Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Dissection, культуры и анализ

13.5K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/4377

⸱

23 декабря 2012 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biology, College of William and Mary

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Xenopus Хепориз обеспечивает идеальную модельную систему для изучения клетки спецификации судьбы и физиологические функции отдельных клеток сетчатки в первичной культуре клеток. Здесь мы представляем технику для рассечения тканей сетчатки и формирования первичных культур клеток, что загружаются кальция деятельности и проанализированы в гибридизация.

Аннотация

Процесс, при котором передней части нервной пластинки приводит к сетчатке позвоночных продолжает оставаться одним из основных направлений клинических и фундаментальных исследований. В дополнение к очевидной медицинской значение для понимания и лечения заболевания сетчатки, развитие позвоночных сетчатки продолжает служить важным и элегантная модель системы для понимания нейронных определения типа и дифференцировки клеток 1-16. Нейронных сетчатка состоит из шести отдельных типов клеток (ганглии, амакринные, горизонтальные, фоторецепторы, биполярные клетки, а клетки глии Мюллера), расположенных в стереотипных слои, шаблон, который в значительной степени сохраняется среди всех позвоночных 12,14-18.

При изучении сетчатки в неповрежденной развивающегося эмбриона явно необходимы для понимания того, как это сложный орган развивается из выпячивания мозга в слоистую структуру, есть много вопросов, которые приносят сюдам применения подходов с использованием первичной культуры клеток предполагаемого клеток сетчатки 7,19-23. Например, анализ клеток из тканей удаляется и диссоциированных на различных этапах позволяет выявить состояние спецификация отдельных клеток на разных стадиях развития, то есть, судьба клеток в отсутствие взаимодействия с соседними тканями 8,19-22 ,24-33. Первичные культуры клеток также позволяет следователю относиться к культуре специфических реагентов и анализировать результаты на одном уровне клетки 5,8,21,24,27-30,33-39. Xenopus Хепориз, классическая модель системы для изучения раннего развития нервной 19,27,29,31-32,40-42, служит особенно подходящей системой для сетчатки первичной культуре клеток 10,38,43-45.

Фиксированные ткани сетчатки доступна с самых ранних стадиях развития, сразу после нейронной индукции 25,38,43. Кроме того, учитывая йв каждой ячейке в эмбрион содержит поставку желток, клетки сетчатки можно культивировать в очень простой определены сред, состоящих из буферного солевого раствора, удаляя при этом смешанное воздействие инкубации сыворотки или других продуктов на основе 10,24,44-45 .

Тем не менее, изоляция ткани сетчатки от окружающих тканей и последующая обработка является сложной задачей. Здесь мы представляем метод для вскрытия и диссоциации клеток сетчатки в Xenopus Хепориз, который будет использоваться для подготовки первичных культур клеток, что, в свою очередь, быть проанализированы на активность кальция и экспрессии генов при разрешении отдельных клеток. В то время как темы, представленные в этой работе является анализ спонтанной переходных кальция, техника широко применима к широкому кругу вопросов исследования и подходы (рис. 1).

Протокол

Все эксперименты проводятся следующие протоколы утвержденные Институциональные уходу и использованию животных комитета в Колледже Уильяма и Мэри. Стадии развития, указанные в данном протоколе в соответствии с Nieuwkoop и Фабера 46.

