Name: Modelo Animal Pediátrico de Ressuscitação Cardiopulmonar Extracorpórea Após Parada Circulatória Prolongada (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-05-26T12:55:00.000+00:00
Duration: 4 min 55 s
Description: Aprenda a desenvolver um modelo neonatal porcino de circulação extracorpórea com parada cardíaca para estudar danos cerebrais pós-cirurgia cardíaca pediátrica. Este método reprodutível permite avaliar comorbidades em crianças com cardiopatias congênitas.

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Este projeto recebeu financiamento do programa de pesquisa e inovação Horizonte 2020 da União Europeia sob o acordo de subvenção nº 101017113, do Instituto de Salud Carlos III (PI20/00298), da Beca Carmen de Torres (Fundació Sant Joan de Déu) e do Vanderbilt Medical Scholars Program. Agradecemos a todos os funcionários do CMCiB, incluindo Jordi Grifols, María del Mar Arevalo, Juan Ricardo Gonzalez, Sara Capdevila, Josep Puig e Gemma Cristina Monte Rubi). Também agradecemos especialmente a Abril Culell Camprubí e ao Dr. Sergi Cesar Díaz por sua ajuda nos desenhos anatômicos.

O presente procedimento foi aprovado pelo Comitê de Ética em Experimentação Animal (CEEA) do Centro de Medicina Comparada e Bioimagem da Catalunha (CEEA-CMCiB). O Governo da Catalunha também autorizou o protocolo experimental (nº 11652), número de identificação do arquivo FUE-2022-02381434 e ID QBXQ3RY3J. Profissionais experientes, incluindo veterinários certificados que fornecem supervisão e assistência, realizaram todos os experimentos. Leitões (Sus scrofa domestica), com 4-6 dias de idade, pesando 2,5-3,5 kg, foram utilizados para o presente estudo. Foi feita uma tentativa de equilibrar a distribuição de gênero para evitar vieses relacionados.
1. Sedação, intubação e acesso
<ol><li>Inicie a sedação e analgesia com cetamina intramuscular (20 mg / kg), dexmedetomidina (0,02 mg / kg) e midazolam (0,3 mg / kg). Uma vez que o animal esteja profundamente sedado (5 minutos após a administração da pré-medicação), oxigenar com 100% O2 através de uma máscara de focinho (2 L/min). Em seguida, induza a anestesia com propofol IV (0,5 mg / kg) (ver Tabela de Materiais).</li>
	<li>Posicione o leitão na posição de decúbito dorsal. Realize a intubação orotraqueal usando um tubo endotraqueal com balonete de 2,5 mm (consulte a Tabela de Materiais), usando visualização direta da traqueia.<ol><li>Confirme a colocação apropriada do tubo endotraqueal por meio da ausculta direta das bases pulmonares.</li>
	</ol></li>
	<li>Defina a ventilação mecânica para fornecer uma frequência respiratória de 30 respirações por minuto, um volume corrente de 8-12 mL/kg e uma pressão expiratória final de 4 cmH2O.</li>
	<li>Monitore continuamente a profundidade da anestesia durante o protocolo por meio da frequência cardíaca (FC), pressão arterial (PA) e saturação de oxigênio (spO2). Ajuste os parâmetros ventilatórios e de sedação conforme necessário. NOTA: Os valores ideais para os sinais vitais são FC de 130-160 bpm, PA de 75-95/60-70 e spO2 > 85.</li>
	<li>Mantenha a sedação com sevoflurano e fentanil a 1,5% (25-200 μg/kg/min) (ver Tabela de Materiais).</li>
	<li>Use a visualização direta para colocar cateteres na artéria femoral (3 Fr) e na veia (4 Fr) (ver Tabela de Materiais). NOTA: Esses cateteres serão usados para administração de medicamentos e aquisição de amostras. Como tal, é importante manter o acesso.</li>
</ol>2. Configuração e preparação do circuito CPB
<ol><li>Personalize e configure o circuito de PCB seguindo as etapas abaixo (Figura 3):<ol><li>Encurte o tubo o máximo possível, deixando distância suficiente para alcançar o animal da máquina.</li>
		<li>Crie e conecte uma ponte de tubulação que conecte o fluxo de saída do oxigenador de membrana (consulte a Tabela de Materiais) ao fluxo de entrada na bomba. NOTA: A ponte é vital para permitir que o sangue continue circulando pela máquina enquanto os CAs do animal estão sendo realizados.</li>
	</ol></li>
	<li>Uma vez que todos os pontos de conexão estejam selados, prepare o circuito com 300 mL de uma solução salina de heparina (1.000 UI de heparina misturada em 1 L de solução salina) e 300 mL de sangue de porco doador fresco, seguido por 3,5 mEq de bicarbonato de sódio, 350 UI de heparina e 450 mg de gluconato de cálcio (ver Tabela de Materiais).<ol><li>"Varra" o circuito passando a mistura de sangue, heparina-salina, bicarbonato de sódio e gluconato de cálcio por todo o circuito por 2 minutos a uma taxa de 0,3 L/min.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Cirurgia e início da CEC
NOTA: A Figura 1 suplementar mostra os materiais cirúrgicos necessários para a colocação da cânula.
<ol><li>Expor a veia jugular interna esquerda e a artéria carótida direita para preparar a canulação (Figura 4).</li>
	<li>Para a canulação, utilizar a técnica de Seldinger ou "over-the-wire"21.<ol><li>Primeiro, insira um cateter de agulha na veia jugular interna esquerda. Assim que um flash de sangue for visualizado, insira cuidadosamente um fio-guia no vaso e remova a agulha, garantindo que o fio permaneça no lugar.</li>
		<li>Passe um dilatador sobre o fio e no vaso e, em seguida, remova o dilatador.</li>
		<li>Com o fio ainda no lugar, enfie uma cânula venosa de 8 Fr e avance-a lentamente ~4 cm para dentro do vaso. Remova cuidadosamente o fio, garantindo que a cânula permaneça no lugar.</li>
		<li>Repita a técnica do fio de Seldinger com dilatação para colocar uma cânula arterial pediátrica de 6 Fr (ver Tabela de Materiais) na artéria carótida direita.</li>
		<li>No momento da canulação arterial, administre um bolus de heparina intravenosa (50 UI/kg) através da cânula arterial recém-colocada.</li>
	</ol></li>
	<li>Uma vez obtido o acesso, fixe com segurança ambas as cânulas ao animal usando suturas poliabsorvíveis 3-0 e fita adesiva para evitar a remoção inadvertida (Figura 5).</li>
	<li>Conecte as cânulas ao circuito de CEC, garantindo que solução salina com heparina seja adicionada aos pontos de conexão para evitar a entrada de ar no circuito.</li>
	<li>Defina o fluxo inicial para 80-85 mL / kg / min e aumente-o lentamente para uma taxa de fluxo final de 150 mL / kg / min. NOTA: O animal pode permanecer na CEC pelo tempo que os experimentos exigirem. Um esquema das etapas 1 a 3 é representado na Figura Suplementar 2.</li>
</ol>4. Parada circulatória e cardíaca (CA)
<ol><li>Para induzir CA, administre 9 mEq de KCl. Use sinais vitais para avaliar a parada completa e confirme com ecocardiografia. Administre KCl adicional conforme necessário.</li>
	<li>Uma vez que o coração esteja parado, isole o animal do circuito para induzir a parada circulatória.</li>
	<li>Mantenha o fluxo do circuito de CEC usando a ponte descrita anteriormente (etapa 3.5) circulando a 1.500 rpm.</li>
</ol>5. Ressuscitação cardiopulmonar extracorpórea (eCPR)
<ol><li>Assim que a condição de AC apropriada (0 min, 30 min ou 60 min) for alcançada, inicie a ressuscitação com eCPR.</li>
	<li>Reconecte o leitão ao circuito de CEC.</li>
	<li>Administrar 3 mL de gluconato de cálcio (2,25 mmol/10 mL, diluído 1:2) e 6 mL de bicarbonato de sódio (1 M, diluído 1:2) via acesso arterial periférico, adicionando doses conforme necessário. NOTA: Cardioversão ou drogas inotrópicas (adrenalina ou dopamina) podem ser usadas, se necessário.</li>
</ol>6. Cuidados pós-operatórios
<ol><li>Uma vez ressuscitado, monitore os sinais vitais por 15 minutos para garantir a estabilidade. NOTA: Os parâmetros ideais no período da unidade de terapia intensiva são: FC de 100-150 bpm, PA de 75-95/60-70 e spO2 > 85.</li>
	<li>Transfira os animais para ressonância magnética (MRI). NOTA: Após a imagem, os animais nunca se recuperaram e foram sacrificados sob anestesia por meio da administração intravenosa de pentobarbital sódico para obtenção de amostras cerebrais para análise histológica. Uma linha do tempo da parte experimental do procedimento, incluindo a estratégia de coleta de amostras, pode ser visualizada na Figura Suplementar 3.</li>
</ol>

Ressuscitação Cardiopulmonar Extracorpórea em Modelo Animal Após Parada Cardíaca

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<li>Mavroudis, C. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroencephalographic+response+to+deep+hypothermic+circulatory+arrest+in+neonatal+swine+and+humans%5BTitle%5D)+AND+%22The+Annals+of+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Electroencephalographic response to deep hypothermic circulatory arrest in neonatal swine and humans.</a> The Annals of Thoracic Surgery. 106 (6), 1841-1846 (2018).</li>
<li>Gabriel, G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiovascular+development+and+congenital+heart+disease+modeling+in+the+pig%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Heart+Association%22%5BJournal%5D)">Cardiovascular development and congenital heart disease modeling in the pig.</a> Journal of the American Heart Association. 10 (14), 021631(2021).</li>
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<li>Lodge, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regional+blood+flow+during+pulsatile+cardiopulmonary+bypass+and+after+circulatory+arrest+in+an+infant+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+Annals+of+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Regional blood flow during pulsatile cardiopulmonary bypass and after circulatory arrest in an infant model.</a> The Annals of Thoracic Surgery. 63 (5), 1243-1250 (1997).</li>
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</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

A circulação extracorpórea é comumente usada durante a cirurgia cardíaca para adultos, crianças e neonatos. Ele conta com um circuito extracorpóreo motorizado e um oxigenador de membrana que trabalham juntos para oxigenar o sangue e fornecer estabilização pulmonar e cardíaca. Estudos anteriores demonstraram que a CEC pode afetar adversamente muitos sistemas de órgãos (renal, cerebral, pulmonar, cardíaco, gastrointestinal) tanto em pacientes doentes quanto em pacientes previamente saudáveis 22,23,2...

A cardiopatia congênita (CC) é a malformação congênita mais prevalente, com cerca de um milhão de nascimentos impactados em todo o mundo por ano1. Embora os avanços modernos na cirurgia cardiotorácica (STC) e no tratamento intensivo tenham melhorado as taxas de mortalidade, as comorbidades permanecem extremamente comuns 2,3,4,5. Anormalidades do neurodesenvolvimento, incluindo deficiências cognitivas e motoras, bem como dificuldades de aprendizagem, são relatadas em cerca de 25% a 50% desses pacientes 6,7,8. A cirurgia nos primeiros dias de vida, especialmente aquelas que requerem parada circulatória e cardíaca (PCR), demonstrou aumentar a morbidade9. Alterações hemodinâmicas durante a cirurgia podem ter um efeito importante no cérebro vulnerável do recém-nascido em desenvolvimento. Modelos experimentais são essenciais para entender melhor a origem dessas anormalidades e investigar estratégias neuroprotetoras para melhorar o prognóstico desses pacientes.
O uso de modelos animais para estudar essa população tem sido amplamente documentado 5,10,11,12,13,14. Notavelmente, os leitões oferecem uma excelente opção, dadas as aproximações na anatomia cardíaca (Figura 1), genoma e fisiologia, bem como seu tamanho relativamente maior em comparação com outros modelos animais15 (Figura 2). O uso de modelos de leitões para estudar os efeitos da circulação extracorpórea (CEC) e da AC foi descrito anteriormente. Esses modelos animais experimentais são úteis para estudar alterações hemodinâmicas e complicações associadas em órgãos de tecido-alvo 14,16,17,18,19,20. Esses modelos foram desenvolvidos para permitir que os pesquisadores estudem as condições humanas em um ambiente controlado, com flexibilidade para uma variedade de condições experimentais. A maioria dos estudos relata o uso da canulação central, técnica que exige habilidades cirúrgicas avançadas, requer maior utilização de recursos e dificulta a garantia de sobrevida em longo prazo. Embora estudos anteriores tenham documentado o uso de leitões no estudo da CEC12,15, poucos propuseram a técnica de canulação periférica.
Essa nova técnica de canulação periférica é mais fácil, menos agressiva e mais viável quando comparada a outros estudospublicados19. Além disso, a validação dessa técnica em recém-nascidos e pequenos animais é nova e deve ser considerada para uso por todos os pesquisadores interessados em usar um modelo animal para estudar CC e suas comorbidades associadas. É particularmente apropriado para indivíduos com acesso a um laboratório equipado com suprimentos, recursos e pessoal experiente na realização de experimentos com modelos animais.
Em resumo, o objetivo principal deste estudo é descrever e validar um modelo de leitões neonatais de CEC com AC. O protocolo visa estudar danos cerebrais graves e outras possíveis complicações da cirurgia de CEC em um ambiente controlado com condições experimentais variadas. Este método fornece um modelo generalizável, confiável e de alta qualidade, que pode ser usado para uma ampla variedade de protocolos experimentais.

<table><tbody><tr><td>1,5% sevofluorano</td><td>Zoetis</td><td>20070289</td><td></td></tr><tr><td>tubo endotraqueal de 2,5 mm</td><td>Henry Schein</td><td>988-1782</td><td></td></tr><tr><td>Cateter de 3 Fr para acesso arterial periférico</td><td>Prodimed</td><td>3872.1</td><td></td></tr><tr><td>Cateter de 4 Fr para acesso venoso periférico</td><td>Prodimed</td><td>3872.13</td><td></td></tr><tr><td>6 Cânula arterial pediátrica de ECMO francesa&nbsp;</td><td>Medtronic&nbsp;</td><td>77206</td><td></td></tr><tr><td>8 Cânula venosa pediátrica ECMO francesa&nbsp;</td><td>Medtronic&nbsp;</td><td>68112</td><td></td></tr><tr><td>Adrenaline</td><td>B Braun</td><td>469801-1119</td><td></td></tr><tr><td>Pinça Adson</td><td>Instrumentos Allgaier</td><td>08-030-130</td><td>Qualquer marca pode ser substituída pelo</td></tr><tr><td>manguito BP&nbsp;</td><td>Mindray</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina (0,01 mg/kg)</td><td>Richter Pharma</td><td>#9004114000537</td><td></td></tr><tr><td>Gluconato de cálcio (2,25 mmol/10 mL)</td><td>B Braun</td><td>570-12606194-1119</td><td></td></tr><tr><td>Dexmedetomidina (0,5-2,0 &micro; g/kg/min)</td><td>Orion farma</td><td>GTN 064321000017253</td><td></td></tr><tr><td>Doletol</td><td>vetoquinol</td><td>#3605870004904</td><td></td></tr><tr><td>Dopamina</td><td>hikma</td><td>A044098010</td><td></td></tr><tr><td>Fentanil (25-200 &micro; g/kg/min)</td><td>Kern Pharma</td><td>756650.2H</td><td></td></tr><tr><td>Sangue de porco doador fresco Tipo O</td><td>Qualquer&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trocador de calor</td><td>Maquet Gmbh & Co</td><td>MCP70107.2130</td><td></td></tr><tr><td>Heparina (1350 UI)</td><td>ROVI</td><td>641641.1</td><td></td></tr><tr><td>Afastador Irwin</td><td>Aesculap</td><td>BV104R</td><td>Qualquer marca pode ser substituída</td></tr><tr><td>Cetamina (20 mg/kg)</td><td>Lubrificante Richter Pharma</td><td>#9004114000452</td><td></td></tr><tr><td></td> Qualquer lubrificante <td></td><td></td><td>orotraqueal</td></tr><tr><td>Midazolam (0,3 mg/kg)</td><td>Serra Pamies</td><td>619627.4</td><td></td></tr><tr><td>Pinça de mosquito</td><td>Aesculap</td><td>BH109R</td><td>Qualquer marca pode ser substituída</td></tr><tr><td>Pinça de agulha</td><td>Aesculap</td><td>BM016R</td><td>Qualquer marca pode ser substituída</td></tr><tr><td>Normal&nbsp; solução salina (0,9%)</td><td>B Braun Fisiovet</td><td>5/469827/0610</td><td>Qualquer marca pode ser substituída</td></tr><tr><td>Grampos de plástico para tubulação</td><td>Achim Schulz-Lauterbach</td><td>DBGM</td><td>Qualquer marca pode ser substituída</td></tr><tr><td>Cloreto de potássio (9 mEq)</td><td>B Braun</td><td>3545156</td><td></td></tr><tr><td>Propofol (0,5 mg/kg)</td><td>Zoetis</td><td>579742.7</td><td></td></tr><tr><td>Oxigenador de Membrana Quadrox&nbsp;</td><td>Maquet Gmbh & Co</td><td>BE-HMOSD 300000</td><td></td></tr><tr><td>Termômetro retal</td><td>Qualquer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>console RotaFlow Sistema ECMO&nbsp;</td><td>Maquet Gmbh & Co</td><td>MCP00703177</td><td>Sistema de ECMO Neonatal</td></tr><tr><td>Bisturi</td><td>Aesculap</td><td>BB074R</td><td>Qualquer marca pode ser substituída</td></tr><tr><td>Bicarbonato de sódio (1 M)</td><td>Fresenius Kabi</td><td>634477.4 OH</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura cirúrgica</td><td>Talmed Inox</td><td>112</td><td>Qualquer marca pode ser substituída Sutura</td></tr><tr><td>(3/0 poli absorvível)</td><td>B Braun Novosyn (R)</td><td>0068030N1</td><td>Qualquer marca pode ser substituída</td></tr></tbody></table>

modelo animal pediátrico de ressuscitação cardiopulmonar extracorpórea após parada circulatória prolongada

Pediatric Animal Model of Extracorporeal Cardiopulmonary Resuscitation After Prolonged Circulatory Arrest

A cardiopatia congênita (DCC) é a malformação congênita mais prevalente, com cerca de um milhão de nascimentos impactados em todo o mundo por ano. A investigação abrangente desta doença requer modelos animais apropriados e validados. Os leitões são comumente usados para pesquisa translacional devido à sua anatomia e fisiologia análogas. Este trabalho teve como objetivo descrever e validar um modelo de circulação extracorpórea (CEC) em leitões neonatais com parada circulatória e cardíaca (PCR) como ferramenta para o estudo de danos cerebrais graves e outras complicações da cirurgia cardíaca. Além de incluir uma lista de materiais, este trabalho fornece um roteiro para outros investigadores planejarem e executarem este protocolo. Depois que profissionais experientes realizaram vários ensaios, os resultados representativos do modelo demonstraram uma taxa de sucesso de 92%, com falhas atribuídas ao pequeno tamanho do leitão e à anatomia variante do vaso. Além disso, o modelo permitiu que os profissionais selecionassem entre uma ampla variedade de condições experimentais, incluindo tempos variados em AC, alterações de temperatura e intervenções farmacológicas. Em resumo, esse método usa materiais prontamente disponíveis na maioria dos ambientes hospitalares, é confiável e reprodutível e pode ser amplamente empregado para aprimorar a pesquisa translacional em crianças submetidas a cirurgia cardíaca.

Durante um período de 6 meses, o protocolo completo foi realizado 12 vezes por uma equipe interdisciplinar de médicos intensivistas pediátricos, cardiologistas pediátricos, veterinários e técnicos (Figura Suplementar 2 e Figura Suplementar 3).
A Figura 1 e a Figura 2 demonstram a anatomia esperada dos animais utilizados neste protocolo. Os leitões incluídos tinham em média 4,8 dias de idade (4-6 dias)...

Este protocolo descreve um modelo neonatal de circulação extracorpórea (CEC), com parada circulatória e cardíaca como ferramenta para o estudo de danos cerebrais graves e outras complicações secundárias à CEC.

Modelo Animal Pediátrico de Ressuscitação Cardiopulmonar Extracorpórea Após Parada Circulatória Prolongada

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive ...

As taxas de mortalidade de crianças com defeitos cardíacos congênitos melhoraram significativamente nos últimos anos, devido às melhorias na cirurgia cardíaca. No entanto, as comorbidades permanecem extremamente comuns, e esse é o objetivo do nosso laboratório. Nosso objetivo é investigar essas comorbidades, descobrir causas subjacentes e desenvolver medidas preventivas.No momento, estamos estudando neuroanormalidades que se desenvolvem após cirurgia cardíaca. Este protocolo oferece um modelo animal viável e reprodutível de simulação de cirurgia cardíaca pediátrica. Então, com isso, os pesquisadores podem usá-lo como base para testar muitas condições experimentais diferentes e uma ampla variedade de outras hipóteses.A técnica de canulação periférica para circulação extracorpórea porcina em nosso modelo é prática e econômica. Além disso, permite uma maneira mais confiável de avaliar os resultados pós-operatórios do que a técnica tradicional de canulação central. A flexibilidade do nosso modelo incentiva trabalhos futuros em estudos de doenças cardíacas congênitas e comorbidades.Por exemplo, nosso laboratório está planejando expandir esse modelo para estudar o monitoramento em tempo real de parâmetros cerebrais, como status de oxigenação e fluxo sanguíneo cerebral.

pediatric-animal-model-extracorporeal-cardiopulmonary-resuscitation

Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Um modelo poderoso para perioperatório e crítica lesão renal aguda relacionada com o cuidado é apresentado. Usando hipoperfusão corpo inteiro induzida por parada cardíaca é possível a quase replicar as alterações histológicas e funcionais do AKI clínico.

Cardiac Arrest normotérmica e Ressuscitação Cardiopulmonar: um modelo do rato de isquemia-reperfusão

Este artigo descreve um modelo de rato de fibrilação ventricular induzida eletricamente e ressuscitação por compressão torácica, ventilação e aplicação de choques elétricos que simula um episódio de parada cardíaca súbita e ressuscitação cardiopulmonar convencional. O modelo permite reunir insights sobre a fisiopatologia da parada cardíaca e explorar novas estratégias de ressuscitação.

Um modelo de rato de Fibrilação Ventricular e Reanimação por Técnica de tórax fechado convencional

Este artigo descreve como realizar bypass cardiopulmonar em ratos. Este novo modelo facilitará a investigação dos mecanismos moleculares envolvidos na lesão de órgão.

Bypass cardiopulmonar em um modelo do rato: uma nova abordagem

Aqui, apresentamos um protocolo para descrever um modelo de recuperação simples extracorpórea sem transfusão ou inotrópicos em um rato. Este modelo permite o estudo de longo prazo várias sequelas de órgão de bypass cardiopulmonar.

Um modelo de recuperação de Bypass cardiopulmonar sem transfusão ou inotrópicos em ratos

Aqui, apresentamos um protocolo para produzir cardiomiopatia induzida por taquicardia em suínos. Este modelo representa uma forma potente para estudar a hemodinâmica da falha de coração crônica progressiva e os efeitos do tratamento aplicado.

Cardiomiopatia induzida por taquicardia como um modelo de insuficiência cardíaca crônica em suínos

Este protocolo apresenta uma abordagem simples e flexível para a avaliação de novos agentes condicionantes ou estratégias para aumentar a viabilidade da doação cardíaca após a morte circulatória.

Modelo pré-clínico de doação cardíaca após a morte circulatória

A ressuscitação cardiopulmonar e a desfibrilação são as únicas opções terapêuticas eficazes durante a parada cardíaca causada pela fibrilação ventricular. Esse modelo apresenta um regime padronizado para induzir, avaliar e tratar esse estado fisiológico em um modelo suíno, proporcionando assim uma abordagem clínica com diversas oportunidades de coleta e análise de dados.

Modelo padronizado de Fibrilação Ventricular e Suporte avançado de vida cardíaca em suínos

O protocolo descreve um modelo de doação pós-morte circulatória de animais de grande porte (suínos), seguido de perfusão regional normotérmica toracoabdominal, que simula de perto o cenário clínico do transplante cardíaco e tem o potencial de facilitar estudos e estratégias terapêuticas.

Modelo de Doação em Animais de Grande Porte após Morte Circulatória e Perfusão Regional Normotérmica para Avaliação Cardíaca

Esse modelo de leitão envolve instrumentação cirúrgica, asfixia até a parada cardíaca, ressuscitação e observação pós-ressuscitação. O modelo permite múltiplas amostragens por animal e, por meio da monitorização contínua invasiva da pressão arterial, ECG e débito cardíaco não invasivo, fornece conhecimento sobre hemodinâmica e fisiopatologia cardíaca na asfixia perinatal e na ressuscitação cardiopulmonar neonatal.

Modelo de Asfixia Perinatal de Leitões para Estudo da Lesão Cardíaca e Hemodinâmica após Parada Cardíaca, Ressuscitação e Retorno à Circulação Espontânea

Esse protocolo demonstra o uso de um desfibrilador cardioversor implantável (DCI) para induzir de forma confiável arritmias ventriculares, realizar cardioversão interna e obter registros de ECG intracardíacos em um modelo suíno.

Modelo de Parada Cardíaca Suína usando um Desfibrilador Implantável

Aprenda a desenvolver um modelo neonatal porcino de circulação extracorpórea com parada cardíaca para estudar danos cerebrais pós-cirurgia cardíaca pediátrica. Este método reprodutível permite avaliar comorbidades em crianças com cardiopatias congênitas.

Modelo Animal Pediátrico de Ressuscitação Cardiopulmonar Extracorpórea Após Parada Circulatória Prolongada

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