Оценка уровней возбуждающих нейротрансмиттеров у крыс с хронической эпилепсией

Аннотация

Источник: Soukupová, M., et al. Микродиализ возбуждающих аминокислот во время записи ЭЭГ у свободно передвигающихся крыс. J. Vis. Exp. (2018)

Это видео демонстрирует оценку уровней внеклеточных возбуждающих нейротрансмиттеров у крыс с индукцией хронической эпилепсии. После имплантации микродиализного зонда в мозг и подтверждения отсутствия судорог с помощью электроэнцефалографии (ЭЭГ) проводится сбор внеклеточной жидкости для оценки повышенного уровня нейромедиаторов у крыс-эпилептиков. Затем вводят раствор с высоким содержанием калия для поддержания возбудимости нейронов и запуска повышенного высвобождения нейротрансмиттеров, при этом отбирают образцы для оценки пика возбуждающих нейротрансмиттеров, вызванного калием.

Протокол

Все процедуры на животных моделях были проверены местным комитетом по уходу за животными и ветеринарным советом JoVE.

Этот протокол специально разработан для определения глутамата и аспартата в диализатах мозга крыс, полученных под контролем ЭЭГ сеансов микродиализа у крыс с эпилепсией и без эпилепсии. Многие из описанных здесь материалов могут быть легко заменены теми, которые человек использует в своей лаборатории для записи ЭЭГ или микродиализа.

1. Сборка зондового электродного устройства для микродиализа

1. : Используйте 3-канальный двухвитой электрод (с длиной разреза регистрирующего электрода не менее 20 мм и заземляющим электродом длиной 10 см) и соедините его с направляющей канюлей для подготовки устройства. Примеры 3-канального электрода и направляющей канюли для диализа приведены на рисунке 1A-1B.
2. Извлеките (Рисунок 1C) и вставьте (Рисунок 1D) металлическую направляющую канюлю в фиктивную пластиковую канюлю несколько раз перед использованием, чтобы облегчить ее извлечение в момент переключения на микродиализный зонд у животного.
3. Дважды согните скрученные провода приводящего электрода (рис. 1E-1F), чтобы совместить провода с фиктивной канюлей направляющей, и отрежьте кончик электрода (рис. 1G) так, чтобы он был на 0,5 мм длиннее кончика направляющей канюли (рис. 1H) с помощью цифрового штангенциркуля.
4. Подготовьте силиконовый круг длиной 1 мм (внешний диаметр 2 мм, толщина 0,3 мм; рисунок 1I) и вставьте наконечник направляющей канюли и наконечник скрученных электродов в кремниевый круг с помощью пинцета (рисунок 1J). Закрепите его на ножке тумбы направляющей канюли с помощью полимерного клея быстрого действия или смолы (рисунок 1К). Примеры готовых устройств смотрите на рисунках 1L и 2A.
5. Стерилизуйте прибор под бактерицидным ультрафиолетовым излучением в течение 4 ч. Переверните прибор четыре раза, чтобы каждая из его сторон подвергалась воздействию света в течение 1 ч.<бр />Примечание: Многие самодельные электроды и зонды для микродиализа могут быть собраны подобным образом. Головка вышеописанного имплантата для крыс имеет следующие размеры: ширина 7 мм х глубина 5 мм х длина от верхушки до носка пьедестала; Наконечник имплантата имеет длину около 11 мм, диаметр 600 мкм, а вес всего устройства составляет около 330-360 мг. Устройство может быть повторно использовано два или три раза, если (i) во время операции на черепе остается достаточная длина заземляющего электрода для следующего использования и (ii) когда животное убито, и устройство извлечено вместе со стоматологическим цементом, его оставляют в ацетоне на ночь, так что цемент может быть механически разукрупнен; И устройство снова промывают и стерилизуют.

