Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Мышиной модели субарахноидального кровоизлияния

19.9K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/50845

⸱

21 ноября 2013 г.

 ,  , 
1Institute for Stroke and Dementia Research (ISD), University of Munich Medical Center

В этой статье

Краткое содержание

Стандартная модель мыши из субарахноидального кровоизлияния по внутрипросветной Круга Уиллиса перфорации описывается. Судно перфорация и субарахноидальное кровотечение контролируются мониторинга внутричерепного давления. Кроме того различные жизненные параметры регистрируется и контролируется для поддержания физиологических условиях.

Аннотация

В этом видео-публикации представлен стандартизированный модель мыши субарахноидального кровоизлияния (САК). Кровотечение индуцируется эндоваскулярной Круга Уиллиса перфорации (ХВО) и доказано внутричерепного давления (ВЧД) мониторинга. Таким образом равномерное распределение крови в субарахноидальных пространств, окружающих артериальное кровообращение и мозжечка трещин достигается. Физиологии животных поддерживается интубации, искусственной вентиляции легких, и непрерывного оперативного мониторинга различных физиологических и сердечно-сосудистых параметров: температуры тела, системного артериального давления, частоты сердечных сокращений, и насыщения гемоглобина. Тем самым церебральное перфузионное давление может быть плотно контролируется в результате чего меньше переменного объема из сосудов кровью. Это позволяет лучше стандартизации эндоваскулярной перфорации накаливания у мышей и делает вся модель высоковоспроизводимым. Таким образом, легко доступны для фармакологических и патофизиологических исследований в дикого типа и генетическийлы изменены мышей.

Введение

САК является инсульт подтип с наименьшим полезного результата для пациентов: 40% пациентов умирают в течение месяца после кровотечения 1 и выжившие редко имеют клинически благоприятный исход.

Подавляющее большинство спонтанных SAHS (80%) обусловлены разрывом внутричерепных аневризм, которые в основном расположены вдоль передней и задней соединительной артерии, основной артерии и средней мозговой артерии (MCA) 2.

Такие аневризмы трудно смоделировать на животных, и поэтому животные модели САК либо выполняется путем инъекции крови в субарахноидальное пространство / желудочки мозга или эндоваскулярного перфорации субарахноидального судна.

Аутологичная инъекции крови в цистерны не легко выполнить и воспроизводимым как объем крови можно управлять напрямую 3. К сожалению, некоторые аспекты патофизиологии САК, напримертравмы сосуда, не могут быть смоделированы с помощью этой процедуры. Другой технический подход для индукции САК является открытие интрацистернального вены 4.

Тем не менее, внутрипросветный НВП в филиале MCA-видимому, является процедура, которая моделирует патофизиологии у человека наиболее тесно 5. Этот метод был разработан и впервые описана у крыс Бедерсон и его коллегами и в то же время по Veelken и его коллеги 6,7. Позже внутрипросветный модель перфорация была адаптирована к мышей 8,9. Нить вставляется в наружной сонной артерии (ЭКА) и вышла в основания черепа через внутренней сонной артерии (ВСА). В точки ответвления MCA нить прокалывает сосуд и вызывает кровотечение в субарахноидальное пространство в основании черепа. Кровь затем распределяет в оставшееся субарахноидальное пространство вдоль трещин и кровеносных сосудов. Кровотечение останавливают тромба в месте перфорации, но rebleedings, белыйICH часто вредно у пациентов 10, может произойти. Соответственно, эндоваскулярные модель нить стал широко используется модель SAH в течение последних нескольких лет. Наиболее часто упоминаемый недостаток модели накаливания перфорации является то, что кровотечение том не может быть непосредственным контролем и поэтому может быть переменной. Эта изменчивость может значительно сократится на жестком контроле физиологии животных и постгемморагической ПМС.

Мыши имеют большое преимущество, что большое количество генетически модифицированных штаммов которые доступны. Однако из-за их малого размера хирургические процедуры имеют тенденцию быть более сложным, чем в более крупных видов, например, крыс и кроликов. Поэтому уменьшение масштаба методов, разработанных для крыс до мышей часто не приводит к желаемым результатам, например, как мыши имеют очень ограниченный вес тела и объем крови неинвазивные методы для кровяного давления и газового анализа крови, а также для насыщения гемоглобина и мониторинга сердечного ритмадолжны применяться, когда это возможно. Соответственно, цель текущей публикации является описание перфорации модель нити для САК у мышей и чтобы показать, как эта модель может быть выполнена в стандартном и высоко воспроизводимым образом.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все хирургические процедуры были подвергнуты этической экспертизы и утвержден правительством Верхней Баварии (справочный номер: 55.2-1-54-2532.3-13-13 и -2532-136-11). Животные мужчины мышей C57BL / 6 с массой тела около 25 г.

1. Подготовка животных

  1. Анестезии, поставив курсор в камеру. Промойте камеру с 5% изофлуран, пока животное не теряет сознание.
  2. Введите предварительно смешанные анестетики внутрибрюшинно: фентанил (0,05 мг / кг), мидазолам (5 мг / кг) и медетомидин (0,5 мг / кг). Проверьте рефлексы до и регулярно во время процедуры. Инжектируем треть от первоначальной суммы почасовая для поддержания анестезии.
  3. Интубировать orotracheally с трубкой, изготовленной из 20 г венозный катетер 11. Для интубации зафиксировать животное на наклонной платформе (30 °), убрать язык с согнутыми щипцов, визуализировать голосовые связки под операционным микроскопом и вставить трубку в трахеюво время вдоха.
  4. Наведите в положении лежа и проверить правильное размещение трубки с кусочком ваты или microcapnograph.
  5. Подключите интубации трубку к респиратора. Вентиляцию мышь комнатным воздухом с добавлением 25% кислорода с частотой 180-220 вдохов / мин и ударного объема 200-250 мкл.
  6. Подключите интубации трубку к microcapnograph. Поддерживать в конце выдоха рСО 2 на 30 мм рт.ст., регулируя частоту вентиляции.
  7. Вставьте ректальное датчик температуры и поместите животное на грелку для поддержания 37 ° C температуры тела.
  8. Применение кольцевой датчик пульсоксиметр на правую заднюю лапу.
  9. Откройте над череп с ножницами кожу. Разрез должен быть примерно 0,5 см в длину и между ухом и глазом.
  10. Проанализируйте левой височной мышцы с помощью скальпеля от височной кости.
  11. Приклейте лазерного доплеровского расходомера (СОЛ) зонда налевой височной кости. Держите датчик в фиксированном положении, пока клей не затвердеет.
  12. Просверлите отверстие около 1,5 мм в диаметре с бормашины в левой височной кости. Охладите кость физиологическим раствором, чтобы предотвратить повреждение тепла.
  13. Вставьте датчик ПМС в полость черепа. Нажимаем вперед, как на спинке, насколько это возможно, чтобы предотвратить мозга повреждение тканей и кровотечение.
  14. Если зонд находится в правильном положении, исправить, и запечатать его с цементом. Пусть цемента высохнуть в течение 5 мин.
  15. Переверните мышь тщательно положении лежа на спине.
  16. Для непрерывного мониторинга артериального давления, катетер в левую бедренную артерию.
  17. Подключите бедренной катетер с устройством мониторинга артериального давления.

2. САК Индукционная

  1. Откройте кожу ножницами от грудины до подбородка (2 см). Проанализируйте соединительной ткани прямо и нажмите слюнных желез в сторону.
  2. Expose левую общую сонную артерию (CCA) и мобилизовать его. Заповедникблуждающий нерв, который проходит в том же соединительной ткани оболочки как ОСО. Перемещение черепной и разоблачить и мобилизовать ICA и ЭКА, используя ту же технику.
  3. Лигируют ЭКА насколько краниально, насколько это возможно.
  4. Заранее планировать еще два лигирования для нити вокруг ЭКА.
  5. Закупоривать ОСО и МКА временно с microclips. Расположите microclips с microclip аппликатора. Убедитесь, что зажимы применяются правильно, осторожно потянув их обратно.
  6. Вырежьте отверстие для вставки накаливания в странах ЕЦА с ножницами сосудов.
  7. Вставьте нить Prolene 5-0 с длиной 12 мм в ЭКА.
  8. Закройте место введения с одной заранее определенной перевязки.
  9. Удалите microclips с microclip аппликатора из ОАС и ВСА.
  10. Авансовые нить с пинцетом в ICA, пока ПМС не поднимается. Внезапный подъем ПМС указывает индукции кровотечения.
  11. Немедленно вывести нить и перевязывать ЭКА, закрыв как пр.earranged лигирование подряд. Это предотвращает кровотечение из места введения.
  12. Шовный рану кожи.
  13. Монитор физиологические параметры животного течение еще 20 мин.
  14. Удалить ПМС и LDF зондов и сшивать раны кожи.

3. Конец эксперимента

  1. Заливать животное транскардиально с 20 мл физиологического раствора (при комнатной температуре), а затем 20 мл 4% PFA в PBS (4 ° C).
  2. Проанализируйте мозг из черепа. Разрежьте череп в средней линии и между орбитальных полостей. Затем кожуру от кости из мозга.
  3. Оценить распределение крови в субарахноидальное пространство.

4. Соображения в случае дожития хирургии (не показано на видео)

  1. Введите Carprofen (4 мг / кг подкожно) для послеоперационного обезболивания непосредственно после индукции анестезии. В послеоперационном периоде наблюдения Carprofen (4 мг / кг подкожно) вводят каждые 24 ч.
  2. Вместо измерения инвазивного артериального давления использовать неинвазивный системы мониторинга артериального давления.
  3. Для прекращения анестезии Inject антагонистической агентов подкожно: налоксон (1,2 мг / кг), флумазенила (0,5 мг / кг) и атипамезол (2,5 мг / кг).
  4. Экстубации животное.
  5. После восстановления рефлексов положить животное в предварительно нагретую камеру. Держать животное приблизительно 32 ° С в течение 24 часов.
  6. Животные регулярно проверяются при самостоятельном дыхании и общего состояния в течение первых часов после операции. Если ствол мозга влияет животные проблемы с дыханием и должны быть умерщвлены.
  7. Животные проверяются ежедневно для их общего состояния и массы тела, а также для неврологических и сенсорного дефицита 15.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Смертность

После того, как техника хирургия освоено процедура не вызывает никаких интраоперационной смертности. Также кровотечение может быть достигнуто практически во всех животных. Послеоперационная летальность составляет 30-40% с большинство животных умирает 1 день после операции (рис. 5).

ПМС значения после САК

ПМС до кровотечения составляет около 4 мм рт.ст.. Кровотечение приводит к резкому увеличению ПМС до 120 мм рт....

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Варианты лечения после САК не хватает, а в основном неэффективными. Поэтому патофизиология постгемморагической повреждения головного мозга необходимо также понимать, с тем чтобы определить новые терапевтические цели и развития новых терапевтических подходов. Стандартизован и хорошо воспроизводимые модели на животных в генетически модифицированных животных, то есть мышей, имеют решающее значение для таких исследований. Модель НВП стала широко используется модель для САК, как это напоминает патофизиологии у челов...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего раскрывать.

Благодарности

Настоящее исследование финансируется исследовательский фонд Solorz-Zak.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Equipment
operation микроскопLeicaKL2500
изофлурановый испарительHarvard InstrumentsНепрерывный испаритель
Hugo SachsMinivent 845
микрокапнографHugo SachsType 340
регулятор температурыFHCтемпературы постоянного тока
Стоматологическая бормашинаPaggenLabset- N ICP
мониторCodmanICP монитор
артериального давленияADInstruments Bridge Amp FE221
шприцевой насосWorld Precision InstrumentsSP101IZ
пульсоксиметрKent ScientificMouseSTAT
LDFPerimedPeriflux 5000
аналоговый монитор данныхAD InstrumentsPower Lab 16/35
Material
cement для фиксации зонда ICPSpeikoКарбоксилатный цементный
клей для фиксации зонда LDFBob Smith IndustriesЦианоакрилатный клей (Maxi Cure и Insta Set)
венозный катетерJohnson Johnson Johnson Jelcoкрылатый внутривенный катетер; REF 4076модифицированная интубационная трубка
трубка для бедренного катетераSmiths MedicalFine Bore Polythene Tubing; внутренний диаметр: 0,28 мм, наружный диаметр 0,61 мм; REF 800/100/100отрезать до 30 см
нить для перфорации сосудаEthiconProlene 5-0отрезать до 12 мм
длиной хирургический аппаратFine Scientific Instrumentsщипцы медицинские #5, сосудистые ножницы 8 см, микрозажим 4 мм челюсть
респиратор Регулятор

Ссылки

  1. Cahill, J., Zhang, J. H. Subarachnoid hemorrhage: is it time for a new direction. Stroke. 40, 86-87 (2009).
  2. van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369, 306-318 (2007).
  3. Lin, C. L., et al. A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm. J. Neurosci. Methods. 123, 89-97 (2003).
  4. Altay, T., et al. A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice. J. Neurosci. Methods. 183, 136-140 (2009).
  5. Feiler, S., Friedrich, B., Scholler, K., Thal, S. C., Plesnila, N. Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring. J. Neurosci. Methods. 190, 164-170 (2010).
  6. Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke. 26, 1086-1091 (1995).
  7. Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats. Stroke. 26, 1279-1283 (1995).
  8. Kamii, H., et al. Amelioration of vasospasm after subarachnoid hemorrhage in transgenic mice overexpressing CuZn-superoxide dismutase. Stroke. 30, 867-871 (1999).
  9. Parra, A., et al. Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis. Neurol. Res. 24, 510-516 (2002).
  10. Broderick, J. P., Brott, T. G., Duldner, J. E., Tomsick, T., Leach, A. Initial and recurrent bleeding are the major causes of death following subarachnoid hemorrhage. Stroke. 25, 1342-1347 (1994).
  11. Thal, S. C., Plesnila, N. Non-invasive intraoperative monitoring of blood pressure and arterial pCO2 during surgical anesthesia in mice. J. Neurosci. Methods. 159, 261-267 (2007).
  12. Hockel, K., Trabold, R., Scholler, K., Torok, E., Plesnila, N. Impact of anesthesia on pathophysiology and mortality following subarachnoid hemorrhage in rats. Exp. Transl. Stroke Med. 4, 5(2012).
  13. Wang, Z., Schuler, B., Vogel, O., Arras, M., Vogel, J. What is the optimal anesthetic protocol for measurements of cerebral autoregulation in spontaneously breathing mice? Exp. Brain Res. 207, 249-258 (2010).
  14. Schwartz, A. Y., Masago, A., Sehba, F. A., Bederson, J. B. Experimental models of subarachnoid hemorrhage in the rat: a refinement of the endovascular filament model. J. Neurosci. Methods. 96, 161-167 (2000).
  15. Feiler, S., Plesnila, N., Thal, S. C., Zausinger, S., Scholler, K. Contribution of matrix metalloproteinase-9 to cerebral edema and functional outcome following experimental subarachnoid hemorrhage. Cerebrovasc. Dis. 32, 289-295 (2011).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Модель на мышахэндоваскулярная перфорациямониторинг внутричерепного давленияцеребральное перфузионное давлениеинтубация и механическая вентиляция легкихфизиологический мониторинглазерная доплеровская флоуметриямониторинг артериального давленияизоляция головного мозга
Мышиной модели субарахноидального кровоизлияния
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.