Методическая статья

Методы содействия росту микроорганизмов в потоках отходов целлюлозного завода и характеристика потенциала биодеградации культивируемых микробов

DOI:

10.3791/51373

⸱

12 декабря 2013 г.

 ,  ,  , 
1Department of Plant and Microbial Biology, North Carolina State University, 2Department of Forest Biomaterials, North Carolina State University

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Промышленные отходы могут быть собраны и модифицированы для анализа роста микроорганизмов. Методы экстракции лигноцеллюлозы содержат компоненты для анализа специфической способности к биоразложению. С помощью газовой хроматографии-масс-спектрометрии выявляются продукты брожения микроорганизмов, выращенных на отходах варки целлюлозы. Эти методы определяют метаболическую способность микроорганизмов разлагать отходы целлюлозы.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Крафт-процесс применяется к древесной щепе для отделения лигнина от полисахаридов в лигноцеллюлозе для производства целлюлозы, что позволит получить высококачественную бумагу. Черный щелок — это отходы целлюлозы, образующиеся в процессе крафт-обработки, которые обладают потенциалом для последующей биоконверсии. Тем не менее, неподатливая природа ресурсов лигноцеллюлозы, ее химических производных, которые составляют большую часть доступного органического углерода в черном щелоке, и ее основной pH создают проблемы для микробной биодеградации этого отхода. Методы сбора и модификации черного щелока для микробного роста направлены на утилизацию этих отходов целлюлозы для преобразования лигнина, органических кислот и побочных продуктов распада полисахаридов в ценные химические вещества. Представленные методы экстракции лигноцеллюлозы обеспечивают воспроизводимый метод получения субстратов роста лигноцеллюлозы для понимания метаболических возможностей культивируемых микроорганизмов. Использование газовой хромато-масс-спектрометрии позволяет идентифицировать и количественно оценить продукты ферментации, образующиеся в результате роста микроорганизмов на отходах варки целлюлозы. Эти методы при совместном использовании могут способствовать определению метаболической активности микроорганизмов, обладающих потенциалом для производства продуктов ферментации, которые обеспечат большую ценность для системы варки целлюлозы и сократят отходы сточных вод, тем самым увеличивая потенциальную прибыль от производства бумаги и предлагая дополнительные возможности использования черного щелока.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Варка древесины - это химически интенсивный процесс, который был оптимизирован в течение многих лет для создания системы с минимальными отходами. Тем не менее, некоторые результаты этого процесса могут быть использованы для производства продукта (продуктов) с более высокой добавленной стоимостью. Черный ликер — один из таких примеров. Он образуется в результате крафт-процесса, который является доминирующим химическим методом варки целлюлозы, на долю которого приходится 85% мирового производства лигнина1. В процессе крафт-производства (рис. 1) используются температура (160-200 °C), давление (120 фунтов на кв. дюйм изб.) и химические вещества, содержащиеся в белом щелоке (гидроксид натрия и сульфид натрия) для растворения лигнина в древесных волокнах2,3. Черный щелок содержит лигнин, органические кислоты и побочные продукты разложения полисахаридов4. Он сжигается для производства пара и рекуперации химических веществ в котле-утилизаторе, который обеспечивает тепловую энергию для последующих процессов производства бумаги и целлюлозы. Объем черного щелока, образующегося при варке целлюлозы, может превышать количество, которое может эффективно перерабатывать содорегенерационный котел. Утилизация черного щелока в качестве сточных вод негативно влияет на водную флору и фауну, поэтому не является вариантом. Применение микробных организмов, которые могли бы использовать черный щелок для роста, было бы полезным с точки зрения увеличения химического восстановления и производства продуктов с добавленной стоимостью, что улучшило бы общий анализ жизненного цикла системы варки целлюлозы. Химическая и биологическая конверсия мономеров, полученных из лигнина, привела к успешному получению ванилина и коричной кислоты для использования в качестве пищевых подсластителей и ароматических добавок, фенола, используемого для пластика и смол, и циклогексана, который может быть использован в качестве топлива.

