Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Имплантация стеклянных окон спинного мозга взрослым мышам с экспериментальным аутоиммунным энцефаломиелитом

7.3K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/50826

⸱

21 декабря 2013 г.

 ,  ,  , 
1Developmental Biology Institute of Marseille-Luminy (IBDML), Aix Marseille University, 2Campus de la Timone, European Research Center for Medical Imaging (CERIMED)

В этой статье

Краткое содержание

Мы описываем метод имплантации и поддержания стеклянных окон над открытым спинным мозгом взрослых мышей для изучения экспериментального аутоиммунного энцефаломиелита. Эти окна обеспечивают хронический оптический доступ к спинному мозгу для мониторинга динамики клеток на субклеточном уровне у живых животных с помощью двухфотонной микроскопии.

Аннотация

Экспериментальный аутоиммунный энцефаломиелит (ЭАЭ) у взрослых грызунов является стандартной экспериментальной моделью для изучения вегетативных демиелинизирующих заболеваний, таких как рассеянный склероз. В данной работе мы представляем недорогой и воспроизводимый протокол имплантации стеклянного окна, который подходит для прижизненной микроскопии и изучения динамики цитоархитектоники спинного мозга с субклеточным разрешением у живых взрослых мышей с ЭАЭ. Вкратце, мы хирургически обнажаем позвонки T12-L2 и строим камеру вокруг обнаженных позвонков с использованием комбинации цианоакрилата и стоматологического цемента. Выполняется ламинэктомия от T13 до L1, а на дорсальную поверхность обнаженного спинного мозга наносится тонкий слой прозрачного силиконового эластомера. Модифицированная стеклянная крышка имплантируется на открытый спинной мозг, следя за тем, чтобы стекло не соприкасалось непосредственно со спинным мозгом. Чтобы уменьшить инфильтрацию воспалительных клеток между окном и спинным мозгом, противовоспалительное лечение проводится каждые 2 дня (в соответствии с рекомендациями комитета по этике) в течение первых 10 дней после имплантации. ЭАЭ индуцируется только через 2-3 недели после прекращения противовоспалительного лечения.

Используя этот подход, мы успешно индуцировали EAE у 87% животных с имплантированными окнами и, используя мышей Thy1-CFP-23 (синие аксоны в дорсальном спинном мозге), количественно оценили потерю аксонов на протяжении всего прогрессирования EAE. В совокупности этот протокол может быть полезен для изучения рекрутинга различных клеточных популяций, а также динамики их взаимодействия с субклеточным разрешением и в течение длительных периодов времени. Этот прижизненный метод визуализации представляет собой ценный инструмент для разработки терапевтических стратегий лечения аутоиммунных демиелинизирующих заболеваний, таких как ЭАЭ.

Введение

Рассеянный склероз - это аутоиммунное заболевание ЦНС, которое вызывает прогрессирующее повреждение миелина и аксонов. Стандартной моделью исследования аутоиммунных демиелинизирующих заболеваний ЦНС является ЭАЭ у взрослых грызунов. Тем не менее, динамические клеточные события, лежащие в основе прогрессирования ЭАЭ, остаются в значительной степени неизученными. Один из подходов заключается в использовании прижизненной двухфотонной микроскопии для визуализации клеточных популяций с флуоресцентными маркерами в течение длительных периодов времени в спинном мозге взрослых мышей с EAE.

Прижизненная двухфотонная микроскопия - это мощный способ изучения клеточной физиологии, клеточных взаимодействий и динамического прогрессирования болезни у живых животных с субклеточным разрешением1. Тем не менее, основным препятствием для этого подхода является то, что он требует оптического доступа к интересующей области. Например, краниальные стеклянные окна являются хорошо зарекомендовавшей себя методикой для многократной визуализации одних и тех же микроструктур в мозге в течение нескольких недель2,3. Адаптация этой методологии к визуализации спинного мозга, однако, не является простой задачей и требует нескольких технических модификаций для иммобилизации дорсальной спинномозговой ткани в сочлененных позвонках.