1. Диссекция

  1. Разрешить среду клеточной культуры и Кальций Магний Бесплатные Средний (CMF), чтобы уравновесить до комнатной температуры. Вам также понадобится 0,1 X Марка изменения Рингера (MMR) рН 7.4-7.6.
  2. Стерилизовать следующих пунктов путем применения ультрафиолетового света в течение 30 мин в ламинарный поток клетку капот культуры. (Спрей каждого пункта с 70% этанола до размещения в капюшоне.)
    • 35 мм пластиковых чашках Петри.
    • 60 мм пластиковые чашки Петри.
    • 35 мм блюд поверхности Nunclon.
    • Пробирки на 1,5 мл микроцентрифуге.
    • p1000 микропипетки (1.000 мкл пипетки).
    • Аэрозоль устойчивы p1000 советы (1.000 мкл аэрозоля микропипетки устойчивы советов).
    • Алкогольустойчивыми пера.
    • Изобразительное диссекции.
    • * 15 мл конические пробирки (только для визуализации активности кальция).
    • * Только для визуализации кальция деятельности.
  3. Как только капот УФ стерилизовать и решения имеют доведены до комнатной температуры, включите ламинарного потока воздуха в капюшоне, спрей вниз перчатки и средства массовой информации бутылками с 70% этанола и место средств массовой информации бутылок в капюшоне.
  4. Внутри капота подготовить следующие с p1000 микропипетки для каждой пластине клеток, обеспечение соответствующей маркировки.
    • Один 60 мм пластиковые чашки Петри, содержащую 10 мл клеточной культуры Medium - Dissection плиты.
    • Один 35 мм поверхности посуды Nunclon, содержащий 2 мл клеточной культуры Medium - Культура плиты. (Посуда пластиковая Nunclon в дальнейшем не рассматриваются с любыми клеями.)
    • Одна пустая 1,5 мл микроцентрифужных трубы эксплантов Диссоциация Tube.
    • * Один 15 мл коническую соколпробирку, содержащую 15 мл клеточной культуры Medium. Для вымывания избыточного Fluo4-AM, когда изображение кальция деятельности.
  5. Внутри капот, подготовить следующие с p1000 микропипетки для каждого рассечения сессии (более одного сетчатки можно разрезать за один сеанс).
    • Один 35 мм пластиковые чашки Петри, содержащие 2 мл CMF - эксплантов Промыть пластины.
    • Один 35 мм пластиковые чашки Петри, содержащие 2 мл CMF - эксплантов Диссоциация плиты.
  6. Вне капотом подготовить следующие:
    • Один 60 мм пластиковые чашки Петри на пластину клеток, содержащих 10 мл 0,1 X MMR - Проведение плиты.
    • Один 60 мм пластиковые чашки Петри на пластину клеток, содержащих 10 мл 0,1 X MMR - братьев и сестер плиты.
    • Один 60 мм пластиковые чашки Петри на вскрытие сессии, содержащий 10 мл 0,1 X MMR + 0,5 мг / мл MS-222 (Tricaine) - обезболивание плиты.
  7. Добавить 40 мкл 5% трипсина в CMF к пластине эксплантов диссоциации (в результате 0,1% раствора трипсина), вихрем перемешать и отставить в сторону.
  8. Если рассечение эмбриона, который моложе этапе 30, добавить 10 мг коллагеназы B к Dissection плиты (в результате 1 мг / мл раствора коллагеназы B), водоворот, чтобы растворить и отложите в сторону.
  9. Выберите эмбриона нужного этапа, переход к крепежной пластины с нестерильных передачи пипетки, и удалить желточной оболочки (если эмбрион еще не вылупились) с использованием тонких щипцов.
  10. Передача нескольких одинаково постановке эмбрионов Sibling Тарелка с нестерильных передачи пипетки.
  11. Если эмбрион стадии 25 или ранее, перейдем непосредственно с рассечением, в противном случае передать эмбрион обезболивания Тарелка с нестерильных передачи пипетки и позволяют эмбриона сидеть до движение и ответ на раздражители прекращается. Это может занятьс точностью до минуты.
  12. Продолжайте диссекцию (рис. 2) под рассекает область (4X цели, 10X окуляров).

Для стадии эмбриона 25 или моложе:

  1. Перенос эмбрионов в Dissection Тарелка с нестерильных передачи пипетки.
  2. Использование двух пар тонких щипцов, чтобы midsagittal разреза на брюшной стороне зародыша, начиная с заднего конца и вплоть до цемента железы в передней части зародыша.
  3. Аккуратно откройте эмбриона, держа Ваш края разреза и распространение влево и вправо. В результате эмбрион с спинной стороне, обращенной в Dissection плиты, и с вентральной эктодермы распространять, открывая энтодермы и мезодермы внутрь.
  4. Начните снимать энтодермы и мезодермы (рис. 2А и 2В). Первый и самый большой слой этой ткани очень "пушистые" по внешнему виду скрупные клетки и мало очевидных организации.
  5. После удаления этого слоя, сомитов и хорды станет видимым. Для лучшего контраста, переместить эмбриона в отдельный 60 мм пластиковые чашки Петри, содержащую 10 мл клеточной среде Культура и 100 мкл 1% раствора сульфата нильского голубого (в воде) в течение 2-3 мин до передачи обратно в Dissection плиты. Это пятно эктодермы, сомитов, а хорды для облегчения идентификации и ориентации.
  6. Ориентируясь на передней части эмбриона, осторожно удалите хорды и мезодермы оставшиеся подвергая мозг и глазные пузыри (рис. 2С).
  7. Как только мозг и глазные пузыри полностью разоблачена, используйте щипцы, чтобы разорвать нервной трубки и основного эктодермы только позади мозга.
  8. Включите эту часть (мозг и глазные пузыри) над тем, что эктодерма находится на вершине.
  9. Забота, чтобы не повредить основные оптические пузырьки, вновь тщательнопереместить эктодермы (рис. 2D).
  10. Наконец, с помощью пинцета, отделить глазные пузыри от мозга (рис. 2D и 2E).

Для эмбрионами старше этап 25:

  1. В то время как эмбрион в анестезии плиты, удалите брюшной части эмбриона с пинцета.
  2. Для лучшего контраста, переместить эмбриона 60 мм пластиковые чашки Петри, содержащую 10 мл 0,1 X MMR и 100 мкл 1% сульфат нильского голубого в течение 2-3 мин до передачи в Dissection плиты. Это пятно эктодермы синий.
  3. После того как в Dissection плиты, отступить эктодермы вышележащих сетчатки (или глазной пузырь для эмбрионов на стадии 26-30) (рис. 2F и 2G). Если Нил синий сульфат был использован, эктодермы будет окрашен в голубой цвет, но основной ткани сетчатки не будет.
  4. Удалить сетчатки или зрительного пузырька тщательно лrceps (рис. 2Н, 2I и 2J). Это полезно для хранения эмбриона в месте с одной парой щипцов и удаления сетчатки или зрительного пузырька с другом.