2. Стереотаксическая хирургия

1. Используйте стереотаксический аппарат и держатель зажима для зонда (Рисунок 2B) для имплантации устройства в соответствии с современными стандартами асептических и безболезненных операций.
   1. Обезболите взрослых крыс Спрэг-Доули смесью кетамина/ксилазина (43 мг/кг и 7 мг/кг, внутримышечно) и закрепите ее на стереотаксической раме. Добавьте изофлурановую анестезию (1,4% на воздухе; 1,2 мл/мин) к начальному введению кетамина/ксилазина, так как это позволяет контролировать глубину анестезии во времени. Сбрейте шерсть на голове животного.
2. Промокните поверхность кожи головы раствором на основе йода, а затем 70% этанолом, чтобы подготовить ее к асептической операции.
   1. Имплантируйте ведущее канюль-электродное устройство, подготовленное с приоритетом (1,1 – 1,5), в правый вентральный гиппокамп, используя следующие координаты: носовая планка + 5,0 мм, A – 3,4 мм, L + 4,5 мм, P + 6,5 мм до брегмы. Следуйте стандартным методикам стереотаксических операций.
   2. Следите за тем, чтобы он не закрывал анкерные винты. При установке его на стереотаксический аппарат возьмитесь за головку направляющей канюли, так как она может быть легко выровнена по держателю зонда.
3. Закрепите устройство на черепе не менее чем четырьмя нержавеющими винтами, вкрутив их в кость черепа (1 винт в левую и 1 винт в правую лобную костную пластину, 1 винт в левую теменную и 1 винт в межтеменные костные пластины). Добавьте каплю тканевого клея для дальнейшей фиксации каждого винта к кости черепа.
   1. Покройте половину резьбы винта метакриловым цементом. Способствуйте связыванию цемента, делая неглубокие бороздки в кости для увеличения адгезии.
4. После того, как наконечник устройства будет расположен в ткани мозга, скрутите провод заземляющего электрода вокруг 3 анкерных винтов. Покройте все установленные винты и устройство стоматологическим цементом.
5. Наблюдайте за животными во время операции и в течение примерно 1 часа после нее, пока они не встанут в вертикальное положение и не начнут перемещаться по клетке. Держите их на грелке, чтобы избежать переохлаждения. Дайте крысам восстановиться в течение как минимум 7 дней после имплантации устройства.
6. Наблюдайте за животными не реже одного раза в день в течение 3 дней после операции на предмет признаков боли или дистресса. Дайте животным крем с антибиотиком (гентамицин 0,1%) близко к месту разреза для профилактики инфекции и обезболивающее средство (трамадол 5 мг/кг, внутрибрюшинное [в/в]) в течение 3 дней для предотвращения послеоперационной боли.

3. Индукция височной эпилепсии пилокарпином и распределение животных по экспериментальным группам

1. После недели послеоперационного восстановления животных случайным образом распределите по группам: (i) контрольные животные, получающие носитель, и (ii) эпилептические животные, которые будут получать пилокарпин. Используйте пропорционально большее количество животных для группы эпилептиков, так как не у всех крыс, которым вводили пилокарпин, разовьется болезнь.
2. Введите дозу метилскополамина (1 мг/кг, подкожно [подкожно]) и через 30 минут после этого однократную инъекцию пилокарпина (350 мг/кг, внутримышечно) для индуцирования эпилептического статуса (СЭ). Введите метилскополамин и носитель (физиологический раствор) контрольным крысам. Используйте шприц объемом 1 мл с иглой 25G для всех внутримышечных введений.
   1. Проверьте визуально, чтобы у животных начались поведенческие припадки (движение вибриссы в течение 5 минут, кивание головой, клонирование конечностей) и в течение 25 минут непрерывное клонирование всего тела (SE).
3. Остановка СЭ через 2 ч после начала заболевания приводит к смертности около 25% и среднему латентному периоду около 10 дней при введении диазепама (20 мг/кг, в/в). Наблюдайте и записывайте любые судороги, начинающиеся сразу после инъекции пилокарпина и продолжающиеся в течение не менее 6 часов после этого.
4. Вводите животным физиологический раствор (1 мл внутримышечно) с помощью 1 мл шприца с иглой 25G и раствором сахарозы (1 мл, per os [p.o.]) с использованием шприца 1 мл и иглы для гибкого кормления 17G в течение 2-3 дней после СЭ для содействия восстановлению потери массы тела.
   1. Исключите из исследования животных, которые не достигли начальной массы тела в течение первой недели после пилокарпина SE (за исключением острой группы, убитой через 24 часа после SE, где наблюдение за массой тела невозможно).
5. Животные после СЭ случайным образом распределены по различным экспериментальным группам (рис. 3): острая фаза (когда микродиализ происходит через 24 ч после СЭ), латентная (7-9 дней после СЭ), первый спонтанный приступ (примерно через 11 дней после СЭ) и хронический период (начинается примерно через 22-24 дня после СЭ, т.е. примерно через 10 дней после первого припадка). Контролируйте животных на предмет возникновения спонтанных припадков.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте следующие критерии включения/исключения для дальнейших экспериментов на крысах-эпилептиках: развитие судорожной СЭ в течение 1 ч после введения пилокарпина; увеличение массы тела в первую неделю после СЭ и правильное позиционирование микродиализного зонда и электрода.