Ранее оптический доступ к спинному мозгу требовал хирургического повторного обнажения спинного мозга в начале каждого сеанса визуализации и наложения швов на закрытую кожу в конце каждого сеанса4-12. Эти повторные операции травматичны для животного, ограничивают количество и продолжительность сеансов визуализации и увеличивают вероятность артефактов, связанных с хирургическим вмешательством, таких как воспаление и повреждение спинного мозга из-за механических возмущений. Чтобы преодолеть эти недостатки, мы недавно разработали протокол имплантации стеклянных окон на открытый спинной мозг взрослых флуоресцентных трансгенных мышей с травматическими повреждениями спинного мозга для длительных экспериментов in vivo с двухфотонной микроскопией безповторных операций. Здесь мы представляем подробную адаптацию протокола имплантации в контексте его применения для изучения динамических клеточных событий, лежащих в основе прогрессирования EAE у взрослых мышей.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. Подготовка окон и опорных конструкций

  1. Подготовка окна - подготовка нескольких окон различных размеров (ширина = 1,8-2,2 мм; длина = 4,5-5,2 мм) для имплантации.
    1. Делая из сверла модифицированный заусенец, чтобы вырезать покровное стекло – с помощью щедрого количества стоматологического цемента прикрепляем борфель к валу (в нашем случае старые бульдожьи хомуты). Убедитесь, что заусенец находится под углом ~45° относительно вала для облегчения работы.
      Примечание: алмазные надписи также хорошо подходят для резки покровного стекла.
    2. Изготовление слайда-А - с помощью стандартного предметного стекла микроскопа прикрепите короткий лист бумаги для линейки (~2 см) к нижней части предметного стекла так, чтобы вы могли видеть линейку через стекло. Затем поместите кусок ленты по краю отметки 0 мм линейки, чтобы он выступал в качестве приспособления для покровного стекла на следующем этапе.
    3. С помощью модифицированного бора сверла, предметного стекла А и немодифицированного предметного стекла микроскопа (предметное стекло В) расположите кусок покровного стекла (толщина No 1,5) на предметном стекле 0 мм. Используйте slide-B для удержания покровного стекла на месте и в качестве приспособления для предполагаемой линии реза. Разрежьте покровное стекло на длинный прямоугольник примерно 5 х 22 мм. Поверните ограненное стекло на 90° и разрежьте прямоугольник на прямоугольник меньшего размера ~2 x 5 мм.
  2. Модификации скоб - две модифицированные скобы будут имплантированы для поддержки и фиксации оконной камеры к позвонкам (см. раздел 2.7-8).
    1. Используя стандартную маленькую скобу (корона = 8 мм; ножка = 4 мм), согните середину коронки на ~90° так, чтобы кончики ножек почти соприкасались.
    2. Согните кончики ножек наружу на ~45° в середине пути, так, чтобы дистальная половина ножек была параллельна.
    3. Согните дистальную половину ножек на ~30° вверх относительно плоскости скобы. Поместите модифицированные скобки в этанол перед операцией по стерилизации.
      Примечание: Скобы также могут быть стерилизованы с использованием окиси этилена или автоклавированы.
  3. Модификации скрепки - подготовьте одну модифицированную скрепку, которая будет имплантирована как часть камеры (см. разделы 2.9-10) и будет выступать в качестве удерживающей скрепки для хирургии и визуализации.
    1. С помощью стандартной скрепки 25 мм удалите небольшой изгиб, оставив вытянутую U-образную форму.
    2. С помощью плоскогубцев или игломер уменьшите диаметр изгиба до ~2 мм, сохраняя при этом кончики параллельными.
    3. Согните кончики наружу на ~90° примерно в 8-10 мм от изгиба. Внесите все необходимые корректировки, чтобы он лежал ровно.

2. Имплантация окон

Примечание: Все хирургические процедуры и процедуры по уходу за животными проводились в соответствии с Директивой Совета Европейских Сообществ и были одобрены Национальным комитетом по изучению животных Франции (разрешение No 13,300).