2. Диссоциации тканей и клеток Покрытие

Важное примечание - При передаче тканей, не позволяют сетчатки или зрительного пузырька коснуться любого воздушно-жидкостной границы, если это происходит, клетки лизируются.

  1. После глазной пузырь или сетчатки были расчленены, аккуратно перенести на эксплантов Промыть пластины с p100 микропипетки использованием аэрозолей устойчивы советы и позволить сидеть в течение 30 сек.
  2. Передача 80 мкл 0,1% трипсина в CMF из эксплантов плиты Диссоциация к трубе эксплантов диссоциации.
  3. С помощью микропипетки p100 и аэрозольного устойчивы советов, передает сетчатка или зрительный пузырек из эксплантов Промыть пластины в эксплантов Dissociatiна трубы, избегая передачи эксплантов промыть раствором.
  4. Дайте ткани диссоциировать в метро эксплантов Диссоциация в течение 1 часа при комнатной температуре. Один сетчатки был использован на пластину, однако отметим, что можно использовать более одного пластины при желании увеличить количество клеток на чашку.
  5. Для пластины клетки, сначала медленно удалить 40 мкл раствора от станции метро эксплантов диссоциации и выбросить помощью микропипетки p100 и аэрозольного устойчивы советы. Использование p100 набор до 40 мкл и аэрозолей устойчивы советов, передает клеток (теперь, когда ткань имеет диссоциированных) к культуре плиты. При аспирации клеток на тарелку, пипетка медленно и удерживает клетки на небольшой площади в центре пластины.

Примечание: Если несколько изображений клеток, которые должны быть приняты в течение всего эксперимента, прикрепить сетку (Cellattice) к нижней плиты культуры с небольшой каплей суперклея. Это позволит изображениями одинаковых клеток в одинаковой ориентации должны быть приняты в различных точках в порядке.

  1. Разрешить клетки, чтобы сидеть спокойно, по крайней мере 1 час присоединиться к Nunclon пластины. По истечении этого времени, они должны относиться очень осторожно, или они могли оторваться.
  2. Культуры клеток к желаемой стадии, наблюдая за братом эмбрионов, которые выращиваются при той же температуре, как клетки. Если живые клетки, которые не используются для дальнейших манипуляций, они могут быть зафиксировано в решении MEMFA в это время.

Важное примечание: Большинство наших экспериментов фиксируются в течение 6 ч посеве клеток. Продолжительность жизни клеток в культуре зависит от стадии, на которой ткань была расчленена и количество желтка еще присутствует в клетках, клетки расчлененный от младшего (нейрулы этапов) оставаться здоровым в культуре в течение 5-6 дней, в то время как клетки, приобретенные у старший эмбрионов (плавание головастиковэтапов) будет оставаться жизнеспособными в культуре в течение 2-3 дней.

3. Кальций изображений 47-49

Этот протокол используется кальций-чувствительных Fluo4-AM и конфокальной микроскопии в количественном кальция переходные процессы в отдельных клетках. Все шаги, используя Fluo4-AM должна быть выполнена в защищенном от света, как Fluo4-AM является чувствительной к свету. Все промывки должны быть добавлены или удалены с помощью p1000 микропипетки и аэрозолей устойчивые советы. Пипетирование должно быть сделано медленно и к краю пластины, чтобы избежать нарушения клеток. СМИ не изменилось, потому что культурах, как правило, установлен в течение 6 часов, чтобы быть расчленены. Для более долгосрочных культуры, средств массовой информации следует менять ежедневно.

  1. Fluo4-AM хранится при температуре -20 ° C, и мы предлагаем хранении в 5 мкл аликвоты. Перед использованием таять 5 мкл аликвоты Fluo4-AM вдали от света и добавить 2 мкл Pluronic F-127 для этого аликвоты.
  2. После культивирования клеток в течение необходимого количества времени (по крайней мере,1 час), удалите 1 мл среды культуры клеток из культуры плиты. Добавьте к этому Fluo4-AM и Pluronic, смешивая осторожным пипетированием.
  3. Медленно перенести все это решение обратно к краю плиты культуры клеток для включения в образ и оставлять клеток в этом растворе в покое на 1 час, чтобы поглотить Fluo4-AM.
  4. Чтобы вымыть лишний Fluo4-АМ из среды культуры клеток, выполните следующие серии стирки:
    • Удалить 1 мл среды от пластины.
    • Добавьте 3 мл свежей среды культуры клеток (от 15 мл коническую трубку) к плите.
    • Выполните два дополнительных моет, каждый раз, медленно удаляя 3 мл раствора из пластин и добавлением 3 мл свежей среды для культивирования клеток.
  5. Клетки должны теперь быть в 4 мл клеточной культуральной среде и содержат Fluo4-AM. Fluo4-AM ферментативно расщепляют раз внутри клетки, не давая ему диффундирующего из клетки или в любой мембраносвязанных отсеков.
  6. Перед загрузкой пластин на сцену конфокальной микроскопии для визуализации, проведите вертикальную красную линию с постоянным маркером на блюде, держа крышку, чтобы предотвратить маркер частицы загрязняющих культуры. Вертикальная линия вниз стороне чашки Петри (основание чашки Петри, а не на крышке). Его целью является, чтобы указать ориентацию культуры пластины по отношению к полю зрения, так что точной ориентации и выравнивание отдельных клеток может быть восстановлен на более позднем этапе.
  7. Пластина готова к загрузке на этапе конфокальной микроскопии для визуализации. Визуализация клеток с использованием ярких параметры поля на лазерной сканирующей конфокальной микроскопии (цель 20X). Найти площадь плотных клеток, которые не содержат сгустки, желательно с поля зрения, которая содержит большое количество сетки на покровное Cellatice, чтобы найти то же самое поле зрения легче позже, когда изображение культуру после того, как в сиТу гибридизации. До изображений, сосредоточиться вниз по культуре и принять яркое изображение поля сетки ниже клетки для записи местоположения и ориентации культуры клеток. Это позволяет перестройки клеток для последующего анализа.
  8. Поднимите фокальной плоскости и захватить яркое поле изображения клеток до начала кальция изображения (рис. 3А).
  9. Как только центр плоскости клетки находится в фокусе, плита готова для работы с изображениями кальция деятельности. Настройки будут меняться в зависимости от микроскопа и приложения. Мы изображений клеток с использованием аргона 488 нм лазер для 1, 2, или 12 часов со следующими параметрами:
    • 1 час изображения:
      • Argon 488 нм лазер сканирует на 4% своей максимальной мощности 30 мВт.
      • Сканирование раз в 4 сек (900 сканирований в час).
    • 2 часа изображений:
      • Argon 488 нм лазер сканирует на 4% своей максимальной мощности 30 мВт.
      • Сканирование раз8 сек (450 сканирований в час).
    • 12 ч. изображения:
      • Argon 488 нм лазер сканирует на уровне 2% от максимальной мощности 30 мВт.
      • Сканирование раз в 48 сек (75 сканирований в час).