Предыдущая работа по биоразложению этих отходов целлюлозы была сосредоточена на деполимеризации лигнина. Международный институт лигнина (ILI) сообщает, что ежегодно производится от 40 до 50 миллионов тонн лигнина (http://www.ili-lignin.com/aboutlignin.php). Только 1,5% этого лигнина используется в коммерческих промышленных процессах6. Подробно изучена деполимеризация лигнина ферментами лакказы и пероксидазы, полученными грибами белой гнили родов Phanerochaete и Trametes7. Также было показано, что почвенные бактерии, способные разлагать ароматические соединения, такие как Nocardia и Rhodococcus8, Pseudomonas putida mt-29 и Streptomyces viridosporus T7A10, также способны к разложению лигнина. Бактериальная деградация отходов целлюлозного производства является многообещающей, поскольку некоторые бактерии могут процветать в соленых и щелочных (pH 10-14) условиях, которые характеризуют стоки отходов целлюлозного производства11. В то время как лигнин является основным компонентом черного щелока, микроорганизмы также могут разлагать другие компоненты, входящие в состав черного щелока. Эти методы не только идентифицируют микроорганизмы, разрушающие лигнин, но и служат для идентификации микроорганизмов, которые могут быть нанесены непосредственно на отходы целлюлозного производства черного щелока вместо его дальнейшей переработки.

Черный настой был собран и модифицирован для роста микробов путем нейтрализации и фильтрации-стерилизации. Потребности в микробном росте были определены для микробного изолята окружающей среды с помощью экспериментов по выращиванию лигноцеллюлозных компонентов в минимальной среде, полученных по новому протоколу экстракции лигноцеллюлозы. Питательные среды были проанализированы методом газовой хромато-масс-спектрометрии (ГХ-МС) для определения продуктов метаболизма микробного изолята окружающей среды при выращивании на черном щелоке в качестве единственного источника углерода. Комбинация этих методов обеспечивает инструмент оценки для определения метаболической способности микроорганизма при выращивании на отходах целлюлозного завода, таких как черный щелок. Использование таких методов также позволяет понять ценность применения конкретных микроорганизмов в отходах целлюлозного завода для образования побочных продуктов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Сбор черного щелока и приготовление черного щелока для выращивания культур

  1. Соберите образец черного щелочного раствора из выпускного клапана, прикрепленного к крафт-варочному котлу, в стерильной стеклянной бутылке и дайте ему остыть до комнатной температуры><, прежде чем приступить к следующим шагам. нейтрализация
  2. Добавьте 100 мл образца черного ликера в стакан объемом 500 мл, оснащенный мешалкой.
  3. Поместите стакан на пластину для перемешивания и отрегулируйте скорость до средней.
  4. Медленно добавляйте капли ортофосфорной кислоты до тех пор, пока черный щелок не станет вязким (вязкость, аналогичная глицерину).
  5. Аликвотируйте весь раствор черного щелока, медленно разливая его в конические пробирки объемом 50 мл и центрифугируя при давлении 9 300 x g в течение 30 минут.
  6. Поместите надосадочную жидкость в стакан и измерьте pH с помощью тестовых лент pH. Гранулы осажденного лигнина могут быть выброшены и обработаны как неопасные твердые отходы.
  7. Продолжайте добавлять фосфорную кислоту и центрифугируйте раствор до тех пор, пока полоски pH не покажут нейтральный pH надосадочной жидкости.
    стерилизация
  8. Пропустите раствор через фильтр 0,22 мкм, чтобы удалить любые загрязняющие бактерии, и поместите отфильтрованный раствор в стерильный контейнер для хранения. Хранить при комнатной температуре.

