Методическая статья

Количественный анализ и характеристика атеросклеротических поражений в синусе аорты мышиной

DOI:

10.3791/50933

⸱

7 декабря 2013 г.

 ,  ,  ,  , 
1Department of Biochemistry and Biomedical Sciences, McMaster University, 2Thrombosis and Atherosclerosis Research Institute, McMaster University

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы описываем процедуры количественной оценки и характеристики атеросклеротических поражений в мышиных моделях с использованием прецизионного сечения аортального синуса и восходящей аорты в сочетании с гистохимическим и иммуногистохимическим анализом.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Атеросклероз - это заболевание крупных артерий и основная причина инфаркта миокарда и инсульта. Было разработано несколько различных мышиных моделей, чтобы облегчить изучение молекулярной и клеточной патофизиологии этого заболевания. В этой рукописи мы описываем конкретные методы количественной оценки и характеристики атеросклеротических поражений в мышином аортальном синусе и восходящей аорте. Преимущество этой процедуры заключается в том, что она обеспечивает точное измерение площади поперечного сечения и общего объема поражения, что может быть использовано для сравнения атеросклеротического прогрессирования в различных группах лечения. Это возможно благодаря использованию створок клапана в качестве анатомического ориентира, а также тщательной регулировке угла секции. Мы также описываем основные методы окрашивания, которые могут быть использованы для начала характеристики атеросклеротического прогрессирования. Они могут быть дополнительно модифицированы для исследования антигенов, представляющих особый интерес для исследователя. Описанные методы в целом применимы к широкому спектру существующих и вновь созданных диетических и генетически индуцированных моделей атерогенеза.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

За последние два десятилетия разработка и использование моделей мышей, склонных к атеросклерозу, с помощью диетических и/или генетических манипуляций значительно расширили наше понимание молекулярных и клеточных механизмов, участвующих в развитии атеросклеротического поражения1-3. Большая часть наших знаний и понимания атерогенеза исходит из исследований, проведенных на мышах с дефицитом аполипопротеина (Apo)-E 4 мышей, у которых атеросклеротические поражения развиваются спонтанно и с дефицитом рецептора липопротеинов низкой плотности (LDLR)5 мыши, у которых атеросклероз вызван диетой. Важным преимуществом этих моделей является то, что они позволяют изучать относительно большое количество генетически определенных животных в контролируемых условиях питания и окружающей среды. Кроме того, прогрессирующие атеросклеротические поражения, которые развиваются у некоторых из этих линий мышей, по-видимому, очень похожи на те, которые наблюдаются у людей, содержащие заполненные липидами некротические ядра и фиброзные колпачки. Атеросклероз быстро развивается в этих мышиных моделях, что делает очень возможным изучение развития поражения, от жировой полосы до прогрессирующего бляшки, в течение нескольких недель. Кроме того, было показано, что известные факторы риска сердечно-сосудистых заболеваний у людей, включая диабет6, дислипидемию7, ожирение8, гипертонию9, сигаретный дым10 и сидячий образ жизни11, еще больше ускоряют развитие поражения.

В большинстве, если не во всех моделях мышей, склонных к атеросклерозу, развитие поражения может быть обнаружено в аортальном синусе. Время начала зависит от штамма мыши и диеты. По мере того, как поражения увеличиваются в размерах, они имеют тенденцию расти вверх по восходящей аорте. У мышей ApoE-/- и LDLR-/- последующее развитие поражения может быть обнаружено при бифуркациях аорты в дуге аорты, в нисходящей аорте и в других более крупных артериях12-14. Доктор Беверли Пейген и ее коллеги, в дополнение к разработке некоторых из самых ранних моделей атеросклероза, вызванного питанием, также создали анализ для количественной оценки атеросклеротических поражений в аортальном синусе, который стал стандартом измерения пораженийв мышиных моделях. С годами эта методика была усовершенствована и подробно описана16. Здесь мы представляем модифицированную версию «метода Пайгена» для количественной оценки и характеристики атеросклеротических поражений у мышей. Анализ серийных поперечных срезов аорты из определенной области сосуда и в определенной и фиксированной ориентации способствует точному сбору данных и позволяет точно выявлять вариации в развитии поражения в различных группах лечения. Представленные здесь методы основаны на предыдущих методах. В частности, мы описываем, как можно охарактеризовать поражение с точки зрения площади, объема, некротического и клеточного содержания путем изучения серийных срезов с использованием комбинации гистохимии и иммуногистохимии.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Совет по этике исследований животных Университета Макмастера предварительно одобрил все процедуры, описанные здесь.

