico e reduzir os requisitos de tamanho da amostra. Como pode ser realizado de forma não invasiva ou minimamente invasiva em modelos animais vivos, bem como em humanos, o EIM oferece o potencial de servir como uma nova ferramenta translacional que permite o desenvolvimento pré-clínico e clínico. Este artigo fornece instruções passo a passo sobre como realizar medições de MEI in vivo e ex vivo em camundongos e ratos, incluindo abordagens para adaptar as técnicas a condições específicas, como para uso em filhotes ou animais obesos.

O EIM pode ser obtido em muitas condições, incluindo matrizes de superfície in vivo (Figura 1), matrizes de agulha in vivo (Figura 2A-F) e células dielétricas ex vivo (Figura 2G,H).
O EIM fornece um instantâneo quase instantâneo da condição muscular com base nos valores de impedância medidos. As medições são adquiridas rapidamen...

Este artigo detalha como realizar a miografia de impedância elétrica in vivo (usando matrizes de eletrodos de superfície e agulha) e ex vivo (usando uma célula dielétrica) no músculo gastrocnêmio de roedores. Ele demonstrará a técnica em camundongos e ratos e detalhará as modificações disponíveis (ou seja, animais obesos, filhotes).

Realização de Miografia de Impedância Elétrica In Vivo e Ex Vivo em Roedores

Electrical impedance myography (EIM) is a convenient technique that can be used in preclinical and clinical studies to assess muscle tissue health and ...

A Miografia por Impedância Elétrica é uma técnica incompleta ou minimamente invasiva para avaliar a condição muscular. Ele fornece um índice quantitativo de saúde muscular servindo como uma ferramenta de diagnóstico ou biomarcador. Portanto, a técnica é quantitativa, rápida e não requer análise detalhada de imagens para que possa servir como um biomarcador conveniente do status da doença em um estudo terapêutico.Outro aspecto útil da Miografia de Impedância Elétrica é que ela é sensível à maioria dos tipos de patologia do músculo esquelético. Valores anormais de miografia por impedância elétrica podem revelar alterações histológicas subjacentes. Para medições de superfície, a pele precisa estar bem preparada.É preciso se familiarizar com a aparência dos artefatos de impedância de contato e remedir, se necessário. Para começar, coloque o rato no banco de pés em posição prona depois de confirmar a ausência de resposta durante o teste de beliscar o dedo do pé. Coloque a perna do animal a ser analisada em um ângulo de 45 graus com o joelho estendido e prenda o pé com fita adesiva.Apare a pele que sobrepõe o músculo gastrocnêmio usando um cortador de cabelo e aplique uma espessa camada de creme depilatório sobre a pele do animal por um minuto. Remova o agente depilatório usando a gaze saturada de solução salina e repita este processo até três vezes até que toda a pele que sobrepõe o músculo gastrocnêmio seja removida. Conecte a matriz de superfície ao dispositivo de Myografia de Impedância Elétrica e deixe os eletrodos descansarem em um pedaço de gaze embebido em solução salina.Coloque a matriz de superfície diretamente sobre a pele, sobre o músculo gastrocnêmio orientado longitudinalmente para as fibras musculares. Verifique se há contato apropriado verificando se todas as barras aparecem verdes no software com a estabilidade dos valores de resistência, reatância e fase de 50 kilohertz. Em seguida, adquira as medições de Miografia de Impedância Elétrica.Gire a matriz de superfície em 90 graus e reposicione-a na pele sobre o gastrocnêmio para obter as medidas transversais. Conecte a matriz de agulhas ao dispositivo de miografia de impedância elétrica e deixe a matriz de eletrodos descansar em um barco de pesagem contendo solução salina. Em seguida, verifique a conectividade e a estabilidade do sinal.Coloque a matriz de agulhas em uma posição longitudinal em comparação com as minhas fibras e pressione-a firmemente na pele até que todas as agulhas penetrem na pele e no músculo subjacente até o protetor de plástico na matriz. Adquira os dados. Remova suavemente a matriz e reinsira-a através da pele e no músculo em um ângulo de 90 graus em relação à primeira medição na direção transversal.Em seguida, adquira esses dados. Para a Miografia de Impedância Elétrica Ex Vivo, prepare a célula dielétrica ex vivo, adicione solução salina à câmara e conecte a célula ao dispositivo de Miografia de Impedância Elétrica para obter os valores de referência. Coloque o músculo gastrocnêmio em uma folha de cera dentária e separe-o usando uma lâmina de barbear em uma régua para obter uma seção de 10 milímetros por 10 milímetros para ratos.E seção de cinco milímetros por cinco milímetros para camundongos do centro do músculo gastrocnêmio. Coloque suavemente o gastrocnêmio nas células dialéticas usando pinças, certificando-se de que as fibras estejam orientadas longitudinalmente e que o músculo esteja totalmente em contato com os eletrodos metálicos. Anexe a parte superior da célula dialética e insira duas agulhas monopolares de calibre 26 nos dois orifícios.Conecte os fios do dispositivo de Miografia de Impedância Elétrica à célula ex vivo na ordem mencionada no manuscrito. Em seguida, adquira a medida longitudinal. Abra a célula dialética e reoriente o músculo na direção transversal, girando-o 90 graus.Recoloque a parte superior da célula dialética e adquira a medida transversal. A Miografia de Impedância Elétrica pode ser obtida em muitas condições com matrizes in vivo de superfície, matrizes de agulha in vivo e células dialéticas ex vivo. Curvas representativas para a superfície E I M são mostradas para fase, reatância e resistência para longitudinal em medições transversais.Algumas irregularidades, que normalmente estão relacionadas a problemas de contato, podem resultar em valores extremos observados em baixas frequências. Um gráfico mostrando a reatância como uma função de resistência e direções longitudinais e transversais é exibido. Uma boa preparação da pele é crucial para medições de superfície.Não pode haver pelo restante. Repita a remoção de peles, a aplicação de solução salina e a medição se o artefato de contato for identificado. A Miografia de Impedância Elétrica permite uma avaliação aprimorada do estado da doença e dos efeitos da terapia em modelos de roedores, ajudando a acelerar a identificação de novas terapias promissoras para o tratamento de doenças neuromusculares.