4. Мониторинг и анализ эпилептического поведения

1. Долгосрочный мониторинг эпилептического поведения
   1. Примерно через 6 часов после введения пилокарпина (т.е. в конце непосредственного наблюдения исследователями) поместите животных в чистые домашние клетки и начните 24-часовой видеомониторинг.
   2. Продолжайте 24-часовой видеомониторинг до 5 дня с использованием цифровой системы видеонаблюдения.
   3. Начиная с 5-го дня, подключите крыс в их домашних прямоугольных клетках к привязной системе регистрации ЭЭГ и продолжайте 24-часовой видеомониторинг.
   4. Установите параметры на усилителе, расположенном за пределами клетки Фарадея (установите коэффициент усиления на каждом канале в соответствии со спецификой сигнала ЭЭГ каждого отдельного животного) и начните сбор данных ЭЭГ, наблюдая за сигналом ЭЭГ, производимым неподключенными кабелями. Используйте частоту дискретизации 200 Гц и фильтр нижних частот, установленный на 0,5 Гц.
   5. Подключите животное к кабелям, удерживая голову животного между двумя вытянутыми пальцами одной руки, а другой свободной рукой прикрутите разъемы к пьедесталу электрода. Запустите сбор.
      ВНИМАНИЕ: Убедитесь, что сигнал не содержит артефактов. Обычными артефактами являются шипы, значительно превышающие масштаб.
   6. За сутки до эксперимента с микродиализом переведите животных в привязную систему ЭЭГ, оснащенную цилиндрами из плексигласа для микродиализа. Отключите животных от привязной системы ЭЭГ в домашней клетке, закрутив разъемы от электрода, не удерживая животное. Поместите животное в высокие цилиндры из плексигласа.
2. Мониторинг эпилептического поведения за день до и во время сеанса микродиализа
   1. Включите усилитель, расположенный снаружи клетки Фарадея. Откройте программу ЭЭГ. Начните сбор данных ЭЭГ, наблюдая за сигналом ЭЭГ, производимым неподключенными кабелями.
   2. Подключите животное к привязной системе регистрации ЭЭГ, удерживая голову животного между двумя вытянутыми пальцами одной руки, а другой свободной рукой прикрутите разъемы к пьедесталу электрода. Установите коэффициент усиления (усиления) на каждом канале усилителя в соответствии с электродным сигналом одного животного, чтобы сигнал ЭЭГ был в масштабе. Дайте животному исследовать новую клетку (цилиндр) не менее 1 часа под непосредственным наблюдением исследователя.
   3. ПРИМЕЧАНИЕ: За 24 часа до эксперимента с микродиализом крысам кратковременно обезболивают изофлураном для переключения направляющих канюль на зонд для микродиализа. Воспользуйтесь моментом, когда они находятся под наркозом, чтобы подключить их к системе записи ЭЭГ.
   4. Укоротите или удлините маятниковый кабель в зависимости от товара животного. Следите за тем, чтобы кабели не мешали движениям животного и лежачей позе.
   5. Проверьте правильность кадрирования изображения видеокамерами. Начните запись видео-ЭЭГ.
3. Идентификация припадков и активности ЭЭГ
   1. Используйте программный плеер для просмотра видео. Прокрутите фильм в 8 раз быстрее, чем в реальном времени, и индивидуализируйте генерализованные припадки (см. Животное встает на дыбы с клонусом передней конечности или Животное вставает на дыбы и падает с клонусом передней конечности). Замедлите видео и запишите точное время начала и окончания поведенческого припадка.
   2. Обрабатывайте данные путем подсчета количества генерализованных припадков, наблюдаемых в течение 24 часов видеозаписей, и выражайте их в терминах частоты и продолжительности приступов в виде средних значений всех припадков, наблюдаемых в течение 24 часов.
   3. Определите приступы ЭЭГ как периоды пароксизмальной активности высокой частоты (>5 Гц), характеризующиеся приращением амплитуды в >3 раза по сравнению с исходным уровнем с прогрессированием частоты спайка, которое длится минимум 3 с или подобное. Используйте программное обеспечение для ЭЭГ для обработки необработанных записей ЭЭГ. Разбейте ЭЭГ-следы на доли по 1 часу. Скопируйте дроби ЭЭГ в файл для программного автоматического анализа спайков.
   4. Анализ данных об активности ЭЭГ с использованием программного обеспечения ЭЭГ и заданных параметров (4.3.3.). Проведите все видеоанализы у двух независимых исследователей, которые не знакомы с группой анализируемых животных. В случае расхождения заставьте их вместе пересмотреть данные, чтобы прийти к консенсусу.

5. Микродиализ

1. для восстановления зондаin vitro
   1. Подготовьте зонд к его первому использованию в соответствии с инструкциями производителя, работая с ним в защитном чехле.
   2. Проведите эксперимент в трех экземплярах: приготовьте три пробирки по 1,5 мл, загрузив в них 1 мл раствора Рингера, содержащего смесь стандартов (2,5 мкМ глутамата и 2,5 мкМ аспартата). Поместите три загруженные пробирки объемом 1,5 мл в нагреватель блоков, установленный на 37 °C, и поместите его на мешалку.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте те же стандартные растворы для хроматографической калибровки.
   3. Запечатайте пробирки объемом 1,5 мл парафиновой пленкой и проколите ее острым пинцетом, чтобы получилось отверстие диаметром около 1 мм.
   4. Возьмите щуп и вставьте его в отверстие, сделанное в парафиновой пленке. Погрузите мембрану минимум на 2 мм ниже уровня раствора. Закрепите зонд на пробирке объемом 1,5 мл с помощью парафиновой пленки.
      ВНИМАНИЕ: Следите за тем, чтобы наконечник не касался стенок пробирки объемом 1,5 мл.
   5. Подсоедините входное отверстие зонда к шприцу, установленному на инфузионном насосе с помощью фторированного этиленпропилена (FEP) — трубки и адаптеры для трубок. По желанию можно использовать полиэтиленовые трубки с тонким отверстием с внутренним диаметром (ID) 0,28 мм и внешним диаметром (OD) 0,61 мм, а для соединений — переходники для цветных трубок (красные и синие переходники для трубок).
   6. Запустите насос со скоростью 2 μл/мин и дайте жидкости появиться на выходном конце. Подсоедините выходное отверстие зонда к собирательной пробирке объемом 0,2 мл с помощью трубки FEP и адаптеров для трубок.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте трубки FEP для всех соединений. Отрежьте трубку нужной длины с помощью лезвия бритвы. Используйте переходники для трубок разного цвета для входа и выхода зонда. Дайте насосу поработать в течение 60 минут. Проверьте на наличие утечек и пузырьков воздуха. Их не должно быть.
   7. Установите насос на расход 2 μл/мин и начните сбор проб на выходной стороне трубки.
   8. Соберите три образца перфузата по 30 минут и три равных по объему образца раствора в пробирку объемом 1,5 мл. Каждые 30 минут отбирайте равные по объему пробирки из пробирки объемом 1,5 мл с помощью микрошприца, погруженного в стандартный раствор в пробирке объемом 1,5 мл.
   9. Повторите эксперимент (5.1.1-5.1.8), настроив насос на расход 3 мкл/мин (5.1.7) для сравнения извлечения зонда при использовании двух различных скоростей перфузионного потока.
   10. Когда закончите, остановите насос и промойте трубку дистиллированной водой, 70% этанолом и нагнетайте в нее воздух. Храните зонд во флаконе, наполненном чистой дистиллированной водой. Перед хранением зонд тщательно промойте зонд, протолкнув его дистиллированной водой со скоростью 2 мкл/мин.
   11. Проанализируйте концентрацию глутамата и аспартата в образцах с помощью хроматографии.
   12. Рассчитайте восстановление с помощью следующего уравнения:
       Восстановление (%) = (C_{перфузат} /C_{диализованный раствор}) x 100.
