Методическая статья

Полный кожи Дефект Модель для оценки васкуляризации биоматериалов В Vivo

DOI:

10.3791/51428

⸱

28 августа 2014 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic Surgery and Hand Surgery, University Hospital rechts der Isar, Technische Universität München, 2Institute for Signal Processing, University of Lübeck, 3Department of Plastic Surgery and Hand Surgery, University Hospital Zürich, 4FONDAP Center for Genome Regulation, Facultad de Ciencias, Universidad de Chile

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Васкуляризация является ключом к подходам в успешной тканевой инженерии. Поэтому, надежные технологии обязаны оценить развитие сосудистых сетей в ткани-конструкций. Здесь мы представляем простой и экономичный способ для визуализации и количественной оценки васкуляризации в естественных условиях.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Недостаточная васкуляризация считается одним из основных факторов, ограничивающих клинический успех тканевой инженерии конструкций. Для того чтобы оценить новые стратегии, направленные на улучшение васкуляризации, надежные методы необходимы, чтобы сделать в-рост новых кровеносных сосудов в био-искусственный лесов видимых и количественного определения результатов. За последние пару лет, наша группа представила дефектов модель полный кожи, которая позволяет прямой визуализации кровеносных сосудов просвет и обеспечивает возможность количественного через цифровой сегментации. В этой модели, один хирургическим создает полные дефекты кожи в спине мышей и заменяет их тестируемого материала. Молекулы или клетки интерес также могут быть включены в таких материалах, чтобы изучить их потенциальное влияние. После времени наблюдения по собственному выбору, материалы эксплантированных для оценки. Двусторонние раны предоставить возможность сделать внутренние сравнения йв минимизации артефактов между людьми, а также уменьшение количества животных, необходимых для исследования. По сравнению с другими подходами, наш метод предлагает простой, надежный и экономически эффективный анализ. Мы внедрили эту модель в качестве обычного инструмента для выполнения высокого разрешения скрининг при тестировании васкуляризации различных биоматериалов и подходов био-активации.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В последние десятилетия, тканевая инженерия открыла новый терапевтический вариант для замены дефектов тканей с собственных клеток организма 1. Для того чтобы поддержать физиологическое процесс регенерации тканей, каркасы предназначены в качестве биоразлагаемого структуры, которая обеспечивает ситуацию, когда клетки из раны кровати могут расти и восстановление дефекта 2,3.

Недостаточная васкуляризация считается главным препятствием, которое сдерживает клиническую прорыв bioartificial лесов 4. С врастание клеток, спрос на питательных веществ и кислорода увеличивается и васкуляризации материала становится необходимым. Поэтому вашем или с задержкой васкуляризации может привести к центральной некроза тканевой инженерии продуктов 5. Кроме того, кровеносные сосуды обеспечивают иммунные компетентных клеток и удаления метаболические остатки в области регенерации. Высокие показатели инфицирования и низкий регенерации являются тольконекоторые из последствий недостаточного кровоснабжения крови, наблюдаемых в тканевой инженерии, которые направлены на быть предотвращены путем увеличения васкуляризации подмостей 6,7.

Существует несколько стратегий, которые направлены на улучшение васкуляризации акцент на ключевой роли самого биоматериала и микроструктуры на эшафот. Есть интенсивные исследованиях по разработке новых подходов в переходе процесс заживления от ремонта к регенерации, тем самым (повторно) генерации ткани с ближайшими физиологических свойств в одном, чтобы быть восстановлены 8,9. Биоматериалов, которые были изучены и оценены в отношении их регенеративного потенциала включены коллаген, фибрин, хитозан и альгинат 10,11. Эти биоматериалы могут быть использованы и в сочетании, как позвоночника для строительства новых каркасов с использованием различных стратегий, таких как ткани decellularization, самосборки, быстрого прототипирования и электропрядения 12. Для того, чтобы EnhAnce собственной регенеративной способности организма, леса могут быть биоактивированного. Введение рекомбинантной факторов роста кровеносных сосудов 13 или генные векторы, кодирующие такие факторы 14 показал, чтобы улучшить сосудистой системы строительных лесов. Использование стволовых клеток широко показано, что многообещающей стратегией для улучшения васкуляризации, где мезенхимальных стромальных клеток и эндотелиальных клеток-предшественников завоевали наибольшее внимание 15,16. Другие подходы пытаться построить конструкции, которые содержат сборные сетей сосуду до трансплантации 17. Несмотря на интенсивные усилия в области дизайна лесов и их биологического активации, никакой стратегии не улучшилось кровоснабжение в клинически значимом уровне и, за исключением замены кожных в массивных ожогов, перевод биоинженерных материалов в клинической практике только происходит нерешительно 18 .

Одна из причин, почему васкуляризацияконструктов искусственных тканей по-прежнему нерешенной проблемой, является трудность оценить успех новых технологий в подходах в естественных условиях. Хотя эксперименты в пробирке может предоставить важную информацию на васкуляризации потенциала лесов, соответствующие модели на животных обязаны изучать ключевые параметры, такие как биосовместимость материала, безопасности и эффективности лечения и, что особенно важно, васкуляризации ткани построить. Поэтому надежные инструменты для визуализации и количественной сетей кровеносных сосудов в естественных условиях необходимы.

В этом исследовании мы представляем простой и надежный метод, позволяющий визуализировать и количественно сосудистой сети внутри эксплантированных лесов. Этот метод основан на ткани просвечивании и цифровой сегментации. Поскольку этот метод является неинвазивным, это позволяет еще больше молекулярных и гистологических анализов материала мишени.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1 Подготовка строительных лесов

  1. Генерация образцы строительных лесов с помощью 12 мм биопсии ударов.
  2. Чтобы ввести молекулы биологически активные или клетки в эшафот, процедить строительные леса, осторожно сжимая их стерильной марли. Затем увлажняет каркасов путем добавления 160 мкл раствора, содержащего биоактивные молекулы или клетки, представляющие интерес. Дважды проверьте успех биоактивации с клетками через метаболические анализов, таких как МТТ анализов.
  3. При необходимости устранить соединения или клетки, которые будут испытаны внутрь строительные леса, обеспечивая их, например, в растворе фибрина-тромбина или гидрогеля, снова через регидратации, как описано на стадии 1.2.
    Примечание: Этот шаг может быть полезно, когда соединения или клетки не механически прикрепить к материалу. Можно также управлять динамика высвобождения соединений ..
  4. Подготовьте titanized сетки, которые будут размещены под каждым эшафот в каждом эксперименте и контрольной группе, по Cuttinг из круглые кусочки, примерно 14 мм в диаметре.
    Примечание: titanized сетка работает как физический границы требуемой для разделения регенерированного ткани из раны кровати.

2. Животные

  1. До реализации представленной модели, обратитесь соответствующие законы о защите животных и получить разрешение от местных властей. В этой работе, все эксперименты проводились на мышах, в соответствии с действующим немецким акта защиты животных и утверждается районным правительства Верхней Баварии (Regierung фон Oberbayern).
  2. Тщательно выбирайте животное и напряжение. Хотя модель была создана у мышей, он может быть переведено в другие общие животных, таких как крысы, кролики или свиней.
  3. В случае, если вы работаете с мехом животных, брить заднюю часть животных до имплантации лесов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта работа использует мышей от 6 до 8-недельного возраста с массой тела от 20 г и 25 г, однако разных возрастов и бОди веса также может быть использован.

3 Анестезия

  1. Провести операцию в стерильных условиях. Для поддержания нормальной температуры тела животного, использовать согревающий мат.
  2. До вдыхании анестезии животные получают Buprenorphin в дозе 0,05-0,1 мг / кг массы тела, подкожно каждые 8 ​​часов.
  3. Место животное под ингаляционного наркоза (Isoflurane) или применять эквивалентные стандартные процедуры. Подтвердите анестезии либо нежно сжимает пальцы ног животного или через щепоткой кожи.
  4. Чтобы предотвратить exsiccosis, вводят 0,5 мл физиологический солевой раствор подкожно в начале операции.