1. Сбор сердца и аорты

  1. Обезболите мышь и осторожно откройте грудную полость, чтобы выявить сердце и проксимальный отдел аорты.
    1. Извлеките кровь из мыши путем прямой пунктуации правого желудочка сердца.
      Примечание: Кровь может быть сохранена и использована для анализа липидов плазмы и других факторов, передающихся через кровь.
  2. Усыпите мышь при вывихе шейки матки.
  3. Промойте сосудистую сеть 5 мл физраствора.
    Примечание: Это достигается путем гравитационной перфузии через игольчатый прокол в левый желудочек. Чтобы обеспечить дренаж, делается небольшой разрез в правом предсердии. После промывания сосудистой сети могут быть собраны образцы тканей печени, мышц и жировой ткани, заморожены в жидком азоте и сохранены при температуре -80 ºC для будущего анализа.
  4. Сосудистая сеть фиксируется путем гравитационной перфузии в левый желудочек с 10% нейтральным буферным формалином.
    Примечание: Как только перфузия началась, поток 10% нейтрального буферизованного формалина регулируется до медленной капли, так что процесс занимает 1-2 минуты. Органы и ткани, которые были зафиксированы с помощью перфузии, могут быть использованы для изучения экспрессии белка с помощью иммунофлуоресценции или гистохимии, но они, как правило, не могут быть использованы в качестве образцов для вестерн-блоттинга или для изучения экспрессии генов.
  5. Осторожно извлеките сердце и примерно 2 мм проксимального отдела аорты из туши. Другие ткани, включая нисходящую аорту, могут быть собраны и сохранены для последующего анализа.
    Примечание: Нисходящая аорта (до бифуркации подвздошной кости) также может быть использована для исследования атеросклероза.
  6. Сделайте поперечный разрез скальпелем на удаленном сердце таким образом, чтобы он был перпендикулярен восходящей аорте.
    Примечание: Это облегчается использованием препарирующего микроскопа и может быть эффективно сделано путем разрезания по прямой линии, соединяющей нижние кончики правого и левого предсердий (Рисунок 1).
  7. Храните апикальную (верхнюю) часть сердца в встраиваемой кассете и погружайте ее в нейтральный буферизованный формалин для обработки.

2. Подготовка аорты

  1. Поместите кассету с рассеченной тканью в тканевый процессор.
  2. Обработка образцов тканей.
    Примечание: Как правило, обработчики тканей запрограммированы на работу в ночное время из-за длительности операции и решений, задействованных в этом процессе. Образцы обрабатываются в соответствии с установленным протоколом:
    1. 10% нейтральный буферизованный формалин в течение 1 часа при 42 ºC.
    2. 10% нейтральный буферизованный формалин в течение 1 часа при 42 ºC.
    3. 70% этанол в течение 30 минут при 40 ºC.
    4. 85% этанол в течение 30 минут при 40 ºC.
    5. 100% этанол в течение 45 минут при 40 ºC.
    6. 100% этанол в течение 45 минут при 40 ºC.
    7. 100% этанол в течение 45 минут при 40 ºC.
    8. Ксилол в течение 1 часа при 40 ºC.
    9. Ксилол в течение 1 часа при 40 ºC.
    10. Ксилол в течение 1 часа при 40 ºC.
    11. Парафин в течение 45 минут при температуре 63 ºC.
    12. Парафин в течение 45 минут при температуре 63 ºC.
    13. Парафин в течение 45 минут при температуре 63 ºC.
    14. Парафин в течение 45 минут при температуре 63 ºC.
  3. Растопите парафин в течение ночи при температуре 62 ºC (Рисунки 1D-E). Оцените общее количество парафина, которое будет использовано, исходя из граммов парафина, необходимого для заполнения гистологической формы, и количества блоков, которые необходимо подготовить.
    Примечание: Глубокая гистологическая форма предпочтительнее неглубокой, потому что она обеспечивает более широкий потенциальный угол поворота при секционировании. Для одной глубокой гистологической формы требуется 11 г парафина.
  4. Поместите каждую обработанную ткань в глубокую гистологическую форму, а затем залейте расплавленным парафином, чтобы полностью заполнить форму (Рисунок 1F). Накройте форму пластиковой кассетой с маркировкой (рисунок 1G).
  5. Охладите заполненную форму на льду или на холодной поверхности (Рисунок 1H), чтобы создать твердый блок и отделить блок от формы (Рисунки 1I-J).
    Примечание: Помещая рассеченное сердце в форму, убедитесь, что внутренняя поверхность сердца соприкасается с основанием формы, а затем приступайте к заполнению блока расплавленным парафином. Пластиковая кассета с этикеткой накрывает форму до того, как она затвердеет, чтобы обеспечить основу для работы с блоком. После охлаждения форма удаляется, и парафиновые блоки можно хранить неограниченное время при комнатной температуре.

3. Секция аорты

  1. Расположите блок с сердцем в держателе микротома так, чтобы его можно было разрезать изнутри по направлению к верхней части сердца (Рисунок 2)
  2. Отрегулируйте микрофолиант так, чтобы разрез участка толщиной 10 мкм и приступайте к разрезу сердца.
  3. Соберите срезы на предметном стекле и рассмотрите под световым микроскопом, чтобы определить положение и ориентацию.
  4. Когда 1 или 2 клапана аортального синуса становятся очевидными, при необходимости отрегулируйте угол блокады (рис. 3А).
    Примечание: Пазуха должна выглядеть в виде трех двуствольных оснований клапанов с прикрепленными створками. Если наблюдается только одна или две створки клапана, то угол реза следует отрегулировать соответствующим образом.
  5. Отрегулируйте микротом так, чтобы он резал на 4-5 мкм и соберите срезы на стеклянных предметных стеклах с покрытием.
    Примечание: Несмотря на то, что процедура может быть разнообразной, рекомендуется систематический подход, при котором первые 10 участков, от аортального синуса, продвигающегося вверх по восходящей аорте, собираются на верхней части стеклянных слайдов с маркировкой (слайды с маркировкой 1-10). Последующие срезы собираются по той же схеме: #11-20, #21-30, #31-40 до тех пор, пока атеросклеротические поражения не исчезнут (рис. 3Б). Таким образом, атеросклеротические поражения могут быть исследованы и охарактеризованы в точных местах вдоль восходящей аорты. Например, на слайде 1 представлены разделы 1, 11, 21, 31, 41 и 51, представляющие атеросклеротические поражения от аортального синуса вверх по восходящей аорте. Дополнительные слайды, помеченные 11-20, могут быть включены, если поражение большое, для сбора большего количества дистальных участков по той же схеме.
  6. Продолжайте собирать срезы до тех пор, пока не исчезнет атеросклеротическое поражение.
    Примечание: Предметные стекла могут храниться при комнатной температуре в течение нескольких месяцев до дальнейшего анализа.

4. Окрашивание и количественная оценка атеросклеротических поражений

Атеросклеротические поражения могут быть проанализированы различными способами с использованием различных методов. Самый основной анализ включает в себя определение площади поперечного сечения поражения. Для точного сравнения площади поражения важно, чтобы начальная точка для измерения поражения была одинаковой от образца к образцу. Этому способствует использование створок клапана для ориентации. Чтобы облегчить точную идентификацию и количественную оценку площади поражения, выбранные срезы окрашивают гематоксилином и эозином. Это включает в себя погружение предметных стекол в серию растворов на определенное время, что приведет к депарафинизации/окрашиванию ткани.