2. Экстракция лигноцеллюлозы

Отделение углеводов

  1. Поместите 5 г проса, сосны или бермудской травы (измельченной до размера частиц 1 мм или меньше) в колбу Эрленмейера объемом 500 мл. Затем добавьте в колбу 200 мл дистиллированной или деионизированной воды, 7,5 г NaClO2, 2,5 мл ледяной уксусной кислоты и брусок для размешивания.
  2. Поместите колбу на масляную баню, расположенную на верхней части мешалки при температуре 80 °C, на 1 час. Отрегулируйте скорость перемешивающей пластины до средней.
  3. Добавьте в колбу дополнительно 7,5 г NaClO2 и 2,5 мл ледяной уксусной кислоты. Продолжайте помешивать при температуре 80 °C на масляной бане в течение 30 минут.
  4. Повторите предыдущий шаг 2 раза (Примечание: всего в колбу, содержащую лигноцеллюлозную биомассу, добавляется 30 г NaClO2 и 10 мл ледяной уксусной кислоты). Остудите раствор до комнатной температуры.
  5. Поместите лист фильтровальной бумаги в воронку Бюхнера. Поместите воронку на колбу с боковым рычагом и прикрепите ее к пылесосу.
  6. Медленно влейте раствор в воронку.
  7. Промойте твердый материал 3 раза 100 мл дистиллированной или деионизированной воды. Выбросьте фильтрат после промывки твердого материала.
  8. Оставьте 1 г твердого материала и положите его на чистый лист фильтровальной бумаги.
  9. Высушите этот твердый материал в течение ночи в духовке при температуре 50 °C. Вынув образец из духовки, поместите его во флакон для хранения с надписью «голоцеллюлоза».
  10. Добавьте оставшийся твердый материал в 250 мл 10% NaOH (v/v) в колбу Эрленмейера объемом 500 мл. Закупорьте колбу пробкой.
  11. Поместите раствор в инкубатор при температуре 70 °C на 1 час, встряхивая при 250 об/мин.
  12. Остудите раствор в течение 30 минут при комнатной температуре.
  13. Удалите твердый материал с помощью фильтровальной бумаги и воронки Бюхнера, прикрепленной к колбе с боковым рычагом.
  14. Переложите твердый материал на чистом листе фильтровальной бумаги в духовку при температуре 50 °C и дайте ему высохнуть в течение ночи.
  15. После того, как остатки высохнут, поместите их во флакон для хранения и пометьте как «целлюлоза».
  16. Перенесите фильтрат с шага 2.13 в колбу Эрленмейера объемом 500 мл и добавьте 30 мл уксусной кислоты и 250 мл изопропилового спирта. Закройте колбу крышкой и поставьте раствор на столешницу не менее чем на 8 часов при комнатной температуре.
  17. Перелейте весь раствор в конические пробирки объемом 50 мл и центрифугируйте раствор при давлении 9 300 x g в течение 30 мин. Осторожно измельчите раствор пипеткой из конической пробирки и выбросьте.
  18. Ресуспендируйте гранулу в 30 мл дистиллированной или деионизированной воды методом вортексирования.
  19. Повторите шаги 2.17-2.18 15 раз, чтобы тщательно промыть гранулу.
  20. Удалите надосадочную жидкость и сохраните гранулы для сублимационной сушки. После сублимационной сушки соберите образец и поместите его во флакон с надписью «гемицеллюлоза».
    Отделение лигнина
    Протокол разделения лигнина на основе Karaaslan et al. 12
  21. Добавьте 5 г травы просо, сосны или бермудских островов (измельченной до размера частиц 1 мм или меньше) в 500 мл раствора 0,25 М NaOH и 30% этанола. Поместите суспензию в инкубатор при температуре 75 °C с встряхиванием при 250 об/мин в течение 2 часов.
  22. Остудите раствор до комнатной температуры.
  23. Поместите лист фильтровальной бумаги в воронку Бюхнера поверх колбы с боковым рычагом. Приложите к вакууму и медленно вылейте раствор в воронку.
  24. Выбросьте твердый материал.
  25. Добавьте мешалку в колбу с фильтратом и поместите колбу на верхнюю часть мешалки, отрегулированную на среднюю скорость. Добавляйте концентрированную соляную кислоту по каплям в раствор до тех пор, пока не будет получен pH 2,0 (примерно 20 мл).
  26. Дайте подкисленному раствору постоять ночь при комнатной температуре.
  27. Центрифугируйте раствор при давлении 9 300 x g в течение 30 мин в конических пробирках. Осторожно выведите раствор из конической трубки пипеткой и выбросьте.
  28. Ресуспендируйте гранулу в 30 мл дистиллированной или деионизированной воды методом вортексирования.
  29. Повторите шаги 2.27-2.28 15 раз, чтобы тщательно промыть гранулу.
  30. После центрифугирования удалите надосадочную жидкость и сохраните гранулы для сублимационной сушки. После сублимационной сушки поместите образец во флакон с надписью «лигнин».

3. Приготовление культур роста микроорганизмов

Агаровые пластины

  1. Добавьте 0,2% (масс./об.) стерильных продуктов экстракции лигноцеллюлозы в минимальную среду М913 агар перед заливкой в тарелки.
  2. Полосатые затвердевающие пластины с примерно 200 мкл бактериальной культуры, выращенной в минимальных средах M9 с внешним диаметром около 2,0.
  3. Инкубируйте планшеты при температуре 37 °C и следите за ростом.
    Жидкие культуры
  4. Добавьте 50 мл стерильного фильтра Luria-Bertani (LB) media13 или M9 minimalmedia 13 в стерильную колбу объемом 125 мл. Добавьте черный щелок в концентрации 10% (v/v) или 0,2% (w/v) продуктов экстракции лигноцеллюлозы.
  5. Инокулируйте среду 0,1% (v/v) бактериальной культуры с наружным диаметром около 2,0.
  6. Инкубируйте культуры при 37 °C с встряхиванием при 200 об/мин.
  7. Оценивайте рост каждые 6 часов в течение периода культивирования, измеряя оптическую плотность (λ = 600 нм). Поместите 1 мл аликвоты культуры в кювету. Определяют оптическую плотность заглубленной культуры на фоне неинокулированных сред.
  8. Перенесите бактерии во флакон с анаэробной сывороткой в середине фазы журнала.
    1. Для приготовления анаэробного флакона с сывороткой: укупорьте флакон с сывороткой пробкой из бутилкаучука и алюминиевой обжимной крышкой в аэробных условиях и автоклаве. Не изменяйте свободное пространство внутри флакона с сывороткой после стерилизации.
    2. Переложите всю культуру объемом 50 мл из колбы объемом 125 мл в герметичный стерильный флакон с сывороткой с помощью шприца.
    3. Инкубировать при 37 °C с встряхиванием при 200 об/мин.

4. Подготовка образцов для ГХ-МС

Подготовьте образцы в соответствии с Раджем, Редди и Чандрой14. Отрицательный контроль, используемый для сравнения, состоит из минимальной среды М9 с 10% черного щелока и также называется неинокулированным образцом.

  1. Центрифуги проводят неинокулированные и инокулированные бактериальные культуры (50 мл) при давлении 9 300 x g в течение 30 мин после 450 часов инкубации.
  2. Перелейте 10 мл надосадочной жидкости в стеклянную пробирку. (Примечание: пластик несовместим с химическими веществами на следующих этапах.)
  3. Подкислите надосадочную жидкость концентрированным HCl до pH 1-2.
  4. Добавьте 3 объема этилацетата (30 мл), закройте тюбик крышкой и перемешайте, перевернув 4-6 раз.
  5. Поместите небольшое количество безводного Na2SO4 (1-2 г) в чистую стеклянную пробирку.
  6. Тщательно соберите органический слой (верх) из раствора этилацетата путем пипетирования с помощью одноразовой стеклянной пастеровской пипетки.
  7. Поместите органический слой в пробирку с безводным Na2SO4.
  8. Обезвожьте органический слой над безводным Na2SO4, осторожно постукивая по пробирке для перемешивания. Постепенно добавляйте небольшое количество безводного Na2SO4и перемешивайте до тех пор, пока не останутся большие комки.
  9. Поместите лист фильтровальной бумаги в воронку Бюхнера поверх колбы с боковым рычагом, прикрепленной к пылесосу.
  10. Вылейте раствор в воронку. Выбросьте твердый материал.
  11. Перелейте раствор в испарительную колбу и выпарите фильтрат с помощью ротационного испарителя.
  12. Поместите 3 мг остатка экстракции этилацетата во флакон для янтарной хроматографии объемом 2 мл.
  13. Растворите остаток с добавлением 100 мкл 1,4-диоксана и 10 мкл пиридина.
  14. Добавьте 50 мкл N,O-бис(триметилсилил) трифторацетамида с триметилхолорсиланом 99:1% (BSTFA). Затем поместить в инкубатор при температуре 60 °С с встряхиванием на 15 мин.
  15. Хранить образцы при температуре 4 °C до использования.

5. GC-MS

Оснастим газовый хроматограф (ГХ) сопряженным с масс-спектрометром (МС) с неполярным капиллярным столбцом и гелием в качестве газа-носителя со скоростью потока 1 мл/мин.