4 Иссечение кожи

  1. Место животное в положении лежа и отметьте среднюю линию спины мыши с тонким наконечником несмываемыми (Рисунок 1А).
  2. Задайте область вырезания. Поместите дефекты в области, показанной на FIGUповторно 1С. Обратите внимание, что если дефекты расположены слишком каудально, животные более подвержены удалить повязку и строительные леса.
  3. Создать вокруг двусторонних дефектов с использованием 10 мм биопсии удар (Рисунок 1В). Удар должен быть тщательно прижимается к коже и не должны использоваться для полностью прорезать кожу, но очертить область вырезания (Цифры 1С и 1Е).
  4. Аккуратно снимите заметное кожу щипцами и надрезать вдоль отмеченной окружности, используя тонкие хирургические ножницы (Рисунок 1F). В случае кровотечения, тщательно сжимать стерильной марлей. Шаг за шагом описание иссечения показано на рисунке 1.
    ПРИМЕЧАНИЕ: дефект создается с меньшим ударом, чем тот, для генерации каркасов, чтобы компенсировать расширение дефекта за счет эластичности кожи.

5 Эшафот Имплантация

  1. Для того, чтобы освободить место для Титациативе сетка, продлить разделение кожи и подлежащих тканей на краев раны на 2-4 мм (Рисунок 2A).
  2. Поместите titanized сетка в дефект непосредственно на раны кровати и под краев раны (2А и В).
  3. Место Строительные леса прямо над сеткой.
  4. Шовный строительные леса на прилегающих краев раны с 4 до 6 одиночных узлов, оставляя края чуть более эшафот (Рисунок 2C).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте использования биоразлагаемых швов.
  5. Шовный прозрачную рану повязку выше дефектов для защиты строительных лесов, позволяя мониторинг области раны (рис 2D).

6 Послеоперационный уход

  1. Храните одну мышь в клетку, чтобы предотвратить взаимное манипуляции с заправкой и лесов.
  2. Оценка общего состояния животного на ежедневной основе, наблюдая двигательной активности, массы тела, признаки боли, толерантностив разнос и авто членовредительства. Также следить за раны область для кровотечения, местных и системных признаков инфекции и позиции заправкой.
  3. Чтобы свести к минимуму боль животного, вводят Buprenorphin в день в дозе 0,05-0,1 мг / кг массы тела или эквивалентного анальгетиков.
  4. Если мышь удаляет или повреждает раневой повязки, заменить или прикрепить его под наркозом.

7 Эвтаназия и Эксплантация из строительные леса

  1. В требуемых временных точках, пожертвовать животных путем передозировки пентобарбитала (150 мг / кг).
  2. Отметьте сайт иссечения кожи с постоянным маркером, который должен включать строительные леса и, как большая часть мыши кожу спины, как возможного (рисунок 3а).
  3. Надрезать кожу вдоль отмеченных линий с ножницами или скальпелем. Снимите всю кожу, в том числе лесов и titanized сетки, из основной ткани через тупым подготовки (Fiфигура 3B).
  4. Поместите эксплантата растянулся на чашке Петри (3С и D)

