Внутривенное введение рекомбинантных аденоассоциированных вирусных векторов на модели крысы

Аннотация

Источник: Grames, M. S., et al. Методы и рекомендации по внутривенному введению аденоассоциированного вируса крысам и оценке трансдукции центральной нервной системы. J. Vis. Exp. (2017)

В этом видео показана инъекция рекомбинантного аденоассоциированного вируса (AAV) в хвостовую вену крысам. После инъекции в боковую хвостовую вену вирус попадает в кровоток, циркулирует по сердцу и достигает мозга, где он проникает в нейроны и способствует выработке целевого белка для нейротерапевтического применения.

Протокол

Все процедуры, связанные с животными моделями, были рассмотрены местным институциональным комитетом по уходу за животными и ветеринарным советом JoVE.

1. Подготовьте rat

1. Увеличьте уровень кислорода до 1 л/мин и установите изофлурановую анестезию на 5%. Убедитесь, что газовая анестезия поступает во впускную камеру, проверив все соединительные шланги и ориентацию запорного крана.
2. Поместите крысу в индукционную камеру для газовой анестезии примерно на 3 минуты, пока крыса не перестанет реагировать.
3. Обеспечьте достаточную глубину анестезии, защемляя палец ноги. После защемления пальца ноги не должно быть никаких движений в стопе или ноге.
4. Уменьшите дозу изофлурана до 2% для поддержания и отрегулируйте запорный кран так, чтобы анестезия стекала к маске для анестезии.
5. Поместите нос крысы в маску для анестезии и отрегулируйте крысу так, чтобы она лежала на боку.
6. Определите боковую хвостовую жилку.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Боковые хвостовые жилки лежат примерно на 10 и 2 часах, а спинная вершина хвоста - на 12 часов. Когда крыса лежит на боку, боковая хвостовая вена должна быть обращена вверх.
7. Протрите место инъекции спиртовой салфеткой. Место инъекции находится на две трети длины хвоста.

2. Введите vector

1. Крепко держите хвост немного выше области инъекции одним пальцем прямо над боковой хвостовой веной; это расширит вену.
2. Скосом вверх совместите иглу с видимой хвостовой веной в том же направлении.
3. Прокалывайте кожу над хвостовой веной, соблюдая при этом большую осторожность, чтобы другая рука не держала хвост и не надавливала на хвостовую вену.
4. Ослабьте давление на хвостовую вену, чтобы обеспечить нормальный кровоток.
5. Введите иглу в вену. Чтобы убедиться, что игла проколола хвостовую вену, слегка оттяните поршень назад. Если игла находится в вене, кровь будет поступать в иглу.
   1. Переместите иглу по мере необходимости. Затем, чтобы стабилизировать иглу, переместите руку выше места инъекции ниже места инъекции и прижмите конец шприца к хвосту.
6. Медленно вводите вектор в хвост (примерно 20 мкл/с).
   ПРИМЕЧАНИЕ: Вена может потерять цвет по мере того, как вектор протекает через нее. Признаки того, что раствор был введен вне вены, включают блеббинг, побледнение кожи или сопротивление при введении вектора. С практикой внесосудистое воздействие может быть сведено к минимуму.
7. После введения вектора извлеките иглу из крысы и прижмите марлевую салфетку к месту инъекции, чтобы остановить кровотечение на 30–60 секунд.

3. Очищение

1. : Выключите изофлурановую анестезию и кислород. Наблюдайте за крысой, пока она не придет в сознание, а затем верните ее в клетку.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье

Имя	Компания	Каталожный номер	Комментарии
1-mL шприц	BD	309626	Поставляется с прикрепленной иглой 25 г. Замените на иглу 27-30 г для инъекций
30 г игла	BD	305106
Изофлуран	Пирамал Здравоохранение	66794-013-25	Изофлуран USP 250 мл
Маска для анестезии	Kopf Instruments	906
Марля	Henry Schein	100-2524	2" x 2" (5 см x 5 см)
Испаритель для газовой анестезии	SurgiVet	4214322	Классический Т3
Поглотитель газовой анестезии	SurgiVet	32373B10	Enviro-PURE
Грелка	Sears	17280
70% этанол	Decon Laboratories, Inc.	2401	140 пруф
70% изопропанол	VWR	89108-160