Эти параметры будут приводить в набор из 900 фотографий кадр для каждого периода времени. Кальций деятельности могут быть записаны путем анализа флуоресценции уровней за время курса изображения (рис. 3В) с использованием приложений обработки изображений, такие как ImageJ 50.

4. Фиксация клеток

  1. После обработки изображений, клетки могут быть исправлены в течение 30 минут, удаляя 3 мл раствора из пластин и добавлением 1 мл 2X MEMFA на оставшиеся 1 мл культуральной среды.
  2. После фиксации удалить MEMFA и обезвоживает клетки с серии 5 минут моет, каждый объемом 1 мл:
    • 25% этанола в 1X фосфатным буферным раствором (PBS).
    • 50% этанола в 1X PBS.
    • 75% этанола в SDD H 2 O (стерильной деионизированной дистиллированной воды).
    • Заменить последний мыть с 1 мл 100% этанола и хранят пластины при температуре -20 ° C.

Примечание: Метанол может также использоваться для этих моет и для хранения.

5. Флуоресцентный в гибридизация (FISH)

Культуры могут быть проанализированы, используя стандартный протокол рыбы Xenopus, как описано 51 с модификациями для культуры клеток, как это изложено Андерсон Лаборатория 52. Изменения в Anderson Лаборатории протокола, перечислены ниже. Все промывки проводятся на 35-мм пластин Nunclon в объеме примерно 1 мл, если не указано иное. Решения, как определено в Sive и др. 53. Если не указано иное.

Важное замечание: не используйте флуоресцеина-меченных РНК-зондов при выполнении в гибридизация на клетки, отображаемого накальция деятельности. Anti-флуоресцеина антитела будут связываться с остаточным Fluo4-AM в клетках и может привести к позитивным сигналом для всех клеток в культуре.

День 1: пермеабилизации и гибридизация

  1. Регидратация моет должно быть этапным для обезвоживания растворителя, используемого для хранения. Для наших экспериментов, моет были отнесены к этанолу в 1X PBS.
  2. После регидратации, мыть клетки еще три раза в 1X PBS в течение 5 мин каждый при комнатной температуре.
  3. Смешайте 25 мл 0,1 М триэтаноламина (рН 8,0) с 62,5 мкл уксусного ангидрида в трубке Сокол и быстро перемешать до полного рассеяны, как описано в Anderson Лаборатория 52 протоколов. Инкубируют культуры в этой смеси в течение 10 мин при комнатной температуре. После уксусного ангидрида лечения, мыть клетки 1X солевой цитрат натрия (SSC) в течение 5 мин при комнатной температуре.
  4. Удалить последней промывки SSC и заменить 0,2 М HCl (в SDD H 2 O) в течение 10 мин до permeabilize клеток.
  5. Промойте HCl с двумя промывками в 1X PBS в течение 5 мин.
  6. Prehybridize в ISH буфера при 60 ° C в дрожащей водяной бане в течение как минимум 6 часов, но не prehybridize ночь, так как это сильно уменьшает сигнал.
  7. Гибридизации в течение ночи при 60 ° С в течение 8-14 ч в 750 мкл разведенного зонда (1:250 разведение от зонда очищенный). Очищенный диапазоне концентраций от зонда 1.0-1.5 мкг / мкл.

День 2: Удаление зонда Unbound и антител Инкубационный

  1. Снимите датчик и промыть культур в течение 5 мин в 0,2 X SSC при 60 ° C. Стирать в свежих 0.2X SSC в течение 1 часа при 60 ° C.
  2. Удалить культур из водяной бани и дать им возможность адаптироваться к комнатной температуре в течение 5 мин.
  3. Промыть в 0.2X SSC при комнатной температуре в течение 5 мин.
  4. Промойте в течение 15 мин в 1X PBS с 0,1% Triton-X-100 (PBT).
  5. Для инактивации эндогенной пероксидазы, мыться в течение 1 ч в 2% H 2 O 2 решения в PBT.
  6. Промыть 15 мин стирка в 1X Трис буферном растворе с 0,1% Tween 20 (TBST).
  7. Блок в 2% блокирующий реагент в Малеиновый буфера кислота (МАБ) в течение 1 часа при комнатной температуре. Мы обнаружили, что этот метод блокирования увеличивает чувствительность по сравнению с предыдущими методами блокировки в 20% овечьей сыворотки в PBT.
  8. Инкубируют культуры в 1 мл 2% блокирующий реагент в МАБ содержащие 1:1000 разведение POD-конъюгированных антител в течение ночи при 4 ° C.

День 3: Удаление несвязанных антител и флуоресцентного развития

  1. Удалите раствор антител и промыть 3 раза в TBST в течение 5 мин при комнатной температуре.
  2. Промойте 4 раза в TBST в течение 15 мин при комнатной температуре непрерывно качалки на медленной скорости.
  3. Мыть два раза в PBT при комнатной температуре в течение 10 мин.
  4. Применить 750 мкл 1:200 флуоресцеином tyramide или 1:25 Cy3 tyramide разводят в PBT. Выдержите в течение 5 мин при комнатной температуре и добавляют 2,5 мкл 0,3% H 2 O 2. Рок в течение 40 мин, чтобы сигнал развиваться.
  5. Мойте по крайней мере 4 раза в течение 15 минут в каждом из TBST при комнатной температуре с качалки.
  6. Как только сигнал полностью разработана, мыться в течение 5 мин в 1X PBT.
  7. Исправить в 1X MEMFA в течение 1 часа при комнатной температуре и хранят в 1X PBS при 4 ° C.

6. Изображение FISH результаты и сотрудничеству регистрации данных кальция изображений

  1. После завершения рыбы, тарелки культуре клеток загружаются чтобы определить, какие клетки отображения положительный сигнал флуоресценции для данного датчика. Используйте Cellattice покровное, чтобы найти точное поле зрения изучались в процессе кальция изображений и выравнивания пластин с ориентацией рамки кальция изображения.
  2. Фокус в центре плоскости клетки и принять одно высокое разрешение изображения с помощью гелий-неоновый гелий-неоновый лазер 543 нм при 15% от максимальной мощности 1 мВт (рис. 3).
  3. В оригинале 900 кадров набор изображений, полученных из протокола изображений кальция,идентифицировать отдельные клетки регионах, представляющих интерес (РИ) с помощью программы обработки изображений (такие, как ImageJ 50). Извлечение ROI флуоресценции данных в виде набора точек данных, представляющих времени флуоресценции пары значений (рис. 4).
  4. Наложение изображений FISH результаты с выявленными трансформирования из кальция изображения (рис. 3D).
  5. Регистрация каждого ROI как положительную для зонда, негативный для зонда, или неизвестные - в случае, если ячейку, соответствующую рентабельность не может быть найдено в поле зрения рыбы изображения.
  6. Процесс ROI флуоресценции данных с использованием статистических сценарии анализа (как она была задумана через MATLAB или других языков программирования), чтобы сравнить уровни кальция деятельности среди различных расчлененных этапов (рис. 5А и 5С) или клеток, позитивных для различных зондов FISH (рис. 5В и 5D). Все скрипты, используемые в нашей лаборатории находятся в свободном доступе по запросу.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Примеры успешного расчлененный глазные пузыри (этап 25) и сетчатки (этап 35), показаны на рисунках 2E и 2J. Хотя этот протокол может быть использован на различных этапах развития, очень важно получить только ткани сетчатки, чтобы обеспечить точность для дальнейших экспериментов. Осторожно снимите эпидермиса на всех этапах и убедитесь, что ваш щипцами не прокалывать ткань сетчатки. На стадии 35 лет и старше, объектив можно рассматривать как прозрачный слой поверх сетчатки и могут быть уд...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Благодаря хорошо изученных типов клеток, которые сохраняются во всех позвоночных животных, сетчатка представляет собой полезную модель для изучения молекулярно-клеточные процессы, определяющие ячейки спецификации типа и дифференциации. Первичные культуры клеток дает мощный метод исследования широкого спектра процессов, включая экспрессию генов, белков динамику, и кальций, и электрическая активность на уровне одной резолюции клетки. Здесь мы представляем простой метод для первичной культуры клеток от расчлененного предпо...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Нет конфликта интересов объявлены.