  1. Обезболите мышь (Кет/Ксил; индукционная доза: 120 мг/кг, 12 мг/кг; дополнительная доза: 40 мг/кг, 4 мг/кг), нанесите глазную мазь на глаза.
  2. Выбрейте его спину примерно ~2 см в ширину и ~5 см в длину, с центром на грудном горбе, и очистите открытые участки кожи с помощью йодного мыла, а затем раствора йода. Очистите перчатки, распылив 90% этанола.
  3. С помощью тканевых ножниц разрежьте спинную поверхность кожи в продольном направлении по позвонкам от T11 до L1 (~2 см). С помощью скальпеля сделайте двусторонние продольные разрезы между остистыми и поперечными отростками от T11 до L1. Примечание: Если перчатки или инструменты касаются шерсти или кожи животного, повторно очистите перчатки или инструмент с помощью холодного стерилизатора, такого как 90% этанол или Germ-X.
  4. Подвесите мышь в спинальную вилку стереотаксически - Начните с зажима верхней правой спинномозговой вилки в нужное положение. Захватите T11 с помощью щипцов Адсона и расположите поперечный отросток T11 над неподвижной спинномозговой вилкой. Удерживая позвонок на месте, закрепите контралатеральную спинномозговую вилку под контралатеральным поперечным отростком.
  5. Используя ту же процедуру, что и в шаге 2.4, расположите L1 внутри спинномозговой вилки.
  6. С помощью скальпеля (No 23) аккуратно соскребите мышцы между остистыми и поперечными отростками от T11 до L1 так, чтобы пластинки были хорошо видны. Для лучшего обзора ножок Т11 разрежьте сухожилие, выступающее рострально от кончика поперечного отростка.
  7. Промойте модифицированные скобы PBS и вставьте кончики скоб латерально к ножкам позвонков T11 и L1, регулируя расстояние между кончиками так, чтобы они слегка касались ножек.
    Примечание: Используйте только PBS, содержащий дексаметазон (0,1%), пенициллин (1000 ЕД/мл) и стрептомицин (1 мг/мл), для уменьшения послеоперационного воспаления и улучшения прозрачности окна.
  8. Приклейте скобы на место с небольшой каплей цианоакрилата в каждой точке введения и извлеките мышь из спинномозговых вилок.
  9. Нанесите тонкий слой цианоакрилата на разрезанные края кожи и открытые мышцы вокруг очищенных позвонков, стараясь не склеить позвонки. Согните кончики модифицированной скрепки так, чтобы они вошли под выступающие участки вживленных скоб и упирались параллельно длинной оси изолированного позвоночного столба и оставили в таком положении.
  10. Начиная с границы между кожей и мышцами, нанесите несколько слоев стоматологического цемента, чтобы покрыть все отверстие, за исключением открытых позвонков, убедившись, что скрепка надежно имплантирована в стоматологический цемент.
  11. После отверждения стоматологического цемента (5-15 минут) прикрепите мышь к держателю зажима за открытую часть имплантированной скрепки. С помощью щипцов удалить мышцы и другие мягкие ткани между остистыми отростками и пластинками обнаженных позвонков.
    Примечание: Любое устройство, которое может надежно захватывать открытую часть скрепки, не создавая напряжения для зажима/камеры, и может перемещаться для переориентации мыши во время операции, может быть использовано в качестве «держателя зажима».
  12. С помощью сверла для удаления кости утончите пластинки Т12 и Т13 с обеих сторон. Чтобы удалить тыльную кость, обхватите остистый отросток тупыми щипцами и поднимите, стараясь не прикладывать нисходящую силу к спинному мозгу. Если кость не отходит легко, продолжайте истончать пластинки до тех пор, пока остистый отросток не будет легко удален
    13. .
