Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Приматов легких Decellularization и Recellularization помощью специализированного большого органа биореактор

9.5K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/50825

⸱

15 декабря 2013 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Stem Cell Research and Regenerative Medicine, Tulane University School of Medicine, 2Division of Regenerative Medicine, Tulane National Primate Research Center, 3Department of Microbiology and Immunology, Tulane University School of Medicine, 4Department of Pharmacology, Tulane University School of Medicine

В этой статье

Краткое содержание

Децеллюляризация всего органа создает естественные биологические каркасы, которые могут быть использованы для регенеративной медицины. Представлено описание модели регенерации легких у нечеловекообразных приматов, в которой целые легкие децеллюляризуются, а затем засеваются взрослыми стволовыми клетками и эндотелиальными клетками в биореакторе, способствующем циркуляции сосудов и вентиляции жидких сред.

Аннотация

Недостаточно доступных легких для удовлетворения текущих и будущих потребностей в трансплантации органов. Биоискусственная регенерация тканей является привлекательной альтернативой классической трансплантации органов. Эта технология использует естественный биологический внеклеточный матрикс (ВКМ) органа в качестве каркаса, на который аутологичные или стволовые/прогениторные клетки могут быть посажены и культивированы таким образом, чтобы облегчить регенерацию исходной ткани. Естественная ВКМ изолируется с помощью процесса, называемого децеллюляризацией. Децеллюляризация достигается путем обработки тканей рядом детергентов, солей и ферментов для достижения эффективного удаления клеточного материала, оставляя ВКМ нетронутой. Исследования, проведенные с использованием децеллюляризации и последующей рецеллюляризации легких грызунов, продемонстрировали незначительный успех в создании легочной ткани, способной к газообмену in vivo. Несмотря на то, что модели грызунов являются необходимым доказательством концепции, они не могут быть напрямую переведены на использование человеком. Нечеловекообразные приматы (NHP) предлагают более подходящую модель для исследования использования биоискусственного производства органов для возможного клинического использования.

Представлены протоколы для достижения полной децеллюляризации легких, полученных от макак-резус-резуса NHP. Полученные бесклеточные легкие могут быть засеяны различными клетками, включая мезенхимальные стволовые клетки и эндотелиальные клетки. В рукописи также описывается разработка биореакторной системы, в которой легкие макак, засеянные клетками, могут культивироваться в условиях механического растяжения и напряжения, обеспечиваемых вентиляцией под отрицательным давлением, а также пульсирующей перфузией через сосудистую систему; Известно, что эти силы направляют дифференцировку по легочной и эндотелиальной линиям соответственно. Приведены репрезентативные результаты децеллюляризации и посева клеток.

Введение

Биоинженерия тканей и органов является привлекательным дополнением к области регенеративной медицины. Создание «выращенных в лаборатории» органов, пригодных для трансплантации пациентам с целью замены функциональности больных органов, крайне желательно для удовлетворения текущего и будущего спроса на потребности в трансплантации. Принципы тканевой инженерии сосредоточены на посеве желаемых типов клеток или их предшественников в каркас, который поддерживает форму сконструированной ткани, обеспечивая при этом соответствующие факторы роста и условия культивирования, необходимые для имитации процессов развития или регенерации. В то время как синтетические каркасы использовались для тканевой инженерии, естественный внеклеточный матрикс (ВКМ) может быть лучшим источником органоспецифических скаффолдов для этой цели. Цельноорганная децеллюляризация – это процесс, который позволяет удалять клетки, оставляя при этом химические и структурные аспекты нативной ВКМ. Полученный каркас бесклеточного матрикса может быть использован в качестве платформы, на которую могут быть засеяны регенеративные клетки и культивированы in vitro1,2.

Для изучения целесообразности этой технологии было разработано несколько моделей децеллюляризации легких и последующей рецеллюляризации у грызунов3-6. Несмотря на то, что модели грызунов являются необходимым доказательством концепции, они не могут быть напрямую переведены в клинические потребности человека. Недавнее исследование показало, что геномные реакции на травматическое повреждение (и связанное с ним воспаление) плохо коррелируют между мышами и людьми; Эти результаты поднимают вопросы о правомерности использования мышей в качестве моделей для таких сложных биохимических процессов у человека7. Модели нечеловекообразных приматов (NHP) имеют преимущество, заключающееся в том, что они очень похожи на биологию человека на геномном, анатомическом и физиологическом уровнях и позволяют более гибко манипулировать для большей экстраполяции на использование человеком. Макака-резус использовалась в различных доклинических приложениях и является отличной моделью для изучения тканевой инженерии8-11. Недавно мы описали успешную децеллюляризацию легких макак-резуса (Macacca mulatta) с использованием процедуры, которая оказывает минимальное воздействие на ВКМ легких12. Децеллюляризация легких осуществляется путем последовательной обработки ткани четырьмя растворами децеллюляризации, состоящими из детергентов, солей и ферментов, с прерывистым промыванием деионизированной водой (dH2O) и PBS. Мы оптимизировали эту процедуру, изменив протокол, первоначально описанный Прайсом и др.4 Различные гистологические и белковые аналитические методы были использованы для характеристики компонентов полученных бесклеточных матриц относительно местных легких макак.

В этом отчете мы демонстрируем подробный протокол децеллюляризации легких нечеловеческих приматов и рецеллюляризации полученных бесклеточных скаффолдов легких в биореакторе с большим органом, первоначально продемонстрированный Calle et al. 13 в JoVE. Модифицировав свой первоначальный протокол для учета требований к размеру, вентиляции и перфузии для легких крупных животных, технология была успешно перенесена с модели грызуна на модель макак-резуса. Все исследования, представленные в этом отчете, были проведены в соответствии с политикой Институционального комитета по биобезопасности (IBC), действующей в Национальном исследовательском центре приматов Тулейна. Демонстрация этой техники имеет важное значение, потому что идентификация анатомических структур и физические манипуляции с более крупными органами иногда затруднительны без визуализации этапов протокола. Исследования, ставшие возможными благодаря этим методам, обеспечивают основу для важных доклинических исследований в децеллюляризованных легких макак-резуса, в которых можно оценить рецеллюляризацию стволовыми клетками мезенхимальной линии резуса и микрососудистыми эндотелиальными клетками резуса. Наша версия этого биореактора имитирует среду развития и применяет силы механического растяжения и деформации в легких крупных животных, что позволяет исследовать рецеллюляризацию легких в условиях, которые, как известно, способствуют развитию легких и эндотелия13-15.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. Децеллюляризация легкого макак всего органа

  1. Приготовление растворов
    1. Автоклав 10-15 л деионизированной воды (dH2O) в бутылки по 1-2 л.
    2. Приготовьте «Раствор Тритона» (0,1% Тритон Х-100 в dH2O), смешав 1 мл Triton X-100 с 999 мл dH2O при помешивании на магнитной мешалке. Отфильтруйте раствор через фильтрующий аппарат 0,22 мкм. Хранить при комнатной температуре.
    3. Приготовьте «раствор SDC» (2% SDC в dH2O), медленно добавляя 20 г дезоксихолата натрия (SDC) к ~900 мл dH2O при перемешивании. После того, как SDC растворится, перелейте раствор в градуированный цилиндр и доведите объем до 1 мл с помощью dH2O. Отфильтруйте раствор через фильтрующий аппарат 0,22 мкм. Хранить при комнатной температуре.
    4. Приготовьте «раствор NaCl», добавив 58 г NaCl к ~900 мл dH2O и перемешайте до полного растворения. Добавьте dH2O до конечного объема 1 л, процедите и храните при комнатной температуре.
  2. Препарирование органов
    1. При работе с тканями макак необходимо проявлять максимальную осторожность для предотвращения случаев инфицирования. Перед обращением с тканями приматов наденьте следующие средства индивидуальной защиты (СИЗ): хирургическую маску, лицевой щиток, хирургические перчатки, одноразовый халат и второй слой хирургических перчаток.
    2. Соберите интактные блоки сердца и легких из вскрытия животных в PBS, содержащие 50 Ед/мл гепарина для предотвращения свертывания наружной крови.
    3. Когда легкие лежат ровно в капе для препарирования, канюлируйте легочную артерию с помощью женского соединителя Люэра с заусенцем соответствующего размера. Закрепите канюлю на месте с помощью стерилизованной спиртом стяжки.
    4. Наденьте стерильную стяжку вокруг трахеи, вставьте соединитель Люэра 0,250 дюйма в отверстие трахеи и затяните стяжку вокруг заусенца соединителя, чтобы удерживать трахею на месте вокруг заусеницы.
    5. Удалите захваченный воздух из легких путем закапывания PBS, содержащего 30 ЕД/мл гепарина и 5 мкг/мл нитропруссида натрия (SNP). Дайте раствору вытолкнуться естественной отдачей и повторите закапывание еще дважды. После третьего закапывания заколите трахеальную канюлю Люэра пробкой Люэра, чтобы удержать раствор в легких.
    6. Отрежьте верхушку сердца и орошите внутренние желудочки PBS-гепарин-SNP для удаления остаточной крови. Разорвите оба предсердия, чтобы облегчить дренаж легочной артерии после перфузии.
    7. Погрузите блок сердца и легких в dH2O. Наполните шприц объемом 60 мл раствором PBS-гепарина-SNP. С помощью щипцов погрузите артериальную канюлю так, чтобы все пузырьки воздуха вышли из сосудистого отверстия. Прикрепите шприц и осторожно извлеките поршень и дайте жидкости стечь в сосудистую систему.
    8. Снимите пробку с трахейной канюли и дайте жидкости из дыхательных путей выйти за счет естественной отдачи. Продолжайте добавлять раствор PBS-гепарина-SNP в шприц, подключенный к сосудистой канюле, чтобы поддерживать давление ~15-20 см H2Oнад артерией. Продолжайте перфузию до тех пор, пока из легочной сосудистой сети не будет удалено как можно больше крови.
  3. Децеллюляризация
    1. День 1: Погрузите блок сердца-легких в dH2O. Надуйте и перфузируйте легкое dH2O с помощью шприцев объемом 60 мл, прикрепленных к погруженным трахеальным и артериальным канюлям соответственно. Повторите промывание дыхательных путей и сосудов с dH2O в 4 раза больше, всего пять полосканий.
    2. Извлеките легкие из воды и погрузите блок в раствор Тритона. Надуйте и перфузируйте легкие раствором Тритона, как и раньше. Повторите закапывание во второй раз и инкубируйте погруженные органы в растворе Тритона в течение ночи при температуре 4 °C.
    3. ДЕНЬ 2: После ночной инкубации извлеките блок легких из раствора Triton, промойте снаружи dH2O, а затем погрузите блок в свежий dH2O. Повторите промывание dH2O 5 раз, как в шаге 1.3.1.
    4. Извлеките легкие из dH2O и погрузите в раствор SDC. Надуйте и перфузируйте раствором SDC так же, как и в шаге 1.3.2. Инкубировать в растворе SDC на ночь при температуре 4 °C.
    5. ДЕНЬ 3: Снова промойте салфетку с dH2O, как указано в пункте 1.3.1.
    6. Удалите ткань из dH2O и погрузите в раствор NaCl. Надувайте и перфузируйте раствором NaCl так же, как и в шаге 1.3.2. Инкубировать, погрузив в раствор NaCl на 1 ч при комнатной температуре.
    7. Промойте легкие от раствора NaCl с помощью dH2O, как описано в шаге 1.3.1.
    8. Приготовьте свежий «раствор ДНКазы» (30 мкг/мл ДНКазы, 1,3 мМ MgSO4, 2,0 мМ CaCl2 в dH2O) Омите в этом растворе легкие и закапывайте в дыхательные пути и сосуды, как на шаге 1.3.2. Инкубируйте легкие в растворе ДНКазы в течение 1 часа при комнатной температуре.
    9. Приготовьте свежий «раствор PBS» (1x PBS + 5x антибиотик/антимикотик). Извлеките легкие из раствора ДНКазы и промойте снаружи раствором PBS. Погрузите легкие в раствор PBS и промойте этим раствором пять раз, как на шаге 1.3.1.
    10. Храните легкие в растворе PBS в герметичном контейнере в течение ночи при температуре 4 °C. На следующий день (ДЕНЬ 4) промойте легкие в свежем ледяном растворе PBS пять раз, как описано в шаге 1.3.1, и храните в растворе PBS в стерильном герметичном контейнере при температуре 4 °C до использования.

2. Биореактор большого органа

  1. Сборка и установка тканей
    1. Заранее соберите структуры дыхательной петли и сосудистой петли, а также адаптеры трахеи и сосудистых канюль (Рисунок 1). За исключением стерильно упакованных воздушных фильтров и шприцевых портов, все компоненты биореактора автоклавируются.
    2. Соберите компоненты биореактора под ламинарным проточным колпаком в соответствии со схемой на рисунке 2. Непосредственно перед использованием в биореакторе заполните основную камеру питательной средой, которая была уравновешена до 5% атмосферыCO2 в инкубаторе для клеточных культур.
    3. Наложите адаптеры трахеальных и сосудистых канюль на легочные канюли и установите органы в основную камеру биореактора, омыв легкие в питательной среде и присоединив адаптеры канюль к соответствующим портам в модифицированной крышке. После соединения надежно и плотно закрепите крышку; Камера больше не будет открываться на время рецеллюляризации.
    4. Заполните резервуар трахеи питательной средой примерно наполовину и прикрепите модифицированный колпачок.
    5. Установите стерильные шприцевые фильтры 0,22 мкм, пробки Люэра и порты шприца во все камеры, как указано.
    6. Подсоедините резервуар трахеи к основной камере с помощью дыхательного петлевого аппарата. Прикрепите трубку дыхательной петли, как показано на рисунке.
    7. Отсасывайте воздух из трубки с помощью отверстий шприца и шприца объемом 60 мл с иглой 18 G; перемещайте направление 3-ходовых запорных кранов, чтобы направить поток жидкости в шприц.
    8. Переместите герметичные, смежно соединенные камеры биореактора с установленными органами в инкубатор для тканевых культур для балансировки температуры и газа. Проветрите легкие с помощью шприцевого насоса, прикрепленного к основной камере, со скоростью ~1 полный «вдох» каждые 2 минуты, и перфузируйте сосудистую сеть с помощью перистальтического насоса со скоростью примерно 10 мл/мин в общей сложности ~30 минут.
  2. Воздушно-капельный посев
    1. Приготовьте суспензии клеток для посева в дыхательные пути с желаемой плотностью клеток (объем будет зависеть от размера органа).
    2. Надувайте легкие с помощью клеточной суспензии, осторожно вводя ее через порт шприца, прикрепленный к трехходовому запорному крану в дыхательной петле.
    3. Удерживайте легкие статически при температуре 37 °C, 5%CO2 в течение ночи без перфузии дыхательных путей или сосудов, чтобы позволить клеткам прикрепиться к децеллюляризованному матриксу легких.
    4. После ночной инкубации возобновите стандартную программу вентиляции дыхательных путей и культивируйте органы в течение 3-7 дней (или другого желаемого срока).
  3. Сосудистый посев
    1. Приготовьте суспензии культур эндотелиальных клеток, как указано выше, для посева клеток дыхательных путей.
    2. Перенесите клеточную суспензию в резервуар для эндотелиального посева, который содержит небольшой магнитный стержень.
    3. Изменяйте направленность пути потока от основной камеры к эндотелиальному резервуару для посева, вращая клапан на запорном кране, расположенном в трубке, соединяющей эти два отсека, и постепенно засеивайте эндотелиальные клетки, осторожно помешивая с помощью перистальтического насоса.
    4. Когда посев завершен (т.е. объем суспензии эндотелиальных клеток истощается в резервуаре для посева эндотелия), остановите перфузию и статически инкубируйте в течение ~4-6 ч. Возобновите сосудистую перфузию средой основной камеры со скоростью ~10 мл/мин (или желаемым давлением, если контролировать).
    5. Посев в течение 3-7 дней с непрерывной перфузией сосудов.

3. Устранение неполадок и альтернативные подходы

  1. Канюляция трахеи: Вместо стяжки можно использовать швы, чтобы удерживать канюлю Луэра на месте, если трахея слишком мала. Соединение Люэра с внутренней резьбой 1/4 действует как достаточная канюля для широкого диапазона диаметров трахеи.
  2. Удаление крови с помощью перфузии легочной артерии: Поскольку ткани собираются у трупных животных, микротромбы являются распространенными и препятствуют полному очищению некоторых участков легочного капиллярного русла от остаточной крови. Однако во время децеллюляризации эти мелкие сосуды становятся проницаемыми, и реагенты децеллюляризации эффективно лизируют и разрушают эти сгустки. Преддецеллюлярная перфузия должна проводиться для очистки как можно большего количества крови, но не обязательно удалять все следы крови из паренхимы.
  3. Выведение жидкости из легких: легкие макак сохраняют сильную естественную отдачу ex vivo, даже при надувании жидкостей. Однако во время децеллюляризации клетки лизируются и высвобождают материалы (включая ДНК), которые увеличивают вязкость закапываемых жидкостей, тем самым затрудняя их выведение. Ночной инкубации при 4 °C при погружении в залитую жидкость обычно достаточно, чтобы позволить легким полностью вывести вязкую жидкость. В качестве альтернативы дайте вывести как можно больше жидкости из легких, а затем приступайте к закапыванию последующих растворов; Добавление моющих средств и деионизированной воды обычно способствует удалению вязких жидкостей и позволяет эффективно протекать децеллюляризации.
  4. Добавление антибиотиков в моющие растворы: Антибиотики и антимикотики могут быть добавлены в растворы для промывки деионизированной водой, а также в моющие растворы; однако пенициллин/стрептомицин выпадает в осадок в присутствии дезоксихолата натрия, и эти осадки могут препятствовать процессам децеллюляризации и стирки. Более того, присутствие антибиотиков/антимикотиков не является необходимым во время децеллюляризации, поскольку моющие средства, используемые в этих концентрациях, способны лизировать и убивать микробы. После децеллюляризации достаточно промывки и хранения раствором PBS (содержащим 5x пенициллин/стрептомицин/амфотерицин B) для предотвращения большей части загрязнения.
  5. Удаление воздуха из трубки биореактора: Воздух эффективно отсасывается из трубки биореактора с помощью шприца с иглой, вставленной в отверстия иглы в трехходовых запорных кранах. В качестве альтернативы, 1x PBS или питательную среду можно промыть через трубку перед установкой органов с помощью шприца, прикрепленного таким же образом.
  6. Вентиляция и перфузия легких во время и после рецеллюляризации: Хотя скорость и время потока, перечисленные в этом отчете, были достаточными для прикрепления клеток, а также вентиляции дыхательных путей жидкостью и перфузии сосудов, эти значения должны быть определены пользователем эмпирически. Время культивирования также может быть скорректировано в зависимости от скорости роста введенных клеток.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Результаты, представленные ниже, отражают отдельные эксперименты, в которых в дыхательные или сосудистые компартменты соответственно высевали мезенхимальные стволовые клетки костного мозга или микрососудистые эндотелиальные клетки легкого макаки-резуса, которые были выделены и охарактеризованы, как описано ранее16-18.

На протяжении всего процесса децеллюляризации легкие макаки демонстрировали постепенное побеление, которое к концу процесса привело к получению полупрозрачного вида; п...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Ткани могут быть эффективно и результативно децеллюляризованы с помощью ряда методов с использованием физических, химических и ферментативных агентов12,20. Трудности производства 3D-биологических матриц из больших органов включают в себя потребность в больших объемах решений для децеллюляризации, дорогостоящем коммерческом оборудовании (т.е . биореакторах) и головокружительном количестве методологических возмущений, необходимых для получения конечного продукта, полученного из ткани. Наш метод обеспечи...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Нам нечего раскрывать.

Благодарности

Авторы хотят поблагодарить редакторов Tissue Engineering за то, что они позволили использовать изображения из предыдущей публикации в этом отчете.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Нитропруссид натрияSigma-Aldrich71778-25G Гепарин натриевая
сольFisherBP2425
Triton X-100FisherBP151-100
Дезоксихолат натрияFisherBP349-100
Хлорид натрияFisher7647-14-5
ДНКаза поджелудочной железы крупного рогатого скотаSigma-AldrichDN25Подготовить бульон, аликвотировать и заморозить
сульфат магнияFisher10034-99-8
Хлорид кальцияFisherC614-500
PBS (без Ca/Mg)Gibco, Life Technologies10010-031
Антибиотик-антимикотикGibco Life Technologies15240062
Среда
Alpha MEMGibco Life Technologies12561-072
Medium 199Gibco Life Technologies11150067
Сыворотка для плода крупного рогатого скота премиум-классаAtlanta BiologicalsS11150
L-глютамин 100xGibco Life Technologies25030-081
Добавка для роста эндотелиальных клеток (ECGS)ScienCell1052
Антибиотик-антимикотикGibco Life Technologies15240062
Обратные клапаны для посева клеток и биореакторной культуры
Cole-ParmerEW-98553-20
Y-образные соединителиCole-ParmerED-30614-08
3-ходовые запорные краныHarvard Apparatus721664
MasterFlex L/S 14 трубкиCole-Parmer96420-14
MasterFlex L/S 16 трубкаCole-Parmer96420-16
Наружная вилка Luer 1/8 вCole-ParmerEW-45505-04
Внутренняя резьба Luer 1/8 вCole-ParmerSI-45502-04
Наружная вилка Luer блокировочная пробкаCole-ParmerEW-45505-56
Инъекционные портыMedi-Dose EPSIV2004
Латексная трубкаSt. Louis Medical SuppyHN10910
Хомут для шлангаCole-ParmerEW-06832-02
2 л Банка с широким горлышкомFisher05-719-276
60 мл ШприцыFisherNC9035364
для культивирования клеток