Благодарности

Мы любезно благодарит д-р Джон Хейс для скриптов; доктора. Эрик Брэдли и Кристофер Дель Негро за помощью конфокальной микроскопии; Дрю Хьюз, Лаура ODORIZZI, Алекс Garafalo, Ребекка Lowden, и Лиз MacMurray за их работу по разработке проекта и предоставления предварительным данным, д-р Грег Смит за полезные предложения по статистическому анализу. Эта работа была поддержана NIH грант (NINDS IR15N5067566-01) для ПСС и Медицинского института Говарда Хьюза Наука Образование грант в колледж Уильяма и Мэри.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Название реагента Компания Номер в каталоге
Для вскрытия и культивирование
BD Falcon Easy Grip Tissue Culture Посуда, 35 мм Рыбак 08-772A
Одноразовые полистирола чашки Петри, 60 х 15 мм Рыбак 0875713A
35 мм Nunclon поверхности чашки Петри (с AIRVENT) Рыбак 12-565-91
Дюмон изобразительных щипцы (Dumostar # 55) Рыбак NC9341917
Cellattice Micro-правили пластиковые покровное, 25 мм Рыбак 50-313-17
Этил-м-аминобензойной кислоты соль метансульфонат (MS-222) MP Biomedicals, ООО 103106
Гентамицина сульфат Enzo Life Sciences 380-003-G025
Gibco трипсина (1:250) порошок Life Technologies 27250-018
Коллагеназа B с Clostridium histolyticum Roche 11088831001
Пенициллина-стрептомицина Gibco 15140-122
Нил синий сульфат (опционально) Pfaltz & Bauer N05550
500 мл вакуум-фильтра / хранения бутылок системы, поры 0,22 мкм 33,2 см 2 CN Мембрана Гранулирование 430758
Для кальция изображений
Fluo-4 AM 1 мМ раствор в ДМСО, сотовый Постоянного Life Technologies F-14217
Pluronic F-127 10% раствора в воде Life Technologies P-6866
LSM 510 конфокальной системы микроскопа Zeiss Модели снятые
Блокировка реагентов Roche 11096176001
Для люминесцентных в гибридизация (FISH)
Anti-дигоксигенин-POD, Fab фрагментов Roche 11207733910
Anti-DNP-HRP антител Перкин-Элмер NEL747A
Cy3NHS эфир GE Healthcare PA13101
NHS-Fluorescein Thermo Scientific 46409
Формамид, деионизированной Amresco 0606-950ML
Torula РНК, типа IX Sigma-Aldrich R3629
Гепарин натриевая соль, из слизистой оболочки кишечника свиней Sigma-Aldrich H3393-250KU
CHAPS Sigma-Aldrich C3023

Таблица 2. Специфических реагентов и оборудования.

Решение Ссылка Содержание
Средний культуре клеток Чанг и Spitzer, 2009 54 116 мм NaCl
0,67 мм KCl
2 мМ CaCl 2
1,31 мМ MgSO 4
4,6 мм Tris
1% (по объему) пенициллин / стрептомицин
Отрегулируйте рН до 7,8 с помощью HCl.
Фильтр стерилизуют, пропуская через 0,22 мкм фильтр CN.
Хранить при температуре 4 ° C.
Кальций-Магний Бесплатные Средний (CMF) Gu и др., 1994 42;. Гу и Spitzer, 1995 г. 55 116 мм NaCl
0,67 мм KCl
4,6 мм Tris
0,4 мМ EDTA
1% (по объему) пенициллин / стрептомицин
Отрегулируйте рН до 7,8 с помощью HCl.
Фильтр стерилизуют, пропуская через 0,22 мкм фильтр CN.
Хранить при температуре 4 ° C.
Малеиновый буфера кислота (МАБ) Sive и соавт., 2000 53 100 мМ малеиновой кислоты
150 мМ NaCl (рН 7,5).
Марка изменения Ringers (MMR), 10X Sive и соавт., 2000 53 100 мМ NaCl
мМ KCl
1 мМ MgSO 4
2 мМ CaCl 2
5 мМ HEPES
рН доводят до 7,4 с помощью NaOH
0,1 X MMR также содержит 50 мг / мл гентамицина сульфата и рН доводят до 7,4 с помощью NaOH.
MEMFA решение, 10X Sive и соавт., 2000 53 0,1 М MOPS (рН 7,4)
2 мМ EGTA
1 мМ MgSO 4
3,7% формальдегида
10X решение, без формальдегида, можно хранить при 4 ° C. Формальдегид добавляют свежую (1/10 объема стандартных 37% акций).
На месте буфера гибридизации Sivэлектронной и соавт., 2000 53 50% формамид
5X SSC
1 мг / мл РНК Torula
100 мг / мл гепарина
1X Denhart в решение
0,1% Tween 20
0,1% CHAPS
10 мМ EDTA.

Решения. * Гентамицин, антибиотик, используется в наших решениях MMR в то время как пенициллин и стрептомицин используются в наших средствах массовой информации культуре.