  13. С помощью сверла для удаления костей продолжайте формировать боковые края позвонков, чтобы сформировать опорную конструкцию для окна. Аккуратно удалите все мелкие костные отломки, соприкасающиеся с твердой мозговой оболочкой, с помощью тупых щипцов. Обязательно поддерживайте влажность твердой мозговой оболочки с помощью PBS.
  14. Выберите одно из подготовленных окон, которое немного шире отверстия для ламинэктомии, и проверьте, насколько хорошо оно опирается на обнаженную кость. В идеале окно должно опираться двусторонне на оба позвонка так, чтобы середина окна касалась твердой мозговой оболочки (рисунок 1а). Однако окно не должно сдавливать спинной мозг даже при продвижении окна к спинному мозгу. Если окно разбалансировано или упирается выше твердой мозговой оболочки, повторите шаг 2.13.
  15. Удовлетворившись ламинэктомией, положите небольшой кусочек папиросной бумаги autoclaved папиросной бумаги, смоченной в PBS, на спинной мозг, чтобы предотвратить высыхание твердой мозговой оболочки, и отложите мышь в сторону.
  16. Чистка окна - поместите окно в раствор средства для мытья окон на несколько секунд. С помощью кусочка салфетки для микроскопа протрите окно насухо. С помощью хирургического микроскопа убедитесь, что окно чистое, и повторите процесс очистки, если это не так. Разместите окно в чистом месте с легким доступом для быстрого извлечения и размещения окна на шаге 2.19.
  17. Достаньте мышь и удалите папиросную бумагу. Аккуратно удалите мусор из твердой мозговой оболочки с помощью тупых щипцов и дайте твердой мозговой оболочке высохнуть, пока она не станет слегка липкой.
  18. Быстро наполните силиконовую трубку смесителя (Kwik-sil) и выдавите силикон на чистую горку, пока из наконечника не появятся пузырьки. Немедленно введите небольшую бусину силикона вдоль средней линии обнаженного спинного мозга.
  19. Извлеките очищенные окна с помощью тупых щипцов и немедленно положите их на силикон. С помощью тупых щипцов приложите небольшое давление к окну, чтобы распространить силикон по краям окна, и удерживайте на месте ~1 мин.<бр/> Примечание: Перед смешиванием силикон должен храниться при температуре ниже 27 °C, в противном случае время отверждения может значительно увеличиться, и он не будет прилипать к окну или твердой мозговой оболочке, что приведет к снижению оптической прозрачности.
  20. Медленно ослабьте давление на окно. Если окно не двигается, немедленно переходите к шагу 2.21. Если, однако, окно поднимается при сбросе давления (т.е. позвонки двигаются), перейдите к шагу 2.21, сохраняя давление на окно, чтобы удерживать его на месте.
  21. Нанесите цианоакрилат рострально и каудально от окна. Если цианоакрилат не покрывает ростральный и каудальный края окна, используйте зубочистку, чтобы направить часть жидкого цианоакрилата через эти края. Затем направьте клей вдоль боковых краев окна (Рисунок 1a), чтобы покрыть все окружающие мышцы. Примечание: Цианоакрилат должен покрывать поверхность внешних краев окна. Слишком большое количество цианоакрилата может нарушить оптическую прозрачность, недостаточное количество цианоакрилата приведет к образованию пузырьков воздуха между силиконом и окном.
  22. Чтобы защитить цианоакрилат и повысить структурную целостность камеры, нанесите стоматологический цемент на все участки, покрытые цианоакрилатом (Рисунок 1a). Как и в случае с цианоакрилатом, начните с рострального и каудального краев и используйте небольшую деревянную палочку, чтобы направить стоматологический цемент по краям окна.