performing-vivo-ex-vivo-electrical-impedance-myography

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Este vídeo demonstra o procedimento para registrar o potencial de ação muscular composto (CMAP) em ratos, aplicando estímulos elétricos ao nervo ulnar, ajustando eletrodos para sinal ideal e aumentando a estimulação para avaliar a funcionalidade do nervo. Este método permite a investigação in vivo das funções dos nervos periféricos em distúrbios neurológicos.

Medição in vivo do potencial de ação muscular composto em um rato

Fonte: Jensen, V. N., et al. Medição repetida da atividade muscular respiratória e ventilação em modelos de camundongos com doença neuromuscular. J. Vis. Exp. (2017). Este vídeo demonstra o método para registrar sinais simultâneos de pletismografia e eletromiografia em um modelo de camundongo ALS em movimento livre. O procedimento envolve o uso de eletrodos implantados e um transmissor para capturar a atividade muscular, juntamente com uma câmara de pletismografia para monitorar os padrões...

Pletismografia e Eletromiografia Simultâneas em Modelo de Camundongo ALS

Medições das propriedades de condução nervosa em vivo exemplificar uma ferramenta poderosa para caracterizar vários modelos animais de doenças neuromusculares. Aqui, apresentamos um protocolo de fácil e confiável pelo qual análise eletrofisiológica em nervo ciático de ratos anestesiados pode ser realizada.

Em Medidas Vivo eletrofisiológicos nos nervos ciático Rato

Técnicas de excitabilidade axonal fornecem uma poderosa ferramenta para examinar a fisiopatologia e alterações biofísicas que precedem eventos degenerativas irreversíveis. Este manuscrito demonstra a utilização destas técnicas no nervo ulnar de ratos anestesiados.

Na Vivo Medida eletrofisiológica do nervo Ulnar rato com teste de excitabilidade Axonal

A medição da condução nervosa é uma ferramenta útil para avaliar modelos de rato de neurodegeneração, mas frequentemente é aplicado apenas para estimular o nervo ciático em membros traseiros. Aqui, descrevemos uma técnica para medir os compostos muscular potencial de ação (CMAP) na vivo dos músculos do membro anterior de rato inervados pelo plexo braquial.

Na Vivo Eletrofisiológica medição do potencial de ação muscular composto de membros dianteiros em modelos de Mouse de degeneração do neurônio Motor

A avaliação clínica da espasticidade baseada no reflexo de Hoffmann (reflexo H) e utilizando a estimulação elétrica de nervos periféricos é um método estabelecido. Aqui, nós fornecemos um protocolo para uma estimulação nervosa terminal e direta para quantificação do reflexo H na pata dianteira de camundongos.

Medições do reflexo H terminal em camundongos

Este artigo detalha a metodologia para emular a produção de força muscular in vivo durante experimentos de loop de trabalho ex vivo usando um músculo "avatar" de um roedor de laboratório para avaliar as contribuições dos transientes de tensão e ativação para a resposta da força muscular.

"Avatar", um experimento de loop de trabalho ex vivo modificado usando tensão e ativação in vivo

Neste estudo, demonstramos um protocolo refinado de eletromiografia de fibra única (SFEMG) para permitir a medição in vivo da transmissão da junção neuromuscular (NMJ) em modelos de roedores. Uma abordagem passo a passo da técnica SFEMG é descrita para permitir a quantificação da variabilidade e falha da transmissão da JNM no músculo gastrocnêmio de ratos.

Eletromiografia de fibra única estimulada (SFEMG) para avaliação da transmissão da junção neuromuscular em modelos de roedores

Este protocolo descreve a fabricação manual e a implantação cirúrgica de eletrodos eletromiográficos (EMG) nos músculos dos membros anteriores de camundongos para registrar a atividade muscular durante experimentos de comportamento com a cabeça fixa.

Registrando a atividade muscular dos membros anteriores em camundongos com cabeça fixa com eletrodos EMG implantados cronicamente

Nosso objetivo era fornecer um guia atualizado e fácil de seguir sobre a fabricação e teste de eletrodos de eletromiografia epimísia. Para esse fim, fornecemos instruções para o fornecimento de materiais e um passo a passo detalhado do processo de fabricação e teste.

Desenvolvimento de um eletrodo de eletromiografia epimísia de baixo custo: um fluxo de trabalho simplificado para fabricação e teste

Um protocolo é apresentado para a instalação e preparação de eletrodos intramusculares, juntamente com um dispositivo de medição miniaturizado montável em animais para análise de eletromiografia (EMG) em estudos de locomoção. Este sistema permite a transmissão sem fio de dados EMG em tempo real para investigar a recuperação da locomoção em ratos modelo AVC.

Um sistema de medição de eletromiografia vestível em tempo real para pequenos animais

Aprenda a realizar miografia de impedância elétrica in vivo e ex vivo em roedores para avaliar a saúde muscular. Esta técnica não invasiva auxilia no diagnóstico precoce de patologias e no desenvolvimento de terapias para doenças neuromusculares.

Realização de Miografia de Impedância Elétrica In Vivo e Ex Vivo em Roedores

Explorar mais vídeos