Ссылки

  1. Horder, T. J., Spitzer, J. L. Absence of cell mobility across the retina in Xenopus laevis embryos. J. Physiol. 233, 33p-34p (1973).
  2. Hollyfield, J. G., Rayborn, M. E., Sarthy, P. V., Lam, D. M. The emergence, localization and maturation of neurotransmitter systems during development of the retina in Xenopus laevis. I. Gamma aminobutyric acid. J. Comp. Neurol. 188, 587-598 (1979).
  3. Hamm, H. E., Menaker, M. Retinal rhythms in chicks: circadian variation in melantonin and serotonin N-acetyltransferase activity. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 77, 4998-5002 (1980).
  4. Szaro, B., Ide, C., Kaye, C., Tompkins, R. Regulation in the neural plate of Xenopus laevis demonstrated by genetic markers. J. Exp. Zool. 234, 117-129 (1985).
  5. Holliday, J., Spitzer, N. C. Spontaneous calcium influx and its roles in differentiation of spinal neurons in culture. Dev. Biol. 141, 13-23 (1990).
  6. Marsh-Armstrong, N., McCaffery, P., Gilbert, W., Dowling, J. E., Drager, U. C. Retinoic acid is necessary for development of the ventral retina in zebrafish. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 91, 7286-7290 (1994).
  7. Feller, M. B. The role of nAChR-mediated spontaneous retinal activity in visual system development. J. Neurobiol. 53, 556-567 (2002).
  8. Wang, S. W., Mu, X., Bowers, W. J., Klein, W. H. Retinal ganglion cell differentiation in cultured mouse retinal explants. Methods. 28, 448-456 (2002).
  9. Perkins, B. D., Nicholas, C. S., Baye, L. M., Link, B. A., Dowling, J. E. dazed gene is necessary for late cell type development and retinal cell maintenance in the zebrafish retina. Dev. Dyn. 233, 680-694 (2005).
  10. Zaghloul, N. A., Moody, S. A. Changes in Rx1 and Pax6 activity at eye field stages differentially alter the production of amacrine neurotransmitter subtypes in Xenopus. Mol. Vis. 13, 86-95 (2007).
  11. Wang, C. T., et al. GABA(A) receptor-mediated signaling alters the structure of spontaneous activity in the developing retina. J. Neurosci. 27, 9130-9140 (2007).
  12. Dullin, J. P., et al. Ptf1a triggers GABAergic neuronal cell fates in the retina. BMC Dev. Biol. 7, 110(2007).
  13. Martins, R. A., Pearson, R. A. Control of cell proliferation by neurotransmitters in the developing vertebrate retina. Brain Res. 1192, 37-60 (2008).
  14. Sanes, J. R., Zipursky, S. L. Design principles of insect and vertebrate visual systems. Neuron. 66, 15-36 (2010).
  15. Graw, J. Eye development. Curr. Top Dev. Biol. 90, 343-386 (2010).
  16. Feller, M. B., Sun, Y. H. Introduction to special issue on retinal development. Dev. Neurobiol. 71, 1131-1132 (2011).
  17. Borodinsky, L. N., et al. Activity-dependent homeostatic specification of transmitter expression in embryonic neurons. Nature. 429, 523-530 (2004).
  18. Blankenship, A. G., Feller, M. B. Mechanisms underlying spontaneous patterned activity in developing neural circuits. Nat. Rev. Neurosci. 11, 18-29 (2010).
  19. Evers, J., et al. Studies of nerve-muscle interactions in Xenopus cell culture: analysis of early synaptic currents. J. Neurosci. 9, 1523-1539 (1989).
  20. Spitzer, N. C., Gu, X. Purposeful patterns of spontaneous calcium transients in embryonic spinal neurons. Semin. Cell Dev. Biol. 8, 13-19 (1997).
  21. Dyer, M. A., Cepko, C. L. p57(Kip2) regulates progenitor cell proliferation and amacrine interneuron development in the mouse retina. Development. 127, 3593-3605 (2000).
  22. Harris, R. E., Coulombe, M. G., Feller, M. B. Dissociated retinal neurons form periodically active synaptic circuits. J. Neurophysiol. 88, 188-195 (2002).
  23. Feller, M. B. Retinal waves drive calcium transients in undifferentiated retinal cells. Focus on "spontaneous waves in the ventricular zone of developing mammalian retina". J Neurophysiol. 91, 1940(2004).
  24. Spitzer, N. C., Lamborghini, J. E. The development of the action potential mechanism of amphibian neurons isolated in culture. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 73, 1641-1645 (1976).
  25. Grant, P., Rubin, E., Cima, C. Ontogeny of the retina and optic nerve in Xenopus laevis. I. Stages in the early development of the retina. J. Comp. Neurol. 189, 593-613 (1980).
  26. Harris, W. A., Holt, C. E., Smith, T. A., Gallenson, N. Growth cones of developing retinal cells in vivo, on culture surfaces, and in collagen matrices. J. Neurosci. Res. 13, 101-122 (1985).
  27. Tabti, N., Poo, M. M. Study on the induction of spontaneous transmitter release at early nerve-muscle contacts in Xenopus cultures. Neurosci. Lett. 173, 21-26 (1994).
  28. Lin, W., Szaro, B. G. Neurofilaments help maintain normal morphologies and support elongation of neurites in Xenopus laevis cultured embryonic spinal cord neurons. J. Neurosci. 15, 8331-8344 (1995).
  29. Rettig, J., et al. Alteration of Ca2+ dependence of neurotransmitter release by disruption of Ca2+ channel/syntaxin interaction. J. Neurosci. 17, 6647-6656 (1997).