  1. После того как температура печи стабилизируется на уровне 50 °C, введите 1 мкл образца в соотношении 1/50.
  2. Подержите колонку при температуре 50 °C в течение 5 минут и увеличьте до 280 °C при 5 °C/мин. Поддерживайте конечную температуру 280 °C в течение 20 минут.
  3. Поддерживайте передаточную линию между газовым хроматографом и масс-спектрометром на уровне 300 °C.
  4. Выберите задержку растворителя 15 мин.
  5. Запись масс-спектров ионизации электронов в диапазоне 10-500 (м/з) при энергии электронов 70 эВ.
  6. Дериватизация и хроматограф стандартные, как указано выше. Идентификация соединений путем сравнения сроков хранения приобретенных стандартов или данных в масс-спектральной базе данных Национального института стандартов и технологий (NIST).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Сбор и модификация черного щелока, образующегося в процессе варки крафт-целлюлозы (Рисунок 1), позволит использовать эти отходы целлюлозы для определения способности к биоразложению одного бактериального изолята или смешанной культуры. На рисунке 2 показан аэробный рост, измеренный оптической плотностью микробного изолята окружающей среды, культивируемого только в средах LB, и средах LB с добавлением 10% нейтрализованного черного щелока. Эти результаты свидетельствуют о том, что эта бакт...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этом протоколе описывается комбинация методов, направленных на выявление микроорганизмов, которые могут разлагать отходы целлюлозной продукции, источников углерода, используемых во время роста на отходах целлюлозной продукции, и продуктов микробного метаболизма, образующихся при выращивании на отходах целлюлозной продукции. Мы продемонстрировали успех этого протокола с микробным изолятом окружающей среды: факультативным анаэробом, который может расти на 10% черного щелока и использовать экстрагированные компоненты лигн...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы хотели бы поблагодарить Джима МакМюррея за предоставление черного ликера, а также доктора Дэвида Тилотту и Августа Мэн за их помощь с GC-MS. Поддержку Стефани Л. Мэтьюз оказала стипендия Министерства сельского хозяйства США для удовлетворения национальных потребностей (номер гранта 2010-38420-20399).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
1,4-диоксан (сертифицированный ACS)FisherD111Легковоспламеняющееся, предварительно окисляемое химическое вещество
Черный щелокОтдел лесных биоматериалов Университета штата Северная КаролинаН/ДpH 12,72, 13,67% сухих веществ
Этанол (микробиологический класс)FisherBP2818
Этилацетат (класс реагента ACS)EMDEX0240-9Легковоспламеняющийся
Ледяная уксусная кислота (Сертифицированная ACS)EMDAX0073Коррозионная
гваяколSigma AldrichPHR1136Вредна при проглатывании, коррозионная
капиллярная колонка HP-5Agilent19091J-57760 м x 0,18 мм внутренний диаметр, 0,18 мкм; m
Соляная кислота (сертифицированная ACS)EMDHX0603P
N,O-Bis(триметилсилил)трифторацетамид с триметилхолорсиланом 99:1% (BSTFA)Fluka15238Легковоспламеняющийся, вызывает ожоги кожи и повреждение глаз при контакте
Na2SO4 (класс FCC)VWRBDH8026
NaClO2 (80%)Sigma Aldrich244155Легковоспламеняющиеся, токсичные   
NaOH (сертифицированный ACS)EMD1.06498.1000Коррозионно-щелочные
тестовые лентыpH FisherA979
Фосфорная кислота (сертифицированный ACS)Масс-спектрометр FisherA242
Polaris Q Thermo Electron Corporation
Пиридин (99%)Alfa Aesar A12005Легковоспламеняющийся, токсичный при контакте с кожей
Switchgrass Cherry Research Farm Goldsboro, NC N/AСобрано в августе 2011
г. Термо Финниган газовый хроматографThermo Electron Corporation
Ватман No 1 фильтровальная бумагаВатман1001-150

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Tejado, A., Pena, C., Labidi, J., Echeverria, J. M., Mondragon, I. Physico-chemical characterization of lignin from different sources for use in phenol-formaldehyde resin synthesis. Bioresource Technol. 98, 1655-1663 (2007).
  2. Brannvall, E. Overview of pulp and paper processes. Pulp and paper chemistry and technology. Elk, M., Gellerstedt, G., Henriksson, G. 2, De Gruyter. 1-12 (2009).
  3. Biermann, C. J. Pulping fundamentals. Handbook of pulping and papermaking. , 2nd edition, Academic Press INC. 55-100 (1996).
  4. Sjöström, E. Wood chemistry: fundamentals and applications. , 2nd, San Deigo Academic Press. (1924).
  5. Philbrook, A., Alissandratos, A., Easton, C. J. Biochemical processes for generating fuels and commodity chemicals from lignocellulosic biomass. Environ. Biotechnol. , 39-63 (2013).
  6. Sanchez, R., Ferrer, A., Serrano, L., Toledano, A., Labidi, J., Rodriguez, A. Hesperaloafunifera as a raw material for integral utilization of its components. BioResources. 6 (1), 3-21 (2011).
  7. Font, X., Caminal, G., Gabarrel, X., Romero, S., Vicent, M. T. Black liquor detoxification by laccase of Trametesversicolorpellets. J. Chemical Tech. Biotech. 78, 548-554 (2003).
  8. Zimmerman, W. Degradation of lignin by bacteria. J. Biotechnol. 13, 119-130 (1990).
  9. Ahamad, M., Taylor, C. R., Pink, D., Burton, K., Eastwood, D., Bending, G. R., Bugg, T. D. H. Development of novel assay for lignin degradation: comparative analysis of bacterial and fungal lignin degraders. Mol. Biosystems. 6, 815-821 (2010).
  10. Ramchandra, M., Crawford, D. L., Hertel, G. Characterization of an extracellular lignin peroxidase of the lignocellulolyticactinomycete Streptomyces viridosporus. Appl. Environ. Micro. 54, 3057-3063 (1988).
  11. Mishra, M., Thakur, I. S. Microorganisms in environmental management: microbes and the environment. Satyanarayana, T., Johri, B. N., Prakash, A. , Springer. (2012).
  12. Karaaslan, A. M., Tshabalala, M. A., Wood Bushcle-Diller, G. hemicellulose chitosan-based semi-interpenetrating network hydrogels: mechanical, swelling and controlled drug release properties. BioResources. 5 (2), 1036-1054 (2010).
  13. Lech, K., Brent, R. Short protocols in molecular biology. Ausubel, F. M., Brent, R., Kingston, R. E., Moore, D. D., Seidman, J. G., Smith, J. A., Kevin, S. , 2nd, John Wiley & Sons. (1992).
  14. Raj, A., Krishna Reddy, M. M., Chandra, R. Identification of low molecular weight aromatic compounds by gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS) from kraft lignin degradation by three Bacillus sp. Int. Biodeterior. Biodegradation. 59, 292-296 (2007).
  15. Chandra, R., Raj, A., Purohit, H. J., Kapley, A. Biodegradation of kraft lignin by three pure and mixed aerobic bacterial cultures isolated from pulp and paper sludge. Proceeding of the 25th international symposium on toxicology environmental and occupational health, , (2005).
  16. Chen, Y., Chai, L., Tang, C., Yang, Z., Zheng, Y., Shi, Y., Zhang, H. Kraft lignin biodegradation by Novosphingobium sp. B-7 and analysis of the degradation process. Bioresource Technol. 123, 682-685 (2012).
  17. Bandounas, L., Wierckx, N. J., de Winde, J. H., Ruijssenaars, H. J. Isolation and characterization of novel bacterial strains exhibiting ligninolytic potential. BMC Biotechnol. 11 (94), (2011).
  18. Chandra, R., Abhishek, A., Sankhwar, M. Bacterial decolorization and detoxification of black liquor from rayon grade pulp manufacturing industry and detection of their metabolic products. Bioresource Technol. 102, 6429-6436 (2011).
  19. Gellerdtedt, G. Chemistry of Bleaching of Chemical Pulp. Pulp and Paper Chemistry and Technology. Ek, M., Gellerstedt, G., Henriksson, G. 2, De Gruyter. 201-237 (2009).
  20. Kringstad, K. P., Lindstrom, K. Spent liquors from pulp bleaching. Environ. Sci. Tech. 18, 236-247 (1984).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи