Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

В естественных послеродовой электропорации и Покадровый Визуализация из нейробласта миграции в Mouse острой мозга Ломтики

13.1K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/50905

⸱

25 ноября 2013 г.

 ,  ,  ,  , 
1Wolfson Centre for Age-Related Diseases, King's College London, 2David H. Koch Institute for Integrative Cancer Research, Massachusetts Institute of Technology

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Нейробласта миграция является одним из основных событий в послеродовой нейрогенеза. Мы опишем протокол для эффективной маркировки нейробластах по в естественных условиях послеродового электропорации и последующей визуализации их миграции с использованием покадровой визуализации острых срезах мозга. Мы включать описание для количественного анализа динамики нейробластов Отслеживая видео.

Аннотация

Субвентрикулярной зоне (СВЗ) является одним из основных нейрогенных ниш в послеродовой мозга. Здесь, нейронные клетки-предшественники размножаться и приводить к нейробластах, способных двигаться по ростральной миграционного потока (RMS) к обонятельной луковице (OB). Это междугородной миграции требуется для последующего созревания новорожденных нейронов в OB, но молекулярные механизмы, регулирующие этот процесс пока не ясны. Исследуя сигнальных путей, контролирующих нейробластов моторику может помочь не только понять фундаментальную шаг в нейрогенеза, но также имеют терапевтический регенеративный потенциал, учитывая способность этих нейробластах таргетинг на сайты мозга, пострадавших от травмы, инсульта или дегенерации.

В этой рукописи мы описываем подробный протокол для в естественных условиях послеродового электропорации и последующей покадровой визуализации нейробласта миграции в RMS мыши. Послеродовая электропорации может эффективно трансфекции СВЗ прародителяклетки, которые в свою очередь генерируют нейробласты мигрирующих вдоль RMS. Использование конфокальной вращающийся диск покадровой микроскопии на острых культур мозга срезов, нейробластов миграции можно наблюдать в среде тесно напоминающие состояние в естественных условиях. Кроме того, нейробластов моторики могут быть отслежены и количественному анализу. В качестве примера, мы опишем, как использовать в естественных условиях послеродовой электропорации в GFP-экспрессирующих плазмиды маркировать и визуализировать нейробласты мигрирующих вдоль RMS. Электропорации из shRNA или CRE рекомбинантному-экспрессирующих плазмид в условных нокаутных мышей, использующих систему LoxP также могут быть использованы для генов-мишеней, представляющих интерес. Фармакологические манипуляции острых культур мозга срез может быть выполнена исследовать роль различных сигнальных молекул в нейробласта миграции. Объединяя в естественных условиях электропорации с покадровой обработки изображений, мы надеемся понять молекулярные механизмы, контролирующие нейробластов моторику и способствовать разработкения новых подходов в целях содействия ремонт мозга.

Введение

В мозге млекопитающих, генерация новых нейронов (нейрогенез) происходит после рождения в основном в двух регионах, субвентрикулярной зоне (СВЗ) из боковых желудочков и под зернистым зоне в зубчатой ​​извилине гиппокампа 1. Значительное доказательства, собранные в последние годы поддерживает важнейшую роль в послеродовой нейрогенеза в гиппокампе и обонятельной функции памяти лампа 1-3. Важно отметить, что послеродовая нейрогенез также имеет терапевтический потенциал из-за его отношений с дегенеративными неврологическими расстройствами, и способность нейробластах мигрировать в пострадавших сайтов в мозге 4-6.

Субвентрикулярной зоне (СВЗ) недавно стала важнейшим нейрогенной нише. СВЗ-производные нейробласты мигрируют к обонятельной луковице (OB) через ростральной миграционного потока (RMS), что делает этот самый длинный процесс миграции в послеродовом 1,7,8 мозга. Млекопитающих СВЗ / RMS / система О.Б. сталполезная модель для изучения различных шагов в нейрогенеза, такие как пролиферации, миграции и дифференцировки 1,8. Многие факторы роста и внеклеточных сигналы регулируют СВЗ нейрогенеза и миграции вдоль RMS, но внутриклеточные молекулярные механизмы далеки от полного понимания 1,9. Правильное миграции вдоль RMS имеет решающее значение для последующего созревания новорожденных нейронов 10. Кроме того, некоторые исследования показали, что СВЗ-производные нейробласты могут мигрировать из RMS для ушиба мозга сайтов 4-6,11-13. Таким образом, исследуя механизмы сигнализации регулирующее нейробластов миграции является фундаментальным не только понять нейрогенез, но и для потенциальных терапевтических применений.

Здесь мы описываем подробный протокол маркировать СВЗ нервные клетки-предшественники по в естественных послеродовой электропорации и контроля за их миграции вдоль RMS при острых культур мозга срезов с помощью покадровой вращающийся диск конфокальной microscoру. Электропорацию широко используется в исследованиях развития от эмбриональных до взрослой стадии 14-18. Это мощный инструмент для выявления и манипулировать СВЗ нервные клетки-предшественники и представляет собой более дешевую и значительно быстрее альтернативу стереотаксической инъекции вирусных векторов или поколения трансгенных моделей 1,15,19,20. Это относительно простая процедура, которая не нуждается в операции и имеет высокие показатели выживаемости. Электропорация shRNA или CRE рекомбиназу экспрессирующих плазмид в мыши генетических моделей, использующих систему LoxP могут быть использованы для генов-мишеней, представляющих интерес или для достижения постоянного маркировки СВЗ предшественников, тем самым представляя собой полезный инструмент для нейрогенез исследований 21,22.

Изображений RMS нейробластов миграция в интактном мозге по-прежнему сталкивается с проблемами из-за текущих технических ограничений. Тем не менее, этот процесс можно контролировать с помощью конфокальной вращающийся диск покадровой микроскопии острых срезах мозга, которые обеспечивают подходящую систэм напоминающий состояние в естественных условиях также позволяет использовать их для фармакологической манипуляции 23,24. Муфта в естественных условиях послеродового электропорации с покадровой обработки изображений будет способствовать понимание молекулярных механизмов, контролирующих нейробластов моторику и способствовать развитию новых подходов в целях содействия ремонт мозга.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Эта процедура в соответствии с МВД Великобритании Положения (Закон Животное научных мероприятиях, 1986). Ученые должны следовать принципам, установленным и утвержденным их институциональных и национальных регулирующих организаций животных.

1. Послеродовая Электропорацию

1.1. Подготовка стеклянных капилляров, ДНК решения и электропоратора

  1. Подготовка вытащил стеклянный капилляры (OD: 1,5 мм, ID: 0.86 мм) для инъекции ДНК. (Ориентировочные параметры для капиллярной съемника Саттер Р-97 являются: Тепло 283; Потяните 50; Скорость 90; Время 50). Сделайте отметку на капилляр, соответствующего объема приблизительно 2 мкл.
  2. Установите напряжение электропоратора до 5 прямоугольных импульсов, 50 мс / импульс на 100 В, с 850 мс интервалах (100 В, импульс на 50 мс, импульс ВЫКЛ 850 мсек, пульс 5).
  3. Развести высокой чистоты (OD 260/280> 1,80) эндотоксина плазмидную ДНК до конечной концентрации 1-2 мкг / мклс эндотоксинов буфера Трис-ЭДТА или PBS. Рекомендуется добавить 0,1% Быстрый зеленый к решению ДНК (краситель должен распространяться в желудочке, когда успешно вводили).
  4. Подготовьте мм электроды 5-7, электрод гель и прогрейте грелку.