Протокол для окрашивания гематоксилином и эозином:

  1. Поместите слайды в сушилку на 8 минут, затем депарафинизируйте срезы, промыв 4× в ксилоле, в течение 3 минут за промывку.
  2. Вымойте предметные стекла в 100% этаноле 3× по 3 минуты каждая.
  3. Промыть 3× в 70% этаноле в течение 3 минут, а затем 2× в 50% этаноле в течение 3 минут.
  4. Промойте дистиллированной водой, а затем погрузите в гематоксилин Майера на 15 минут.
  5. Промыть в проточной воде из-под крана в течение 5 минут, затем промыть в дистиллированной воде в течение 5 минут.
  6. Погрузить в Eosin Y на 1-5 минут.
  7. Промыть в дистиллированной воде 3× по 5 минут, промыть в 50% этаноле 2× по 2 минуты, затем 70% этаноле 3× по 2 минуты.
  8. Стирать в 100% этаноле 3× по 2 минуты, затем стирать в ксилоле 4× по 2 минуты.
  9. Монтируйте секции с помощью монтажного носителя на основе ксилола и делайте снимки с помощью цифровой камеры, установленной на световом микроскопе.
  10. Определите и количественно оцените площадь поражения с помощью программного обеспечения для визуализации.
    Примечание: Площадь поражения может быть определена на определенном расстоянии от аортального синуса с интервалом 40-50 мкм (в зависимости от толщины каждого участка). График зависимости этих измерений площади от расстояния дает профиль атеросклеротического поражения (Рисунок 4). Площадь под кривой представляет собой оценку общего объема атеросклеротического поражения. Дополнительная характеристика поражения может включать определение некротической области. Некротическое ядро (nc) запущенного поражения образовано апоптотическими пенистыми клетками. С практикой это можно определить путем исследования бесклеточных областей окрашенных гематоксилином и эозином срезов (рис. 4А). Ранние поражения, как правило, имеют очень небольшой некроз, в то время как более поздние поражения имеют увеличенные некротические участки, которые могут способствовать нестабильности бляшки. Серийные срезы одной и той же аорты должны быть исследованы для подтверждения наличия некротизированной области.

5. Дальнейшая характеристика атеросклеротического поражения

Конкретные детали относительно стадии развития атеросклеротического могут быть определены путем окрашивания антителами, направленными против определенных типов клеток или маркеров. Иммуногистохимия на парафиновых срезах является стандартным методом, который используется для идентификации конкретных типов клеток или маркеров в контексте окружающей неокрашенной ткани. Обнаружение антигенов обычно достигается с помощью субстрата пероксидазы хрена.

Иммунофлуоресцентное окрашивание включает в себя использование флуорофор-конъюгированных антител и требует флуоресцентного микроскопа и соответствующих фильтров для обнаружения. Этот метод позволяет одновременно окрашивать два (или более) антигена.

Общий протокол иммуногистохимического окрашивания:

  1. Поместите горки в сушилку на 8 минут.
  2. Депарафинизируйте секции в 4 изменениях ксилола, 3 минуты each.
  3. Постирайте в 100% этаноле 3× по 3 минуты каждый, чтобы удалить ксилол.
  4. Постирайте 3× в 70% этаноле в течение 3 минут, затем 2× в 50% этаноле в течение 3 минут.
  5. Промыть в дистиллированной воде по 5 минут, затем промыть по 3× в PBS по 5 минут.
  6. Выполните забор антигена. Это может быть достигнуто с помощью метода извлечения эпитопов, индуцированных нагреванием (HIER) в микроволновой скороварке и растворе для извлечения антигена (10 мМ цитратный буфер, pH 6,0).
    Примечание: Процесс фиксации формалина может маскировать интересующие антигены. По нашему опыту, HIER значительно улучшает работу одних антител, но не требуется для других. Кроме того, существуют и другие доступные альтернативы методу забора антигена HIER.
  7. Когда скороварка остынет, поместите предметные стекла в PBS на 15 минут.
  8. Инкубируйте срезы в нормальной сыворотке (того же вида, из которого было получено вторичное антитело) в течение 30 мин. НЕ СМЫВАЙТЕ ПРЕДМЕТНЫЕ СТЕКЛА - СЛЕЙТЕ СЫВОРОТКУ.
  9. Инкубировать с первичными антителами, разведенными в обычной блокирующей сыворотке, в течение 2 ч при комнатной температуре или в течение ночи при 4 °C.
  10. Вымыть с PBS 3× по 5 минут.
  11. Инкубируйте срезы с биотинилированным вторичным антителом, разведенным в PBS в течение 1 часа при комнатной температуре.
  12. Инкубировать предметные стекла с пероксидазой хрена стрептавидином в течение 30 минут, затем промыть PBS 3× по 5 минут.
  13. Хромогенная реакция - инкубировать предметные стекла в свежем DAB (3,3'-диаминобензидине) в течение 5-30 мин. За этой реакцией следует следить с помощью микроскопа. Остановите реакцию, промыв предметные стекла в водопроводной воде.
  14. Встречное пятно гематоксилином в течение 1 мин. Промыть водопроводной водой в течение 5 мин, затем постирать в дистиллированной воде 3× по 5 мин.
  15. Повторите шаги 4.7-4.9 для монтажа направляющих.

6. Общий протокол иммунофлуоресцентного окрашивания

Аналогичный протокол, с незначительными изменениями, может быть использован для иммунофлуоресцентного окрашивания.

  1. Поместите предметные стекла в сушилку на 8 минут, затем депарафинизируйте срезы в 4 сменах ксилола по 3 минуты каждая.
  2. Постирайте в 100% этаноле 3× по 3 минуты каждый, чтобы удалить ксилол.
  3. Постирайте 3× в 70% этаноле в течение 3 минут, затем 2× в 50% этаноле в течение 3 минут.
  4. Промыть в дистиллированной воде по 5 минут, затем постирать в PBS 3× по 5 минут.
  5. Выполните забор антигена. Это может быть достигнуто с помощью метода извлечения эпитопов, индуцированных нагреванием (HIER) в микроволновой скороварке и растворе для извлечения антигена (10 мМ цитратный буфер, pH 6,0).
    Примечание: Процесс фиксации формалина может маскировать интересующие антигены. По нашему опыту, HIER значительно улучшает работу одних антител, но не требуется для других. Кроме того, существуют и другие доступные альтернативы методу забора антигена HIER.
  6. Когда скороварка остынет, поместите предметные стекла в PBS на 15 минут.
  7. Инкубируйте срезы в нормальной сыворотке (того же вида, из которого было получено вторичное антитело) в течение 30 мин. НЕ СМЫВАЙТЕ ПРЕДМЕТНЫЕ СТЕКЛА - СЛЕЙТЕ СЫВОРОТКУ.
  8. Инкубировать с первичными антителами, разведенными в обычной блокирующей сыворотке, в течение 2 ч при комнатной температуре или в течение ночи при 4 °C.
  9. Вымыть с PBS 3× по 5 минут.
  10. Добавьте вторичное фторофор-конъюгированное антитело, которое разведено в нормальной блокирующей сыворотке (или PBS). Выдерживать в течение 1,5 ч при комнатной температуре.
  11. Вымыть с PBS 3× по 5 минут.
  12. Противоотморочьте пятно DAPI.
  13. Стирать в PBS 3× по 5 минут.
  14. Нанесите защитное стекло с помощью монтажного материала, препятствующего выцветанию.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

 Мышам LDLR-/- в возрасте пяти недель в течение десяти недель скармливали стандартный рацион или рацион с высоким содержанием жиров. Мышей подвергали эвтаназии и перфузии формалином, как описано выше. Были подготовлены поперечные срезы синуса аорты, которые затем окрашивали гематоксилином и эозином для определения площади и объема поражения (Рисунок 4). При кормлении мышей стандартным кормом развитие атеросклероза крайне ограничено и может быть незаметно в возрасте 15 недель. Рацион с высоким содерж...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Атеросклероз – это сложное хроническое заболевание крупных мышечных артерий, которое является основной причиной инфаркта миокарда и инсульта. Прогрессирование заболевания включает в себя взаимодействие многих различных типов клеток в стенке артерии с циркулирующими клетками крови, частицами липопротеинов и другими факторами, передающимися через кровь, которые мы только начинаем понимать. Большая часть наших современных знаний о развитии и прогрессировании атеросклероза получена в результате исследований, проведенных в сп...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это исследование было профинансировано за счет гранта от Канадского института медицинских наук и Канадской диабетической ассоциации. DEV поддерживается стипендией Comisión Nacional de Investigación Científica y Tecnológica (CONICYT, Чили).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
мышей с дефицитом ЛПНП ( D2.129S7(B6)-Ldlrtm1Her/J)Запас Лаборатории Джексона#002207
ФормалинSigma-AldrichHT5011
Гистологические формыTed Pella Inc27195
Парафиновыйпарамат19286-10
Покрытые предметные стеклаFisher12-550-15
Контейнеры для растворителейTissue Tek II4457
МикротомLeicaRM22S5
Водяная баняVWR80086-982
МикроскопOlympusBX41TF
КамераOlympusDP72
ImageJNIHwww.rsbweb.nih.gov/ij/
процессорSakuraFinetek VIP6-A1
ПроцессорVWR18000-134
Preassure ПлитаNordic Ware
CoverslipFisher12-545-M
PBS Sigma-AldrichP3813
Лезвие микротомаThermo Scientific30-518-35
Антивыцветающая монтажная средаSigma-AldrichF-4680
Ксилол монтаж Средний Sigma-Aldrich44581
Aquous монтажная средаSigma-AldrichI1161
Mac-3 anbodyBD Pharmingen553322
DAPISigma-AldrichD9542
F4/80 антителоAbcamAb6640
Альфа-актин антителоSanta Cruz BiotechnologySC-32251
Mayer’ s гематоксилинсигма-олдриче4382
эозин исигма-олдричMHS16
DAB (3,3'-диаминобензидин)DakoK3468