  30. Firth, S. I., Feller, M. B. Dissociated GABAergic retinal interneurons exhibit spontaneous increases in intracellular calcium. Vis. Neurosci. 23, 807-814 (2006).
  31. Root, C. M., Velazquez-Ulloa, N. A., Monsalve, G. C., Minakova, E., Spitzer, N. C. Embryonically expressed GABA and glutamate drive electrical activity regulating neurotransmitter specification. J. Neurosci. 28, 4777-4784 (2008).
  32. Xiao, Q., Xu, L., Spitzer, N. C. Target-dependent regulation of neurotransmitter specification and embryonic neuronal calcium spike activity. J. Neurosci. 30, 5792-5801 (2010).
  33. Nicol, X., Hong, K. P., Spitzer, N. C. Spatial and temporal second messenger codes for growth cone turning. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 13776-13781 (2011).
  34. Bixby, J. L., Spitzer, N. C. The appearance and development of neurotransmitter sensitivity in Xenopus embryonic spinal neurones in vitro. J. Physiol. 353, 143-155 (1984).
  35. Hightower, L. E., Renfro, J. L. Recent applications of fish cell culture to biomedical research. J. Exp. Zool. 248, 290-302 (1988).
  36. Meyer-Franke, A., Kaplan, M. R., Pfrieger, F. W., Barres, B. A. Characterization of the signaling interactions that promote the survival and growth of developing retinal ganglion cells in culture. Neuron. 15, 805-819 (1995).
  37. Feller, M. B., Delaney, K. R., Tank, D. W. Presynaptic calcium dynamics at the frog retinotectal synapse. J. Neurophysiol. 76, 381-400 (1996).
  38. Green, C. B., Liang, M. Y., Steenhard, B. M., Besharse, J. C. Ontogeny of circadian and light regulation of melatonin release in Xenopus laevis embryos. Brain Res. Dev. Brain Res. 117, 109-116 (1999).
  39. Jadhav, A. P., Mason, H. A., Cepko, C. L. Notch 1 inhibits photoreceptor production in the developing mammalian retina. Development. 133, 913-923 (2006).
  40. Sakaguchi, D. S., Murphey, R. K., Hunt, R. K., Tompkins, R. The development of retinal ganglion cells in a tetraploid strain of Xenopus laevis: a morphological study utilizing intracellular dye injection. J. Comp. Neurol. 224, 231-251 (1984).
  41. Hartenstein, V. Early neurogenesis in Xenopus: the spatio-temporal pattern of proliferation and cell lineages in the embryonic spinal cord. Neuron. 3, 399-411 (1989).
  42. Gu, X., Olson, E. C., Spitzer, N. C. Spontaneous neuronal calcium spikes and waves during early differentiation. J. Neurosci. 14, 6325-6335 (1994).
  43. Charnas, L. R., Szaro, B. G., Gainer, H. Identification and developmental expression of a novel low molecular weight neuronal intermediate filament protein expressed in Xenopus laevis. J. Neurosci. 12, 3010-3024 (1992).
  44. Gomez, T. M., Harrigan, D., Henley, J., Robles, E. Working with Xenopus spinal neurons in live cell culture. Methods Cell Biol. 71, 129-156 (2003).
  45. Lewis, B. B., et al. Cloning and characterization of voltage-gated calcium channel alpha1 subunits in Xenopus laevis during development. Dev. Dyn. 238, 2891-2902 (2009).
  46. Nieuwkoop, P. D., Faber, J. The stages of Xenopus embryonic development. Normal Table of Xenopus laevis. , North Holland Publishing Company. (1994).
  47. Foldes-Papp, Z., Demel, U., Tilz, G. P. Laser scanning confocal fluorescence microscopy: an overview. Int. Immunopharmacol. 3, 1715-1729 (2003).
  48. Murray, J. M., Appleton, P. L., Swedlow, J. R., Waters, J. C. Evaluating performance in three-dimensional fluorescence microscopy. J. Microsc. 228, 390-405 (2007).
  49. Smith, C. L. Basic confocal microscopy. Curr. Protoc. Mol. Biol. Chapter 14, Unit 14 11(2008).
  50. Abaramoff, M. D., Magalhaes, P. J., Ram, S. J. Image Processing with ImageJ. Biophotonics International. 11, 36-42 (2004).
  51. Davidson, L. A., Keller, R. E. Neural tube closure in Xenopus laevis involves medial migration, directed protrusive activity, cell intercalation and convergent extension. Development. 126, 4547-4556 (1999).
  52. In Situ Hybridization Protocols [Internet]. , Available from: http://wmc.rodentia.com/docs/Big_In_Situ.html (1995).
  53. Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. Early Development of Xenopus laevis. A Laboratory Manual. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. (2000).
  54. Chang, L. W., Spitzer, N. C. Spontaneous calcium spike activity in embryonic spinal neurons is regulated by developmental expression of the Na+, K+-ATPase beta3 subunit. J. Neurosci. 29, 7877-7885 (2009).
  55. Gu, X., Spitzer, N. C. Distinct aspects of neuronal differentiation encoded by frequency of spontaneous Ca2+ transients. Nature. 375, 784-787 (1995).
  56. Rosenberg, S. S., Spitzer, N. C. Calcium signaling in neuronal development. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 3, a004259(2011).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Xenopus
Dissection, культуры и анализ
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.