2. Сеансы микродиализа у свободно движущихся крыс
   1. Подготовительные процедуры: введение и тестирование зонда, настройка и запуск инфузионного насоса
      1. Подготовьте зонды для микродиализа к первому использованию в соответствии с руководством пользователя производителя и заполните их раствором Ringer. Отрежьте отрезки FEP-трубки длиной около 10 см и соедините их с входными и выходными канюлями зонда с помощью переходников для трубок разных цветов.
      2. Убедитесь, что трубка соприкасается с адаптерами без мертвых зон во всех соединениях.
      3. За 24 ч до эксперимента с микродиализом кратковременно обезболить животное изофлураном (5% на воздухе) в индукционной камере до тех пор, пока оно не станет лежачим. Извлеките пустышку из направляющей с помощью пинцета, крепко удерживая голову животного. Вставьте зонд для микродиализа, оснащенный диализной мембраной, в направляющую канюлю и дополнительно укрепите вставленные в их проводник канюли для микродиализа пластилином с помощью пластилина.
         ВНИМАНИЕ: Не позволяйте зонду касаться стенок защитной втулки зонда при извлечении.
      4. Поместите животное в цилиндр из плексигласа и позвольте ему исследовать новую атмосферу. Подключите животное к привязной системе регистрации ЭЭГ, как описано выше (следуйте пунктам 4.2.2 и 4.2.3).
      5. Следите за движениями бодрствующей и свободно движущейся крысы и подсоедините входное отверстие зонда к шприцу объемом 2,5 мл с затупленной иглой 22G, содержащей раствор Рингера, с помощью адаптеров для трубок. Протолкните раствор Рингера внутрь зонда, выбрасывая 1 мл раствора Рингера за 10 с, непрерывно проталкивая поршень шприца объемом 2,5 мл. Проверьте, не появилась ли капля жидкости на выходном отверстии. Теперь зонд готов к использованию.
      6. Наполните шприцы объемом 2,5 мл, подключенные к FEP-трубкам с помощью адаптеров для трубок, раствором Рингера и установите их на инфузионный насос. Запустите насос со скоростью 2 μл/мин. Оставьте его на ночь.
         ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте желаемую длину всех трубок FEP, но рассчитайте мертвый объем трубки, чтобы знать, когда следует начинать стимуляцию с высоким уровнем K⁺, и соотнести данные количественной оценки с нейрохимическими изменениями в мозге животных. Используйте пузырь воздуха, созданный в трубке под рабочим потоком, чтобы рассчитать это время.
   2. Сбор образцов во время записи ЭЭГ и стимуляции калия
      1. Проверьте отсутствие судорог в течение 3 часов, предшествующих началу сбора образцов (видео-записи ЭЭГ), и продолжайте мониторинг судорожной активности во время микродиализа.
      2. Остановите насос, несущий FEP-трубки канюлированные шприцы, наполненные раствором Рингера. Установите на насос еще один комплект шприцев объемом 2,5 мл, соединенных с FEP-трубкой с адаптерами для трубок, заполненных модифицированным раствором Рингера, содержащим 100 мМ раствор К⁺.
      3. Запустите насос с производительностью 2 μл/мин и дайте ему поработать. Для более быстрого наполнения трубки установите насос на время наполнения на 5 мкл/мин. Проверьте на отсутствие пузырьков воздуха в системе. Убедитесь, что трубка соприкасается с адаптерами без мертвого пространства во всех соединениях.
      4. Проверьте зонд, если он готов к использованию на животных, как описано выше (5.2.1.5).
      5. ПРИМЕЧАНИЕ: Если по каким-то причинам щуп не работает, замените его. Для таких случаев держите наготове несколько подготовленных зондов для микродиализа рядом с рабочей станцией микродиализа-ЭЭГ. Отключите животное от кабелей ЭЭГ и кратковременно обезболите его изофлураном, если это необходимо для реализации изменения.
      6. Подсоедините FEP-трубки шприцев, заполненных раствором Рингера, к входной канюле зонда у каждого животного и дождитесь появления капли жидкости на кончике выходного отверстия.
      7. Подсоедините выходное отверстие зонда к FEP-трубке, что приводит к сбору в пробирку. Вставьте трубку FEP в закрытую пробирку объемом 0,2 мл с перфорированной крышкой. Следите за тем, чтобы трубка оставалась на месте, зафиксировав куском пластилина.
      8. Продолжайте работать насосом со скоростью 2 мкл/мин в течение 60 мин без отбора проб для балансировки системы (нулевая проба).
      9. Соберите 5 последовательных 30-минутных образцов диализата (60 мкл соответствующего объема) в исходных условиях (перфузия обычным раствором Рингера). Храните образцы на льду.
      10. Рассчитайте время, за которое жидкость проходит из насоса в голову животного (оно зависит от мертвого объема трубки, т.е. времени пузырьков воздуха) и переключите FEP-трубку, которая идет от шприцев с нормальным раствором Рингера, на шприцы, содержащие модифицированный (100 мМ К⁺) раствор Рингера в это время, не останавливая насос. Проверьте на отсутствие пузырьков воздуха в системе. Дайте насосу поработать в течение 10 минут. ВНИМАНИЕ: В течение 10 минут стимуляции с высоким уровнем K⁺ животные, как правило, начинают двигаться судорожно и обычно демонстрируют большое количество влажных собачьих трясок (контрольные и выходящие из припадков животные) или поведенческих припадков (эпилептические животные), поэтому будьте готовы вмешаться, чтобы защитить трубки и кабели от скручивания.
      11. Через 10 минут переключите трубку со шприцев, содержащих 100 мМ раствор K⁺ Ringer's, на обычный раствор Ringer's и дайте насосу поработать. Не выключайте насос во время смены раствора так, чтобы на конце трубки, подсоединяемой в линию, оказалась капля жидкости.
      12. С момента, когда диализат содержит высокое содержание калия, т.е. после сбора пятого постуравновешенного диализата, собирайте диализатные фракции каждые 10 мин (20 мкл) в течение 1 ч. Соберите еще 3 30 мин диализата и остановите насос. Храните образцы на льду.
      13. После эксперимента образцы хранят при температуре -80 °C до проведения анализа методом высокоэффективной жидкостной хроматографии (ВЭЖХ).
      14. Эксперимент с микродиализом повторяют в течение 3 дней подряд, за исключением группы острого (24 ч) и первого приступа, в которой только один сеанс микродиализа проводится через 24 ч после СЭ или в течение 24 ч после первого спонтанного припадка (Рисунок 3).

Результаты

Рисунок 1. Пошаговая подготовка устройства к имплантации. (A) 3-канальный электрод с заземляющим электродом длиной 10 см в защитной втулке слева и направляющей канюлей для микродиализа справа, необходимой для сборки устройства. (B). Неизолированный э...

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье

Имя	Компания	Каталожный номер	Комментарии
3-канальный двухкрученый электрод	Invivo1, Plastic One, Roanoke, Virginia, США	MS333/3-B/SPC	Material
guide cannula	Agn Tho's, Lindigö, Sweden	MAB 4.15.IC	Material
Resin KK2 Plastik	Elettra Sport, Lecco, Italy	KK2	Material
Super Attack gel Loctite	Henkel Italia Srl, Milano, Italy	2047420_71941	Material
Imalgene-Ketamine	Merial, Тулуза, Франция	221300288 (AIC)	Solution
Xylazine	Sigma, Милан, Италия	X1251	Material
Isofluran-Vet	Merial, Тулуза, Франция	103120022 (AIC)	Solution
Altadol 50 мг/мл - трамадол	Formevet, Милан, Италия	103703017 (AIC)	Solution
Gentalyn 0.1% crm - gentamycine	MSD Italia, Рим, Италия	20891077 (AIC)	Material
simplex rapid dental cement	Kemdent, Associated Dental Products Ltd, Суиндон, Великобритания	ACR811	Material
GlasIonomer CX-Plus Cement	Shofu, Киото, Япония	PN1167	Material
держатель зажима для щупа	Agn Tho's, Lindigö, Sweden	p/n 100 5001	Equipment
Histoacryl® Blue Topical Skin Adhesive	TissueSeal, Анн-Арбор, Мичиган, США	TS1050044FP	Material
Valium 10 mg/2 ml - diazepam	Roche, Monza, Италия	019995063 (AIC)	Material
1 мл шприц с иглой 25G	Vetrotecnica, Падуя, Италия	3	Material
Игла для гибкой подачи крысы 17G	Agn Tho's, Lindigö Sweden	7206	Material
Grass Technology apparatus	Grass Technologies, Natus Neurology Incorporated, Pleasanton, California, США	M665G08	Equipment (усилитель AS40, головной ящик, соединительные кабели, модель телефактора RPSA S40)
модульная система сбора и анализа данных MP150	Biopac, Голета, Калифорния, США MP150WSW		Оборудование
цифровая система видеонаблюдения	AverMedia Technologies, Фримонт, Калифорния, США	V4.7.0041FD	Equipment
микродиализный зонд	Agn Tho's, Lindigö Sweden	MAB 4.15.1.Cu	Material
микродиализный зонд	Synaptech, Колорадо Спрингс, Колорадо, США	S-8010	Material
блочный нагреватель	Grant Instruments, Кембридж, Англия	QBD2	Equipment
мешалка	Cecchinato A, Aparecchi Scientifici, Местре, Италия	711	Equipment
инфузионный насос	Univentor, Zejtun, Malta	864	Equipment
тонкие полиэтиленовые трубки	Smiths Medical International Ltd., Кин, Нью-Гэмпшир, США	800/100/100/100	Material
синие трубки адаптеры	Agn Tho's, Lindigö Sweden	1002	Material
красные трубки адаптеры	Agn Tho's, Lindigö Sweden	1003	Material
2.5 мл шприц с иглой 22G	Chemil, Падуя, Италия	S02G22	Material
флаконная крышка	Cronus, Labicom, Оломоуц, Чешская Республика	VCA-1004TB-100	Material
septum	Thermo Scientific, Rockwoood, Tennessee, США	National C4013-60 8 мм TEF/SIL septum	Material
стеклянная вставка с нижней пружиной	Supelco, Sigma, Milano, Италия	27400-U	Material
autosampler vial	National Scientific, Thermo Fisher Scientific, Монца, Италия	C4013-2	Material
Smartline manager 5000 system controller and degasser	unit Knauer, Берлин, Германия	V7602	Equipment
Smartline 1000 четвертичный градиентный насос	Knauer, Берлин, Германия	V7603	Equipment
Состав раствора Ringer	в мМ: MgCl2 0.85, KCl 2.7, NaCl 148, CaCl2 1.2, 0.3% BSA		Solution
модифицированный состав раствора Ringer	в мМ: MgCl2 0.85, KCl 100, NaCl2 1.2, 0.3% BSA		Solution
физиологический раствор	0.9% NaCl, ph скорректирован до 7.0		Solution
раствор сахарозы	10% сахарозы в дистиллированной воде		Раствор