Ссылки

  1. Ott, H. C., et al. Perfusion-decellularized matrix: using nature's platform to engineer a bioartificial heart. Nat. Med. 14, 213-221 (2008).
  2. Badylak, S. F., Taylor, D., Uygun, K. Whole-organ tissue engineering: decellularization and recellularization of three-dimensional matrix scaffolds. Annu. Rev. Biomed. Eng. 13, 27-53 (2011).
  3. Ott, H. C., et al. Regeneration and orthotopic transplantation of a bioartificial lung. Nat. Med. 16, 927-933 (2010).
  4. Price, A. P., England, K. A., Matson, A. M., Blazar, B. R., Panoskaltsis-Mortari, A. Development of a decellularized lung bioreactor system for bioengineering the lung: the matrix reloaded. Tissue Eng. Part A. 16, 2581-2591 (2010).
  5. Petersen, T. H., et al. Tissue-engineered lungs for in vivo implantation. Science. 329, 538-541 (2010).
  6. Song, J. J., et al. Enhanced in vivo function of bioartificial lungs in rats. Ann. Thorac. Surg. 92, 998-1005 (2011).
  7. Seok, J., et al. Genomic responses in mouse models poorly mimic human inflammatory diseases. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. , (2013).
  8. Joag, S. V. Primate models of AIDS. Microbes Infect. 2, 223-229 (2000).
  9. Hu, S. L. Non-human primate models for AIDS vaccine research. Curr. Drug. Targets Infect. Disord. 5, 193-201 (2005).
  10. Borda, J. T., et al. Clinical and immunopathologic alterations in rhesus macaques affected with globoid cell leukodystrophy. Am. J. Pathol. 172, 98-111 (2008).
  11. Fabbrini, E., et al. Metabolic response to high-carbohydrate and low-carbohydrate meals in a non-human primate model. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. , (2012).
  12. Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32, 3233-3243 (2011).
  13. Calle, E. A., Petersen, T. H., Niklason, L. E. Procedure for Lung Engineering. J. Vis. Exp. (49), e2651(2011).
  14. Arold, S. P., Wong, J. Y., Suki, B. Design of a new stretching apparatus and the effects of cyclic strain and substratum on mouse lung epithelial-12 cells. Ann. Biomed. Eng. 35, 1156-1164 (2007).
  15. Huang, H., et al. Differentiation from embryonic stem cells to vascular wall cells under in vitro pulsatile flow loading. J. Artif. Organs. 8, 110-118 (2005).
  16. Izadpanah, R., et al. Characterization of multipotent mesenchymal stem cells from the bone marrow of rhesus macaques. Stem Cells Dev. 14, 440-451 (2005).
  17. Craig, L. E., Nealen, M. L., Strandberg, J. D., Zink, M. C. Differential replication of ovine lentivirus in endothelial cells cultured from different tissues. Virology. 238, 316-326 (1006).
  18. Craig, L. E., Spelman, J. P., Strandberg, J. D., Zink, M. C. Endothelial cells from diverse tissues exhibit differences in growth and morphology. Microvasc. Res. 55, 65-76 (1998).
  19. Bonvillain, R. W., et al. A Nonhuman Primate Model of Lung Regeneration: Detergent-Mediated Decellularization and Initial In Vitro Recellularization with Mesenchymal Stem Cells. Tissue Eng. Part A. 18, 2437-2452 (2012).
  20. Badylak, S. F., Taylor, D., Uygun, K. Whole-Organ Tissue Engineering: Decellularization and Recellularization of Three-Dimensional Matrix Scaffolds. Annu. Rev. Biomed. Eng. , (2010).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Система биореакторавнеклеточный матрикспосев стволовых клетоккультура эндотелиальных клетокмеханическое растяжениепульсирующая перфузиятканевая инженериярегенерация органов
Приматов легких Decellularization и Recellularization помощью специализированного большого органа биореактор
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.