1.2. Электропорацию

  1. Удаление послеродовой день 2 мыши щенка из клетки и обезболить его изофлурана ингаляции (при потоке ~ 0,6 л / мин).
  2. После приблизительно 1 мин, определить состояние обезболивания с помощью ответа ноги щепотку. Если никакого движения не происходит, перейдите к внутрижелудочкового инъекции.
  3. Загрузить капиллярной иглы с 1-2 мкл ДНК с использованием аспиратора трубку, соединенную с капилляра.
  4. Под источником холодного света, держите голову щенка между большим и указательным пальцем менее доминирующей рукой. Слегка потяните кожу обратно на голову, чтобы помочь идентифицировать нужный момент впрыска.
  5. Рассмотрим виртуальную линию между глазом и тон краниометрических ориентир лямбда (рис. 1А). Вставьте капиллярную иглу около одной трети длины этой линии от лямбда (около 1 мм от линии середины) 15. Вставьте капилляр о глубоких 2 мм, убедившись, чтобы избежать глубокого проникновения в мозг.
  6. Введите плазмиды путем продувки медленно через рот (шприц соединен с капилляром также может быть использован). Во время этой процедуры, убедитесь, что ваши пальцы не применяя слишком много давления на мозг, так как это может помешать успешному инъекции плазмиды.
  7. Стоп инъекции, когда минимальное количество раствора ДНК остается в капилляре. Желательно, чтобы вводить менее чем 1 мкл чтобы избежать вредного увеличение внутричерепного давления.
  8. Coat оба электрода с гелем и размещать их с положительной стороны на боковой стороне полушарии, где вводили ДНК (фиг. 1а). Для ДНК включения в ростральной СВЗ, место электродов слегка ростральнеевпрыск. Изменение положения электродов может достичь региональной специфики электропорации в различных областях СВЗ 22,25.
  9. Инициировать передачи тока нажатием на педаль импульса ножного переключателя. Когда электропорации завершена, проверьте напряжение на дисплее электропоратора (значения напряжения не должно быть ниже 90 V, так как значения ниже напряжения коррелируют с низкой эффективностью электропорации).
  10. Реанимируй щенка в атмосфере кислорода на грелку в течение нескольких минут и вернуть его в клетку, поместив его от матери. Убедитесь, что мать получает щенка и воссоединяется с остальной помета. После электропорации, оставить щенков с матерью в течение 4-7 дней до следующего шага.

2. Подготовка Острая мозга срез культуры

2.1. Приготовление растворов и инструменты

  1. Следующие растворы требуется (это также можно использовать DMEM с высоким глюкозы для рассечения и обработки изображений17):
    Вскрытие Средний (500 мл)
    Сбалансированный СМИ Гея - 500мл
    45% Глюкоза - 5 мл
    Фильм Средний (10 мл)
    45% Глюкоза - 0,110 мл
    HEPES 1 М - 0,100 мл
    Ручка / Стрептококковое - 0,100 мл
    ФТС - 0,500 мл
    В27 - 0,100 мл
    Глютамин - 0,200 мл
    Дульбекко модификации Дульбекко (фенол красный без) - 8,89 мл
  2. Разминка фильм среде при 37 ° С
  3. Наведите Millicell вставляет в 35 мм со стеклянным дном блюдо культуры, содержащей 1 мл среды кино и место в увлажненном инкубаторе при температуре 37 ° С / 5% СО 2.
  4. Подготовка Vibratome аксессуары (отвертка, камеру, бритвенные лезвия, клей).
  5. Подготовка рассечение инструменты: ножницы, небольшой шпатель, прямые щипцы.
  6. Подготовьте инструменты для обработки срезов: маленькую кисть или мягкую прививки петли (размер: 10 мкл), пластиковые пипетки Пастера, коробка льда и несколько 6 см пластиковой посуды.
  7. Предварительного охлаждения рассечение средыпри температуре 2-4 ° С.

2.2. Подготовка мозга Ломтики

  1. Заполните чашку диаметром 6 см с предварительно охлажденной рассечение среды и поместить его на льду (держать свежесрезанные ломтики).
  2. После смещения шейных позвонков, используйте ножницы, чтобы обезглавить щенка мыши. Снимите кожу головы с помощью скальпеля, разрезать череп вдоль середины стреловидного шва от ОВ в мозжечок и осторожно удалите черепные закрылки с помощью щипцов. Убедитесь, что весь мозг подвергается и тщательно анализировать его с помощью шпателя, уделяя особое внимание, чтобы не повредить ткани. Рассечение должно быть сделано осторожно, но в то же время очень быстро (менее чем за минуту, если это возможно). Рак шейки дислокации является нашим предпочтительным способом, потому что терминал анестезия с препараты / газовых анестетиков может влиять на миграционные свойства нейробластах и ​​здорового состояния срез культуры мозга, которые должны быть отображены относительно быстро следующих жертвоприношения животных.
  3. Hemisect мозг с Razили лезвие (рис. 2). Откажитесь неинъецированных полушарие или использовать для других экспериментов.
  4. Поместите небольшой кусочек ленты на держателе Vibratome и использовать минимальное необходимое количество клея, чтобы прикрепить полушарие мозга поверх него (рис. 2). Это предотвращает повреждение поверхности держателя из-за повторных применений клей.
  5. Пусть клей сухой в течение нескольких секунд.
  6. Поместите держатель в лоток Vibratome наполненной предварительно охлажденному раствору рассечение. Направьте обонятельной луковицы к лопасти (рис. 2).
  7. Начните резки полушарие мозга с помощью соответствующих настроек. Следующие параметры рекомендуются: толщина среза 300 мкм, скорость ~ 3-5; частота ~ 9. Высокая частота и низкая скорость рекомендуется для предотвращения повреждения среза.
  8. Соберите кусочки, используя маленькую кисть или мягкую прививки петлю. Только держите ломтики с видимым OB (обычно 2-3 ломтика / мозга). Как правило, ломтик, содержащий большую часть СУР чан быть найдены в ~ 300 мкм от поверхности дна.
  9. Проверьте ломтики под стандартным флуоресцентным микроскопом для GFP сигнала (и обязательно перевернуть их, чтобы проверить флуоресценции с обеих сторон), и выбрать те, показывающие яркий флуоресценции вдоль большей части СУР.

2.3. Культивирование Мозг Ломтики

  1. В капот культуре клеток, срежьте наиболее хвостовой треть мозга срез и удалить любые клеевые следы, используя тонкие прямые пинцетом или с микродиссекции скальпель.
  2. Деликатно аспирации кусочек с помощью пластиковой пипетки Пастера (отрезать кончик пипетки, чтобы создать больший открытие, это позволит избежать повреждения ломтик) и поместите его на центре нагретого Millicell вставки.
  3. Убедитесь, что сторона с самого яркого флуоресцентного сигнала находится в контакте с Millicell вставить (для работы с изображениями с помощью инвертированного микроскопа).
  4. Удалите излишки рассечение решение на верхней части вставки с помощью пипетки.
  5. Оставьте срез культуры впоселиться в 37 ° C / 5% СО 2 инкубатора, по крайней мере в течение 1 часа до визуализации.

3. Покадровый Визуализация из нейробласта миграции

  1. По крайней мере, 2 часа до визуализации, включите конфокальной спиннинг диска системы Перкин Элмер UltraViewVoX, перевернутой Nikon Ti-E микроскопом, Хамамацу C10600-10B (ORCA-R2), охлажденному цифровую камеру CCD, и системы отопления (Solent научного), установленной на постоянное температура 37 ° С
  2. Откройте модуль сбора Volocity программного обеспечения и нажмите на кнопку «ВИЗ» и выберите лазер (ы) для работы с изображениями.
  3. В 2 ч. мозга подготовки ломтик положите стеклянным дном блюдо, содержащий кусочек мозга в камере изображений на столике микроскопа.
  4. Используйте цель Nikon CFI Супер План Fluor ELWD 20X/0.45 в рамках соответствующего флуоресцентного света, чтобы выбрать и сосредоточиться площадь среза, которые будут в образ (например, первого нисходящей части СУР просто после инъекции, или ELBOж области СУР, или сразу после локтя до нейробласты введите OB).
  5. Настройте покадровой обработки изображений со следующими действиями:
    1. На микроскопом, нажмите на кнопку L100, чтобы лазерное сканирование образца.
    2. В Volocity откройте UltraView Лазерная Changer, выбрав соответствующую лазера (например нм лазерный 488 для GFP).
    3. Установка времени экспозиции (как правило, между 100-500 мс) и интенсивности лазерного (обычно 20-30%) в зависимости от интенсивности флуоресцентного сигнала.
    4. Отрегулируйте изображения цифрового усиления, чтобы улучшить визуализацию клеток.
    5. Выберите интервал Z-Stack имиджу внутри мозга срез (обычно более 100-120 интервал мкм). Выберите интервал с подходящим количеством изолированных клеток, чтобы избежать возможных перекрывает как можно больше (это облегчит последующий анализ отслеживания).
    6. Выбор интервала между каждой Z-Stack изображения (обычно 2-4 мкм).
    7. Выберите часовой Interval между каждым захватом Z-Stack (например, 3 мин) и общей продолжительности обработки изображений (например, 3 часа).
    8. Нажмите на иконку "Сохранить", чтобы сохранить изменения в параметрах визуализации.
    9. Нажмите кнопку записи, чтобы начать изображений.
  6. Альтернативные визуализации контроля и экспериментальных образцов (например, транспортного средства / лечения наркозависимости или различных электропорации плазмид) на протяжении того же дня.

4. Анализируя нейробласта миграции

  1. В модуле Volocity количественного определения, открыть нужный библиотеку, созданную после завершения эксперимента покадровой. Выберите "Расширенный фокус" в верхнем левом окне (рис. 4а, на стадии 1).
  2. Перейдите на вкладку «измерений», чтобы открыть окно измерений (рис. 4А, шаг 2).
  3. Список задач отображается в левом нижнем углу экрана. Перетащите "Трек" (в настоящее время в рамках программы "Разное" заголовок в нижней частисписок) на вышеуказанном пространстве. Это подскажет открытии нового окна под названием "Трек" в верхнем левом части экрана (рис. 4А, шаг 3).
  4. Выберите "точки" на вкладке "Вход" в окне Track (рис. 4А, стадия 4).
  5. Нажмите на инструмент точка (рисунок 4А, шаг 5).
  6. Начните отслеживать мигрирующих нейробласта щелчком мыши на центральной площади тела клетки и держать не отслеживания перемещения клеток до последнего времени точки покадровой достигается (например, точки номер 61 в течение 3 часов на протяжении фильма а) .
  7. Для получения данных выберите "Сделать измерения товар" из измерений меню (Рисунок 4B, шаги 6-7). Появится окно в центре экрана.
  8. В этом окне выберите "новое измерение пункт под названием:" и введите имя (рис. 4С, этап 8). Не забудьте выбрать опцию "Все моменты времени" перед пр.эссинга ОК (рис. 4С, шаг 9). Файл пункт измерения появится под файле покадровой и будет содержать параметры для количественного анализа (например, миграция расстояния, скорости, перемещения и скорости перемещения).
  9. Дважды щелкните по файлу пункт измерения, чтобы открыть его в окне (рис. 4D, шаг 10).
  10. Для визуализации отдельные дорожки анализируемых клеток, выберите "регистрируются Point" от "Дисплей" вариантов (рис. 4D, шаг 11).
  11. Щелкните правой кнопкой мыши на файле измерения товара и экспортировать его в виде текстового файла, который затем может быть импортирован в программах, как Excel для анализа параметров миграции.
  12. Для измерения движения между последовательными кадрами и пауз, сделанных каждой ячейки в период съемок, при измерении файла Вещи на выбор от "Дисплей" вариантов "точка" или "населения" и нажмите на ID (каждый трек имеет уникальный идентификатор). Экспорт полученный файл по приступитьING как описано в шаге 4.10.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Маркировка СВЗ-производных перелетных нейробластах можно наблюдать вдоль RMS, как правило, 4-8 дней после успешного электропорации (рис. 1В). Более длинные временные точки также могут быть выбраны, но меньше клетки можно будет найти в СУР, так как большинство из них будет ввели OB. Нейробластов начать приобретение типичную морфологию и функции зрелых зернистых клеток в OB около 2-3 недель после электропорации (не показан). После культивирования в течение ~ 1 часа, ломтики мозга от электропорации щенков ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Эффективное миграция нервных клеток-предшественников вдоль RMS обеспечивает их последующее созревание в функциональные нейроны 10. Видные потоки нервных клеток-предшественников, направленные на ОВ могут видеть в человеческой младенчестве и, вероятно, играют важную роль в раннем послеродовом развития человеческого мозга 27. Более того, эти клетки способны целевой сайты мозга, пострадавших от травм и нейродегенерацию 4,28. Будучи в состоянии контролировать в реальном времени эффект генных ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего раскрывать.

Благодарности

МС и YZ поддерживаются KCL и KCL-китайских аспирантов studentships. МО финансировалось за счет биотехнологии и биологических наук Исследовательского Совета PhD студенчества. Мы благодарим Масару Okabe и Дзюнъити Миядзаки для плазмиды PCX-EGFP и Алена Chedotal и Athena Ипсиланти за ценные советы по электропорации.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
MillicellMilliporePICM0RG50
35 мм Чашка для культуры со стеклянным дномMatTekP35G-0-14-C
Сбалансированная средаГея SigmaG9779-500ML
Глюкоза, 45%SigmaG8769-100ML
HEPESSigmaH3375-25G
Pen/ StrepGIBCO15140-122
FCSGIBCO10109-163
B27 добавкаInvitrogen Life Technologies17504044
L-GlutamineInvitrogen Life Technologies25030-081
DMEM (фенол не содержит красного)GIBCO31053-028
Fast GreenSigmaF7252-5G
Стеклянные капилляры для инъекцийГарвардский аппарат30-0057
Аспираторная трубкаSigmaA5177
Саттер P-97 Капиллярный пуллерСаттер ИнструментP-97
ECM830 Квадратно-волновой электропораторГарвардский аппарат45-0052
Платиновые твицертроды 7 ммГарвардский аппарат45-0488
Ножной переключатель Модель 1250FГарвардский аппарат45-0211
Гель для электродовCefar Compex6602048
ИзофлуранMerialAP/DRUGS/220/96
ВибратомLeicaVT1000S
КлейRoti collRoti coll 1
UltraViEW VoX система вращающихся дисковPerkin ElmerИндивидуальная настройка (можно использовать несколько лазерных источников) оснащен Hamamatsu ORCA R2 C10600-10B ПЗС-камерой
Программное обеспечение VolocityPerkin ElmerМодули сбора, количественной оценки, визуализации
Экологическая камера для микроскопииSolent ScientificИндивидуальный
Ti-E инвертированный микроскопNikonОбъектив CFI Super Plan Fluor ELWD 20X/0.45 NA рекомендуется для применения, описанного в этом документе
.