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Zadelaar, S., Kleemann, R., et al. Mouse models for atherosclerosis and pharmaceutical modifiers. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 27 (8), 1706-1721 (2007).
  2. Daugherty, A., Rateri, D. L. Development of experimental designs for atherosclerosis studies in mice. Methods. 36, 129-138 (2005).
  3. Getz, G. S., Reardon, C. A. Diet and murine atherosclerosis. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 26 (2), 242-249 (2006).
  4. Zhang, S. H., Reddick, R. L., et al. Spontaneous hypercholesterolemia and arterial lesions in mice lacking apolipoprotein E. Science. 258 (5081), 468-471 (1992).
  5. Ishibashi, S., Goldstein, J. L., et al. Massive xanthomatosis and atherosclerosis in cholesterol-fed low density lipoprotein receptor-negative mice. J. Clin. Invest. 93 (5), 1885-1893 (1994).
  6. Kunjathoor, V. V., Wilson, D. L., LeBoeuf, R. C. Increased atherosclerosis in streptozotocin-induced diabetic mice. J. Clin. Invest. 97 (7), 1767-1773 (1996).
  7. Hartvigsen, K., Binder, C. J., et al. A diet-induced hypercholesterolemic murine model to study atherogenesis without obesity and metabolic syndrome. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 27 (4), 878-885 (2007).
  8. King, V. L., Hatch, N. W., et al. A murine model of obesity with accelerated atherosclerosis. Obesity. 18 (1), 35-41 (2004).
  9. Taylor Weiss, D. &, R, W. Deoxycorticosterone acetate salt hypertension in apolipoprotein E-/- mice results in accelerated atherosclerosis: the role of angiotensin II. Hypertension. 51 (2), 218-224 (2008).
  10. Gairola, C. G., Drawdy, M. L., et al. Sidestream cigarette smoke accelerates atherogenesis in apolipoprotein E-/- mice. Atherosclerosis. 156 (1), 49-55 (2001).
  11. Pynn, M., Schäfer, K., et al. Exercise training reduces neointimal growth and stabilizes vascular lesions developing after injury in apolipoprotein e-deficient mice. Circulation. 109 (3), 386-392 (2004).
  12. Nakashima, Y., Plump, A. S., et al. ApoE-deficient mice develop lesions of all phases of atherosclerosis throughout the arterial tree. Arterioscler. Thromb. 14 (1), 133-140 (1994).
  13. Reddick, R. L., Zhang, S. H., Maeda, N. Atherosclerosis in mice lacking apo E. Evaluation of lesional development and progression. Arterioscler. Thromb. 14 (1), 141-147 (1994).
  14. Tangirala, R. K., Rubin, E. M., Palinski, W. Quantitation of atherosclerosis in murine models: correlation between lesions in the aortic origin and in the entire aorta, and differences in the extent of lesions between sexes in LDL receptor-deficient and apolipoprotein E-deficient mice. J. Lipid Res. 36 (11), 2320-2328 (1995).
  15. Paigen, B., Morrow, A., et al. Quantitative assessment of atherosclerotic lesions in mice. Atherosclerosis. 68 (3), 231-240 (1987).
  16. Baglione, J., Smith, J. D. Quantitative Assay for Mouse Atherosclerosis in the Aortic Root. Methods in Molecular Medicine. 129, (2006).
  17. Lee, T. Y., Muschal, S., et al. Angiostatin regulates the expression of antiangiogenic and proapoptotic pathways via targeted inhibition of mitochondrial proteins. Blood. 114 (9), 1987-1998 (2009).
  18. Ballon, G., Chen, K., et al. Kaposi sarcoma herpesvirus (KSHV) vFLIP oncoprotein induces B cell transdifferentiation and tumorigenesis in mice. J. Clin. Invest. 121 (3), 1141-1153 (2011).
  19. Khallou-Laschet, J., Varthaman, A., et al. Macrophage plasticity in experimental atherosclerosis. PLoS One. 5 (1), e8852(2010).
  20. Rotzius, P., Thams, S., et al. Distinct infiltration of neutrophils in lesion shoulders in ApoE-/- mice. Am. J. Pathol. 177 (1), 493-500 (2010).
  21. Kanellakis, P., Agrotis, A., et al. High-mobility group box protein 1 neutralization reduces development of diet-induced atherosclerosis in apolipoprotein e-deficient mice. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 31 (2), 313-319 (2011).
  22. Schwartz, C. J., Mitchell, J. R. Observations on localization of arterial plaques. Circ. Res. 11, 63-73 (1962).
  23. Won, D., Zhu, S. N., Chen, M., et al. Relative reduction of endothelial nitric-oxide synthase expression and transcription in atherosclerosis-prone regions of the mouse aorta and in an in vitro model of disturbed flow. Am. J. Pathol. 171 (5), 1691-1704 (2007).
  24. Rosenfeld, M. E., Polinsky, P., et al. Advanced atherosclerotic lesions in the innominate artery of the ApoE knockout mouse. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 20 (12), 2587-2592 (2000).
  25. McAteer, M. A., Schneider, J. E., et al. Quantification and 3Dreconstruction of atherosclerotic plaque components in apolipoprotein E knockout mice using ex vivo high-resolution MRI. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 24 (12), 2384-2390 (2004).
  26. Martinez, H. G., Prajapati, S. I., et al. Images in cardiovascular medicine: Microscopiccomputedtomography-based virtual histology for visualization and morphometry of atherosclerosis in diabetic apolipoprotein e mutant mice. Circulation. 120 (9), 821-822 (2009).
  27. Kirkby, N. S., Low, L., et al. Quantitative 3-dimensional imaging of murine neointimal and atherosclerotic lesions by optical projection tomography. PLoS One. 6 (2), e16906(2011).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

LDLR

Похожие статьи