8 Визуализация и количественная оценка сосудистой сети

  1. Проходящий:
    1. Настройка Проходящий устройство, установив чашку Петри над сильным источником белого света (100 Вт стандарт лампочки).
    2. Fix цифровую камеру над трансиллюминаторе получить цифровые фотографии.
    3. Поместите образцы верхней стороной вниз на чашку Петри над просвечивания устройства.
    4. Сфотографируйте полных лесов в режиме макросъемки, а также из одинаковых по размеру областях нормальной кожи. Храните изображения в формате TIFF для дальнейшего анализа цифровых.
    5. Сохраните ткани для дальнейшего биохимического или гистологического анализа.
  2. Цифровой сегментация и количественная:
    1. Скачать и установить программное обеспечение VesSeg-Tool, который может быть получен фрEE предоставляется на: http://www.isip.uni-luebeck.de/index.php?id=150&L=2%255 .
    2. Откройте изображение с программным обеспечением VesSeg-Tool.
    3. Выберите область изображения, покрытой эшафот для цифрового анализа (Image → Select).
    4. Для увеличения контрастности судов использовать опцию "Гистерезис пороговой" (Image → повышение судно фильтр → Гистерезис порога → Top-Hat трансформации → Рассчитать повышения емкости).
    5. Продолжайте сегментации карте сосуда (изображение → повышение судно фильтр → Гистерезис порога → Пороговые границы). Выберите первый порог ("покрытия Судно"), так что каждый пиксель, который даже отдаленно судно-как, будут помечены как судна. Выберите второй порог ("Фон покрытия"), так что только те пиксели, которые особенно судно-как будут помечены как сосудов.
    6. Проверьте автоматическое предложение сегментации вручную добавить без захваченные суда и чтобы устранить наиболее часто ложно-положительный структуры, которые, как правило, длинные и тонкие, судно-как структуры, такие как волосы или швов.
    7. Рассчитайте длину сосудов и общую площадь, покрытую судами (статистики Image → Image → двоичных статистики изображений).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для расчета сосудов длин, сосуды в результате карте сосуда прореживают, чтобы линий с шириной в один пиксель 20.
  3. Анализ родной участок кожи под теми же параметрами, подмостей, присвоения значения 100% к нативной ткани и относятся на эшафот к этому значению. Например, если процент белых пикселей на 60% в нормальной ткани, а 30% в строительные леса, это будет означать 50% васкуляризации строительные леса. Примечание: Покрытие белого сосуды присваивается области квадрата вокруг строительные леса. Отрегулируйте количество белых пикселей покрытия consiчёткости краёв что площадь круга значительно меньше (π х R 2), чем квадрат (4 х R 2).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Надежный двусторонний полный дефект кожи может быть создан в мыши (рисунок 1), где кожа может быть заменен биоматериала под исследования (рисунок 2). Здесь нет серьезных осложнений не наблюдается во время или после оперативного вмешательства ни макроскопических признаков инфекции или внешней реакции организма. В редких случаях, леса теряется, когда мышь удаляет его. Сокращение раны никогда не наблюдалось (рисунок 3). Ткань просвечивание разрешено четкую визуализацию сос...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Существует потребность в создании успешных подходов в улучшении перфузии крови в ткани инженерии конструкций, что требует разработки новых надежных методов для изучения процессов васкуляризации в биоматериалов. Распространенные способы получения эшафот васкуляризации исключая виво видимый включают использование микроскопии, который обеспечивает инструмент с высоким разрешением. В большинстве случаев, однако, этот метод ограничивается анализом небольших участков ткани и, как правило, дорого и отнимает много врем...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Заявление о конфликте интересов:

Все авторы: Нет

Финансовые Раскрытие:

Ни один из авторов не имеет финансовой заинтересованности в любой из продуктов, устройств или препаратов, упомянутых в этой рукописи.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Интегра шаблон регенерации кожной был любезно предоставлен Интегра Lifesciences корпорации. Источники фондов, поддерживающих работу: Работа частично финансируется CIRM-BMBF раннего Переводной II премии и FONDAP Центра геномной регуляции, как к JTE (Nr 15090007.).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Ethilon P-3 13 мм 3/8 круг 5-0Ethicon, Norderstedt, Германия698GEthilon polyamid-6 прецизионный отрезной шов обратного разреза
Биопсийные пуансоны (10 мм)Xiomedics, Acuderm inc., Форт-Лодердейл, Флорида, СШАP1050
Биопсийные пуансоны (12 мм)Xiomedics, Acuderm inc., Форт-Лодердейл, Флорида, СШАP1250
Цифровая камера Ricoh, Ганновер, ГерманияCx1
Gazin Mullkompresse Lohmann und Rauscher, Neuwied, Германия13622Стерильная марля (10 см x 10 см)
Двухслойный каркас на основе коллагена (8' x 10')Integra Life Science Corporation, Плейнсборо, Нью-Джерси, США88101
Изофлуран, жидкость-газ для ингаляционной анестезии Baxter, Unterschleissheim, Германия100196040
Пентобарбитал, 16 г / 100 млFa. Merial, Hallbergmoos
Nuri Nu/Nu Обнаженные мыши, CrLNU-Foxn1nuCharlesRiver, Зульцфельд, ГерманияКод штамма 088Атимические обнаженные мыши, в возрасте от 6 до 8 недель и с массой тела от 20 до 25 г 
Бупренорфин (0,3 мг/мл)Essex Pharma GmbH, Мюнхен, Германия
Титанизированная сетка (15 см x 15 см), сверхлегкаяPFM Medical AG, Kö ln, Германия6000029
Tissucol Duo S Immuno 2 млBaxter Germany GmbH, Unterschleiß heim, ГерманияB1332020110614Фибрин-тромбиновый раствор 
Прозрачная клейкая простыня (30,5 см x 26 см)KCI Medical Products, Уимборн Дорсет, ВеликобританияM6275009/10

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Rahaman, M. N., Mao, J. J. Stem cell-based composite tissue constructs for regenerative medicine. Biotechnology and Bioengineering. 91 (3), 261-284 (2005).
  2. Lutolf, M. P., Hubbell, J. A. Synthetic biomaterials as instructive extracellular microenvironments for morphogenesis in tissue engineering. Nature Biotechnology. 23, 47-55 (2005).
  3. Machens, H. G., Berger, A. C., Mailaender, P. Bioartificial skin. Cells Tissues Organs. 167, 88-94 (2000).
  4. Priya, S. G., Jungvid, H., Kumar, A. Skin tissue engineering for tissue repair and regeneration. Tissue Engineering Part B: Reviews. 14, 105-118 (2008).
  5. Papavasiliou, G., Cheng, M. H., Brey, E. M. Strategies for vascularization of polymer scaffolds. Journal of Investigative Medicine. 58 (7), 838-844 (2010).
  6. Laschke, M. W., et al. Angiogenesis in tissue engineering: breathing life into constructed tissue substitutes. Tissue Engineering. 12, 2093-2104 (2006).
  7. Zhong, S. P., Zhang, Y. Z., Lim, C. T. Tissue scaffolds for skin wound healing and dermal reconstruction. Wiley Interdisciplinary Reviews Nanomedicine and Nanobiotechnology. 2 (5), 510-525 (2010).
  8. Liu, G., Zhang, Y., Liu, B., Sun, J., Li, W., Cui, L. Bone regeneration in a canine cranial model using allogeneic adipose derived stem cells and coral scaffold. Biomaterials. 34 (11), 2655-2664 (2013).
  9. Hansson, A., Di Francesco, T., Falson, F., Rousselle, P., Jordan, O., Borchard, G. Preparation and evaluation of nanoparticles for directed tissue engineering. International Journal of Pharmaceutics. 439 (1-2), 73-80 (2012).
  10. Sarkar, S. D., Farrugia, B. L., Dargaville, T. R., Dhara, S. Chitosan-collagen scaffolds with nano/microfibrous architecture for skin tissue engineering. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 18, (2013).
  11. Wang, X., et al. The roles of knitted mesh-reinforced collagen-chitosan hybrid scaffold in the one-step repair of full-thickness skin defects in rats. Acta Biomaterials. 9 (8), 7822-7832 (2013).
  12. Rizzi, S. C., Upton, Z., Bott, K., Dargaville, T. R. Recent advances in dermal wound healing: biomedical device approaches. Expert Review of Medical Devices. 1, 143-154 (2010).
  13. des Rieux, A., et al. 3D systems delivering VEGF to promote angiogenesis for tissue engineering. Journal of Controlled Release. 150, 272-278 (2011).
  14. Reckhenrich, A. K., et al. Bioactivation of dermal scaffolds with a non-viral copolymer-protected gene vector. Biomaterials. 32, 1996-2003 (2011).
  15. Chen, J., et al. The Key Regulatory Roles of the PI3K/Akt Signaling Pathway in the Functionalities of Mesenchymal Stem Cells and Applications in Tissue Regeneration. Tissue Engineering Part B Rev. 19, 516-528 (2013).
  16. Fedorovich, N. E., et al. The role of endothelial progenitor cells in prevascularized bone tissue engineering: development of heterogenous constructs. Tissue Engineering Part A. 16 (7), 2355-2367 (2010).
  17. Wang, L., et al. Osteogenesis and angiogenesis of tissue-engineered bone constructed by prevascularized β-tricalcium phosphate scaffold and mesenchymal stem cells. Biomaterials. 36, 9452-9461 (2010).
  18. Cuadra, A., et al. Functional results of burned hands treated with Integra. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 65 (2), 228-234 (2012).
  19. Wilcke, I., et al. VEGF(165) and bFGF protein-based therapy in a slow release system to improve angiogenesis in a bioartificial dermal substitute in vitro and in vivo. Langenbecks Arch Surg. 392 (3), 305-314 (2007).
  20. Condurache, A., Aach, T., Grzybowsky, S., Machens, H. G. Vessel segmentation and analysis in laboratory skin transplant micro-angiograms. Proceedings of the Eighteenth IEEE Symposium on Computer-Based Medical Systems. , 21-26 (2005).
  21. Danner, S., et al. The use of human sweat gland-derived stem cells for enhancing vascularization during dermal regeneration. Journal of Investigative Dermatology. 132 (6), 1707-1716 (2012).
  22. Shaterian, A., et al. Real Time Analysis of the Kinetics of Angiogenesis and Vascular Permeability in an Animal Model of Wound Healing. Burns. 35 (6), 811-817 (2009).
  23. McDonald, D. M., Choyke, P. L. Imaging of angiogenesis: from microscope to clinic. Nature Medicine. 9 (6), 713-725 (2003).
  24. Bergeron, L., Tang, M., Morris, S. F. A review of vascular injection techniques for the study of perforator flaps. Plastic and Reconstructive Surgery. 117, 2050-2057 (2006).
  25. Schlatter, P., König, M. F., Karlsson, L. M., Burri, P. H. Quantitative study of intussusceptive capillary growth in the chorioallantoic membrane (CAM) of the chicken embryo. Microvascular Research. 54 (1), 65-73 (1997).
  26. Lehr, H. A., Leunig, M., Menger, M. D., Nolte, D., Messmer, K. Dorsal skinfold chamber technique for intravital microscopy in nude mice. American Journal of Pathology. 143 (4), 1055-1062 (1993).
  27. Menger, M. D., Jäger, S., Walter, P., Hammersen, F., Messmer, K. A novel technique for studies on the microvasculature of transplanted islets of Langerhans in vivo. International journal of microcirculation, clinical and experimental. 9 (1), 103-117 (1990).
  28. Laschke, M. W., et al. Three-dimensional spheroids of adipose-derived mesenchymal stem cells are potent initiators of blood vessel formation in porous polyurethane scaffolds. Acta Biomaterials. 9 (6), 6876-6884 (2013).
  29. Egaña, J. T., et al. Use of human mesenchymal cells to improve vascularization in a mouse model for scaffold-based dermal regeneration. Tissue Eng Part A. 15 (5), 1191-1200 (2009).
  30. Condurache, A., Aach, T. Vessel segmentation in angiograms using hysteresis thresholding. Proceedings of the Ninth IAPR Conference on Machine Vision Applications. , 269-272 (2005).
  31. Egaña, J. T., et al. Ex vivo method to visualize and quantify vascular networks in native and tissue engineered skin. Langenbecks Archives of Surgery. 394, 349-356 (2009).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи