Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Отделение нейтрофилов от секреции трахеи без меток с помощью спирального микрофлюидного канала

791 просмотров

8 июля 2025 г.

В этой статье

Аннотация

Источник: Ryu, H., et al., Обогащение нейтрофилов без меток из секреции дыхательных путей, полученных от пациента, с использованием инерциальной микрофлюидики замкнутого цикла.J. Vis. Exp.(2018).

Это видео демонстрирует отделение нейтрофилов от секреции трахеи с помощью микрофлюидного устройства со спиральными каналами. Устройство обеспечивает эффективное разделение в зависимости от размера ячейки за счет использования каналов различной толщины и трапециевидной формы. Взаимодействие между силами приводит к тому, что крупные нейтрофилы накапливаются вблизи внутренней стенки, в то время как эритроциты и агрегаты муцина остаются вблизи наружной стенки, обеспечивая эффективное разделение нейтрофилов.

Протокол

Все процедуры с участием людей были выполнены в соответствии с институциональными, национальными и международными рекомендациями по благополучию человека и были рассмотрены местным институциональным наблюдательным советом.

1. Изготовление устройств и мягкая литография

ПРИМЕЧАНИЕ: Для создания микроканала полидиметилсилоксана (PDMS) использовались стандартные методы мягкой литографии.

  1. Смешайте прекурсор PDMS в соотношении основания и отвердителя 10:1.
  2. Залейте 30 г смеси прекурсора PDMS в микрообработанную алюминиевую форму (размеры см. на рисунке 1) и 20 г смеси прекурсора PDMS в чашку Петри диаметром 100 мм. <бр/> заметка: Чашка Петри используется для изготовления толстой пленки PDMS (~3 мм) для несущего слоя. Поддерживающий слой PDMS обеспечивает однородные физические свойства поверхности во всей микрофлюидике. В качестве альтернативы можно использовать тонкую пленку PDMS на предметном стекле. Мастер-форма с определенными размерами канала была спроектирована и изготовлена методом микрофрезерования на алюминиевом листе. Спиральный канал, использованный в этом исследовании, представлял собой 8-петлевой спиральный микроканал с одним входом и двумя выходами, с радиусом, увеличенным с 8 мм до 24 мм для эффективного разделения по размеру.
  3. Поместите форму и чашку Петри в вакуумный эксикатор для дегазации до тех пор, пока на поверхности не останутся пузырьки, обычно 5-10 мин. Используйте домашний пылесос для эксикатора.
  4. Отпустите вакуум и поместите форму и чашку Петри в духовку при температуре 90 °C на 1 ч.<бр/> заметка: Вместо духовки можно использовать конфорку или другие нагревательные инструменты.
  5. Выньте форму и чашку Петри из духовки и дайте ей остыть при комнатной температуре в течение 10 минут.
  6. Аккуратно вырежьте контур и проделайте отверстия для доступа к жидкости на устройстве с помощью перфоратора диаметром 2 мм.
    заметка: Размер пуансона может варьироваться в зависимости от размера трубки или направляющей жидкости.
  7. Приклейте ленту со стороны канала устройства и плотную пленку PDMS, а затем осторожно отклейте щипцами для удаления пыли.
  8. Обработайте как канальную сторону устройства, так и гладкую PDMS воздушной плазмой и соедините с подготовленным поддерживающим слоем гладкой PDMS (рис. 1A).
  9. Поместите чип на предметное стекло размером 50 мм x 70 мм и поместите его в духовку при температуре 70 °C не менее чем на 30 минут, чтобы повысить прочность сцепления.

2. Сбор секрета трахеи у пациентов на искусственной вентиляции легких

ПРИМЕЧАНИЕ: Выделения из трахеи могут быть получены от пациентов с искусственной вентиляцией легких во время обычного рутинного ухода за дыхательными путями, используя протокол, модифицированный из традиционных методов для стандартного взрослого пациента на искусственной вентиляции легких. Образцы были обезличены и немедленно отправлены на обработку.

  1. Если показана аспирация трахеи, используйте катетер для извлечения секрета из дыхательных путей.
  2. Осторожно введите катетер наполовину в эндотрахеальную трубку и введите 5 мл 0,9% стерильного физиологического раствора из предварительно заполненного шприца объемом 10 мл.
  3. Когда катетер полностью продвинется или будет достигнуто сопротивление, аспирируйте выделения и соберите их в стерильный контейнер для сбора мокроты.
  4. Соберите 10 мл трахейного секрета в стерильный контейнер с мокротой и положите его на лед. Немедленно отправьте образцы на обработку.

3. Подготовка образцов секрета трахеи

ПРИМЕЧАНИЕ: Все эксперименты должны проводиться в шкафу биобезопасности с соответствующими средствами индивидуальной защиты.

  1. Диспергируйте 1 мл образцов секрета дыхательных путей в 9 мл фосфатно-солевого буфера (PBS) с помощью пластикового шприца объемом 10 мл (для 10-кратного разведения). Используйте тупую пипетку для гомогенизации образца слизи.
  2. Процедите разбавитель с помощью нейлонового клеточного фильтра 40 мкм, чтобы удалить большие куски или сгустки крови, которые могут блокировать отверстие для доступа микрофлюидики или канал. После обработки поместите образец на лед.
  3. Диспергируйте разбавитель каждого образца с помощью буфера PBS в 100 раз, в результате чего получится разбавленная в 1 000 раз суспензия. Поместите образец на лед в течение всей операции диссоциации.

4. Экспериментальная установка

ПРИМЕЧАНИЕ: Все эксперименты должны проводиться в шкафу биобезопасности с соответствующими средствами индивидуальной защиты.

  1. Соберите микросхему PDMS с направляющей жидкости, чтобы обеспечить равномерный поток в каждом из четырех спиральных микроканалов (рис. 1B).
    заметка: Четыре канала были использованы для увеличения пропускной способности за счет распараллеливания, а также оптимизации объема и плотности ячеек полученной суспензии. Проводник жидкости спроектирован и изготовлен с помощью стереолитографического 3D-принтера с прозрачной смолой. Во входном и выходном отверстиях проводника жидкости используются гнездовые соединители Luer для простоты подключения и стабильного уплотнения во время работы.
  2. Подсоедините штекерный разъем Люэра 1/16 дюйма к входному отверстию, выходному отверстию внутренней стенки (IW) и выходному отверстию внешней стенки (OW) проводника жидкости и подсоедините силиконовую трубку к суспензии образца.
  3. Вставьте тупые наконечники на каждый конец впускного и выпускного отверстий, чтобы добраться до дна резервуара для пробы.
  4. Подсоедините перистальтический насос к впускной трубке.
  5. Поместите конец входной трубки и выпускной трубки IW в резервуар для образца, а конец выпускной трубки OW поместите в резервуар для отходов (рис. 1C, D).
  6. Поместите в резервуар для образца пробирку объемом 50 мл с фильтрованным PBS без кальция и магния.
  7. Начните откачку с низким расходом (~1 мл/мин) для заправки устройства.
    заметка: Когда пузырьки попадут в канал, надавите пинцетом на верхнюю часть канала, чтобы дестабилизировать и устранить пузырьки воздуха. Когда устройство будет полностью заполнено буферным раствором, замените пробирку PBS для подготовки пробирки для отбора проб секрета дыхательных путей.
  8. Когда проба будет помещена в резервуар для пробы, включите перистальтический насос и установите скорость потока на уровне 4 мл/мин (рис. 1C, D).
  9. Когда объем образца достигнет заданного объема (~1 мл), остановите работу и отсоедините силиконовую трубку.
    заметка: Предложенный метод более эффективен при уменьшении большого объема разбавителя (>50 мл) до объема микроцентрифужной пробирки (~1 мл) (рис. 2).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

figure-results-1
Рисунок 1: Спиральное микрофлюидное устройство и экспериментальные настройки. Сфотографируйте изображения (А) спиральной микрофлюидики и (В) устройства, собранного с флюидным адаптером. (C) Принципиальная схема замкнутого цикла разделения с использованием спиральной инерциальной микрофлюидики. Путем рециркуляции концентрированного потока частиц/клеток (выход IW) обратно в исходный резервуар для образца, иммунные клетки концентрирова...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Конфликт интересов не декларируется.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Предшественник PDMSDow corning184 SIL ELAST НАБОР 3.9КГСоотношение основания и отвердителя 10:1
Гравитационная конвекционная печь VWRВВР414005-128Прекурсор PDMS отверждается при температуре 90 градусов.
Чашка Петри 100 ммВВР89000-324Изготовление опорного слоя PDMS
Одноядерный перфоратор HarrisСигма-ОлдричWHAWB100076Диаметр 2 мм или другой в зависимости от размера трубки
Воздушно-плазменный аппаратФемтонаукамилыйПоверхностная плазменная обработка аппарата PDMS до основания дна.
Стеклянная горка 2 x 3 дюймаТЕД ПЕЛЛА, ИНК.2195Для поддержки устройства PDMS
Трубка из кремния, отверждаемого платиной, М/С 14Коул-ПармерEW-96410-14Трубки для микрофлюидики и перистального насоса
1/16-дюймовый разъем Люэра, наружная резьбаГарвардский аппаратПК2 72-1443Соединитель для проводника жидкости
Трубка Falcon 50 млКорнинг21008-940Сбор и подготовка образцов
Фосфатно-солевой буфер, 1X без кальция и магнияКорнинг45000-446 Буферный раствор для разбавления образца
Фал Катетер закрытой аспирации, локоть, 14F / канал 4,67 ммЗДОРОВЬЕ ФАЛАNo 22113Аспираторный катетер для отделения трахеи
0,9% стерильный физиологический раствор, 10 мл предварительно заполненный шприцBD PosiFlushNHRIC: 8290-306547Для забора трахеи у пациентов
Контейнеры для образцов SecurTainer™ III, 20 млSimport1176Р36Стерильный контейнер для сбора мокроты (секрета дыхательных путей)
Шприц с наконечником Luer-Lok, 10 млБДBD309604Для пипетки гомогенизируйте образец слизи и дойдите до дна пробирки с образцом
Игла для тупого заполнения BD, с наконечником BD Luer-LokБДДля пипетки гомогенизируйте образец слизи и дойдите до дна пробирки с образцом
Нейлоновое сетчатое фильтр 40 мкм сокол21008-949 (Английский)Для удаления большого куска или сгустков крови, которые могут блокировать отверстие для доступа микрофлюидики или канал.
Перистальтический насос (цифровой привод Masterflex L/S)Коул-ПармерХВ-07522-30 Работа микрофлюидики
г.

Теги