3. Послеоперационный уход, индукция EAE и обслуживание окон

  1. Введите дексаметазон (0,2 мг/кг) и римадил (5 мг/кг) в.к. в область таза. Перенесите мышь в теплую клетку (~26 °C) с материалом для гнезда. Мыши должны быть полностью подвижными, исследуя свою клетку, а груминг после того, как действие анестетика полностью стихнет (обычно через 2-3 часа). Проживайте животных индивидуально и убедитесь, что у них есть легкий доступ к пище и воде в течение первых 1-2 дней. Как только мышь начнет восстанавливаться после обезболивания, введите бупренорфин (0,05 мг/кг) в.к. После полного восстановления после приема анестетика мышь не должна проявлять никаких признаков боли. Примечание: После полного восстановления после приема анестетика любые признаки боли или аномальной двигательной активности указывают на то, что окно было имплантировано неправильно.
  2. Вводите дексаметазон (0,2 мг/кг) и римадил (5 мг/кг) каждые 2 дня в течение первых 10 дней после операции (рисунок 1а). Для введения мышам окон необходимо слегка усыпить животное изофлураном в индукционной камере (~1,75% изофлурана на воздухе в течение 1-2 мин). Извлеките мышь из камеры и сразу же введите препараты. Мышь должна полностью проснуться через <1 мин.<бр/> Примечание: Не затаскивая мышей с имплантированными окнами, так как это может привести к отделению кожи от имплантата. Мышам можно вводить внутривенные инъекции без седативного эффекта, позволяя им захватывать крышку клетки передними лапами и осторожно поднимая задние конечности. Однако в этом положении мышь иногда отстраняется, вызывая нагрузку на имплантированное окно. Это может привести к кровотечению между окном и спинным мозгом, что ставит под угрозу оптическую прозрачность.
  3. ЭАЭ может быть индуцирована через 2-3 недели после прекращения противовоспалительного лечения (~3-4 недели после операции). Слегка успокойте мышь, как описано в шаге 3.2. Извлеките мышь из индукционной камеры и поддерживайте седативный эффект с помощью изофлурановой маски, наложенной на нос.
  4. Введите пептид MOG35-55 (75 мкг в адъюванте Фрейнда, содержащем 800 мкг микобактерии туберкулеза) в 3 различных местоположения (двусторонне над бедренной костью и у основания хвоста) и коклюшный токсин (400 нг) i.p.14,15
    Примечание: Мыши с EAE нуждаются в дополнительном уходе по сравнению с мышами только с окнами. Взвешивайте мышей EAE каждый день и убедитесь, что у них всегда есть легкий доступ к пище и воде. Добавка содержит 3% агарозное желе для поддержания гидратации и веса животных. Глюкоза (1-3%) также может быть добавлена в желе для получения дополнительных калорий.
  5. Через два дня после индукции ЭАЭ повторите протокол седации, описанный в шаге 3.2, и введите вторую дозу коклюшного токсина (400 нг) внутримышечно.
  6. Чтобы визуализировать спинной мозг, сначала усыпьте животное, как описано в шаге 3.2, и слегка обезболивайте его кетамином/ксилазином (100 мг/кг; 10 мг/кг) внутримышечно. Это обеспечит ~ 1 час визуализации.
  7. Для сеансов визуализации продолжительностью <2 часа легкую анестезию можно поддерживать с помощью дополнительных инъекций кетамина/ксилазина (50 мг/кг; 5 мг/кг) каждые 45-60 мин. В качестве альтернативы, для более длительных сеансов визуализации, мышей можно непрерывно вводить седативные препараты изофлураном (0,75-1,25% изофлурана во влажном воздухе).
    Примечание: окна можно мыть под хирургическим микроскопом, аккуратно вытирая мусор уголком салфетки или тампоном с ватным наконечником. Не используйте спирт для очистки окна, потому что он может разрушить некоторые виды стоматологического цемента и охладить спинной мозг.
  8. После легкого обезболивания мышь надежно прикрепляется к держателю скрепки с помощью открытой части имплантированной скрепки (рис. 1b).
  9. Спинной мозг выравнивается перпендикулярно линзе объектива путем регулировки положения зажима внутри держателя, регулировки положения держателя и регулировки положения предметного столика. Дорсальная поверхность спинного мозга быстро визуализируется, а дорсальная сосудистая сеть используется для определения ориентации спинного мозга.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Использование хронически имплантированных стеклянных окон в сочетании с интравитальной двухфотонной микроскопией и моделями ЭАЭ может стать полезным инструментом для понимания клеточных механизмов, лежащих в основе патологии аутоиммунных демиелинизирующих заболеваний. Используя наш метод имплантации, мы обнаружили, что большинство окон были прозрачными на момент индукции ЭАЭ и оставались прозрачными на протяжении всего прогрессирования ЭАЭ (Рисунок 1c). С помощью данного подхода мы установили, что окна о...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Мы описали метод имплантации и поддержания стеклянных окон над обнаженным спинным мозгом взрослых мышей для изучения динамического прогрессирования ЭАЭ с течением времени. Аналогичный подход к имплантации стеклянного окна был использован для изучения моделей травм спинного мозга13 и может быть также полезен для изучения других патологий спинного мозга, таких как глиобластомы, менингит или клеточная физиология нормального спинного мозга. Для нашего метода стабилизация позвонков была достигнута путем создания эк...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.

Благодарности

Благодарим К. Рикара, M-C. Amoureux, A. Jaouen и S. Meijia-Gervacio за полезные дискуссии; М. Хосин и К. Менье, а также сотрудники центров визуализации животных и PicSIL IBDML для технической поддержки. Эта работа была поддержана институциональным грантом от Centre National de la Recherche Scientifique и грантами от Association de Recherche sur la Sclérose en Plaque (ARSEP) (для G.R. и K.K.F.), Agence Nationale de la Recherche (ANR JCJC), Fédération de Recherche sur le Cerveau (FRC) Institut de Recherche sur la Moelle Epinière (IRME) (to FD). К.К.Ф. был поддержан стипендией АРСЕП. Визуализация проводилась на установке визуализации PIcSIL IBDML.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Сверло для удаления костиWorld Precision InstrumentsIDEAL MICRO-DRILLТакже продается Harvard Apparatus.
Подойдет любое высококачественное хирургическое сверло для костей.
Бор для сверла (#1/4 или 1/2 Твердосплавный круглый бор)World Precision Instruments501860 (#1/4)
501860 (#1/2)		Также продается Harvard Apparatus
StaplesLyreco5.002.567Корона = 8 мм
Ножка = 4 мм
СкрепкаЛюбая стандартная скрепка 25 мм
ИгольницыFine Science Tools12003-15
Ножницыдля салфетокИнструменты Fine Science14028-10
Щипцы АдсонаИнструменты Fine Science11027-121 x 2 зуба
Тупые щипцыИнструменты Fine Science11293-00
Вилки для позвоночникаГарвардский аппарат724813
стоматологический цементGACD12-565 & 12-568
Силиконовый эластомерWorld Precision InstrumentsKWIK-SILТакже доступен через Coherent Scientific и Fisher
Scientific ЦианоакрилатEleco-EFDCyanolit 201
МикроскопZeiss7MPНаш микроскоп имеет вертикальную конфигурацию и оснащен 5 детекторами NDD.
ОбъективZeissW Plan-Apochromat 20x/1.0 DIC M27 75mmРабочий отрезок = 1.8 мм

Ссылки

  1. Kim, J. V., Dustin, M. L. Innate response to focal necrotic injury inside the blood-brain barrier. J. Immunol. 177 (8), 5269-5277 (2006).
  2. Xu, H. -T., Pan, F., Yang, G., Gan, W. -B. Choice of cranial window type for in vivo imaging affects dendritic spine turnover in the cortex. Nat. Neurosci. 10 (5), 549-551 (2007).
  3. Holtmaat, A., Bonhoeffer, T., et al. Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window. Nat. Protoc. 4 (8), 1128-1144 (2009).
  4. Dray, C., Rougon, G., Debarbieux, F. Quantitative analysis by in vivo imaging of the dynamics of vascular and axonal networks in injured mouse spinal cord. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106 (23), 9459-9464 (2009).
  5. Kerschensteiner, M., Schwab, M. E., Lichtman, J. W., Misgeld, T. In vivo imaging of axonal degeneration and regeneration in the injured spinal. 11 (5), 572-577 (2005).
  6. Ylera, B., Ertürk, A., et al. Chronically CNS-injured adult sensory neurons gain regenerative competence upon a lesion of their peripheral axon. Curr. Biol. 19 (11), 930-936 (2009).
  7. Dibaj, P., Nadrigny, F., et al. NO mediates microglial response to acute spinal cord injury under ATP control in vivo. Glia. 58 (9), 1133-1144 (2010).
  8. Dibaj, P., Steffens, H., et al. In Vivo imaging reveals distinct inflammatory activity of CNS microglia versus PNS macrophages in a mouse model for ALS. PloS One. 6 (3), (2011).
  9. Johannssen, H. C., Helmchen, F. In vivo Ca2+ imaging of dorsal horn neuronal populations in mouse spinal cord. J. Physiol. 588 (18), 3397-3402 (2010).
  10. Nikić, I., Merkler, D., et al. A reversible form of axon damage in experimental autoimmune encephalomyelitis and multiple sclerosis). Nat. Med. 17 (4), 495-499 (2011).
  11. Di Maio, A., Skuba, A., et al. In vivo imaging of dorsal root regeneration: rapid immobilization and presynaptic differentiation at the CNS/PNS border. J. Neurosci. 31 (12), 4569-4582 (2011).
  12. Laffray, S., Pagès, S., Dufour, H., De Koninck, P., De Koninck, Y., Côté, D. Adaptive movement compensation for in vivo imaging of fast cellular dynamics within a moving tissue. PloS One. 6 (5), (2011).
  13. Fenrich, K. K., Weber, P., Hocine, M., Zalc, M., Rougon, G., Debarbieux, F. Long-term in vivo imaging of normal and pathological mouse spinal cord with subcellular resolution using implanted glass windows. J. Physiol. 590 (16), 3665-3675 (2012).
  14. Kuerten, S., Angelov, D. N. Comparing the CNS morphology and immunobiology of different EAE models in C57BL/6 mice - a step towards understanding the complexity of multiple sclerosis). Ann. Anat. 190 (1), 1-15 (2008).
  15. Mendel, I., Kerlero de Rosbo, N., Ben-Nun, A. A myelin oligodendrocyte glycoprotein peptide induces typical chronic experimental autoimmune encephalomyelitis in H-2b mice: fine specificity and T cell receptor V beta expression of encephalitogenic T cells. Eur. J. Immunol. 25 (7), 1951-1959 (1995).
  16. Farrar, M. J., Bernstein, I. M., Schlafer, D. H., Cleland, T. A., Fetcho, J. R., Schaffer, C. B. Chronic in vivo imaging in the mouse spinal cord using an implanted. Nat. Methods. , (2012).
  17. Moreno, B., Jukes, J. -P., et al. Systemic inflammation induces axon injury during brain inflammation. Ann. Neurol. 70 (6), 932-942 (2011).
  18. Lassmann, H., van Horssen, J. The molecular basis of neurodegeneration in multiple sclerosis. FEBS Lett. 585 (23), 3715-3723 (2011).
  19. Yenari, M. A., Han, H. S. Neuroprotective mechanisms of hypothermia in brain ischaemia. Nat. Rev. Neurosci. 13 (4), 267-278 (2012).
  20. Kalmbach, A. S., Waters, J. Brain surface temperature under a craniotomy. J. Neurophysiol. 108 (11), 3138-3146 (2012).
  21. Pérez-Nievas, B. G., García-Bueno, B., Madrigal, J. L. M., Leza, J. C. Chronic immobilisation stress ameliorates clinical score and neuroinflammation in a MOG-induced EAE in Dark Agouti rats: mechanisms implicated. J. Neuroinflammation. 7, 60 (2010).
  22. Bjartmar, C., Kidd, G., Mörk, S., Rudick, R., Trapp, B. D. Neurological disability correlates with spinal cord axonal loss and reduced N-acetyl aspartate in chronic multiple sclerosis patients. Ann. Neurol. 48 (6), 893-901 (2000).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Окно в спинной мозгинтравитальная двухфотонная микроскопияимплантация стеклянного покровного стеклананесение силиконового эластомеракамера из цианоакрилатного стоматологического цементамыши линии Thy1-CFP-23количественная оценка потери аксоновламинэктомия спинного мозгапротокол противовоспалительной терапии
Имплантация стеклянных окон спинного мозга взрослым мышам с экспериментальным аутоиммунным энцефаломиелитом
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.