Ссылки

  1. Ming, G. L., Song, H. Adult neurogenesis in the mammalian brain: significant answers and significant questions. Neuron. 70, 687-702 (2011).
  2. Deng, W., Aimone, J. B., Gage, F. H. New neurons and new memories: how does adult hippocampal neurogenesis affect learning and. 11, 339-350 (2010).
  3. Lazarini, F., Lledo, P. M. Is adult neurogenesis essential for olfaction? Trends Neurosci. 34, 20-30 (2011).
  4. Arvidsson, A., Collin, T., Kirik, D., Kokaia, Z., Lindvall, O. Neuronal replacement from endogenous precursors in the adult brain after stroke. Nat. Med. 8, 963-970 (2002).
  5. Emsley, J. G., Hagg, T. alpha6beta1 integrin directs migration of neuronal precursors in adult mouse forebrain. Exp. Neurol. 183, 273-285 (2003).
  6. Sundholm-Peters, N. L., Yang, H. K., Goings, G. E., Walker, A. S., Szele, F. G. Subventricular zone neuroblasts emigrate toward cortical lesions. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 64, 1089-1100 (2005).
  7. Doetsch, F., Alvarez-Buylla, A. Network of tangential pathways for neuronal migration in adult mammalian brain. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 93, 14895-14900 (1996).
  8. Ming, G. L., Song, H. Adult neurogenesis in the mammalian central nervous system. Annu. Rev. Neurosci. 28, 223-250 (2005).
  9. Pathania, M., Yan, L. D., Bordey, A. A symphony of signals conducts early and late stages of adult neurogenesis. Neuropharmacology. 58, 865-876 (2010).
  10. Belvindrah, R., Nissant, A., Lledo, P. M. Abnormal neuronal migration changes the fate of developing neurons in the postnatal olfactory bulb. J. Neurosci. 31, 7551-7562 (2011).
  11. Gotts, J. E., Chesselet, M. F. Mechanisms of subventricular zone expansion after focal cortical ischemic injury. J. Comp. Neurol. 488, 201-214 (2005).
  12. Goings, G. E., Sahni, V., Szele, F. G. Migration patterns of subventricular zone cells in adult mice change after cerebral cortex injury. Brain Res. 996, 213-226 (2004).
  13. Romanko, M. J., et al. Roles of the mammalian subventricular zone in cell replacement after brain injury. Prog. Neurobiol. 74, 77-99 (2004).
  14. Saito, T. In vivo electroporation in the embryonic mouse central nervous system. Nat. Protoc. 1, 1552-1558 (2006).
  15. Boutin, C., Diestel, S., Desoeuvre, A., Tiveron, M. C., Cremer, H. Efficient in vivo electroporation of the postnatal rodent forebrain. PloS One. 3, e1883(2008).
  16. Barnabe-Heider, F., et al. Genetic manipulation of adult mouse neurogenic niches by in vivo electroporation. Nat. Methods. 5, 189-196 (2008).
  17. Platel, J. C., et al. NMDA receptors activated by subventricular zone astrocytic glutamate are critical for neuroblast survival prior to entering a synaptic network. Neuron. 65, 859-872 (2010).
  18. Pathania, M., et al. miR-132 enhances dendritic morphogenesis, spine density, synaptic integration, and survival of newborn olfactory bulb neurons. PloS One. 7, e38174(2012).
  19. dal Maschio, M., M,, et al. High-performance and site-directed in utero electroporation by a triple-electrode probe. Nat. Commun. 3, 960(2012).
  20. Oudin, M. J., et al. Endocannabinoids regulate the migration of subventricular zone-derived neuroblasts in the postnatal brain. J. Neurosci. 31, 4000-4011 (2011).
  21. Lacar, B., Young, S. Z., Platel, J. C., Bordey, A. Imaging and recording subventricular zone progenitor cells in live tissue of postnatal mice. Front. Neurosci. 4, (2010).
  22. Feliciano, D. M., Lafourcade, C. A., Bordey, A. Neonatal subventricular zone electroporation. J. Vis. Exp. (72), e50197(2013).
  23. Nam, S. C., et al. Dynamic features of postnatal subventricular zone cell motility: a two-photon time-lapse study. J. Comp. Neurol. 505, 190-208 (2007).
  24. James, R., Kim, Y., Hockberger, P. E., Szele, F. G. Subventricular zone cell migration: lessons from quantitative two-photon microscopy. Front. Neurosci. 5, 30(2011).
  25. Fernandez, M. E., Croce, S., Boutin, C., Cremer, H., Raineteau, O. Targeted electroporation of defined lateral ventricular walls: a novel and rapid method to study fate specification during postnatal forebrain neurogenesis. Neural Dev. 6, 13(2011).
  26. Saha, B., Ypsilanti, A. R., Boutin, C., Cremer, H., Chedotal, A. Plexin-b2 regulates the proliferation and migration of neuroblasts in the postnatal and adult subventricular zone. J. Neurosci. 32, 16892-16905 (2012).
  27. Sanai, N., et al. Corridors of migrating neurons in the human brain and their decline during infancy. Nature. 478, 382-386 (2011).
  28. Tattersfield, A. S., et al. Neurogenesis in the striatum of the quinolinic acid lesion model of Huntington's disease. Neuroscience. 127, 319-332 (2004).
  29. Niwa, H., Yamamura, K., Miyazaki, J. Efficient selection for high-expression transfectants with a novel eukaryotic vector. Gene. 108, 193-199 (1991).
  30. Lledo, P. M., Alonso, M., Grubb, M. S. Adult neurogenesis and functional plasticity in neuronal circuits. Nat. Rev. Neurosci. 7, 179-193 (2006).
  31. Khlghatyan, J., Saghatelyan, A. Time-lapse imaging of neuroblast migration in acute slices of the adult mouse forebrain. J. Vis. Exp. (67), e4061(2012).
  32. Snapyan, M., et al. Vasculature guides migrating neuronal precursors in the adult mammalian forebrain via brain-derived neurotrophic factor signaling. J. Neurosci. 29, 4172-4188 (2009).
  33. Platel, J. C., Heintz, T., Young, S., Gordon, V., Bordey, A. Tonic activation of GLUK5 kainate receptors decreases neuroblast migration in whole-mounts of the subventricular zone. J. Physiol. 586, 3783-3793 (2008).
  34. Schaar, B. T., McConnell, S. K. Cytoskeletal coordination during neuronal migration. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102, 13652-13657 (2005).
  35. Valiente, M., Marin, O. Neuronal migration mechanisms in development and disease. Curr.Opin. Neurobiol. 20, 68-78 (2010).
  36. Comte, I., et al. Galectin-3 maintains cell motility from the subventricular zone to the olfactory bulb. J. Cell Sci. 124, 2438-2447 (2011).
  37. Sonego, M., et al. Fascin regulates the migration of subventricular zone-derived neuroblasts in the postnatal brain. J. Neurosci. 33, 12171-12185 (2013).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

in vivoGFP
В естественных послеродовой электропорации и Покадровый Визуализация из нейробласта миграции в Mouse острой мозга Ломтики
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.