Методическая статья

Гладких мышц мочевого пузыря Газа Сократимость как метод оценки нижних мочевых путей фармакология

DOI:

10.3791/51807

⸱

18 августа 2014 г.

 ,  ,  , 
1Department of Medicine, Renal division, University of Pittsburgh School of Medicine, 2Department of Pharmacology and Chemical Biology, University of Pittsburgh School of Medicine

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта рукопись представляет собой простой, но мощный, в методе экстракорпорального для оценки гладкую сократимость мышц в ответ на фармакологические препараты или стимуляции нерва. Основные области применения скрининг лекарств и понимание ткани физиология, фармакология, и патология.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы описываем метод в пробирке для измерения пузыря гладкую сократимость мышц, и его использование для исследования физиологических и фармакологических свойств гладких мышц, а также изменения, вызванные патологией. Этот метод обеспечивает критически важную информацию для понимания функции мочевого пузыря, преодолевая основные методологические трудности, возникающие в в естественных условиях экспериментов, например, хирургических и фармакологических манипуляций, которые влияют на стабильность и выживание препаратов, использование человеческих тканей и / или использования дорогих химических веществ. Он также предоставляет возможность исследовать свойства каждого компонента мочевого пузыря (т.е. гладкой мускулатуры, слизистой оболочки, нервы) у здоровых и патологических состояний.

Мочевой пузырь удаляется из анестезированных животных, помещали в раствор Кребса и разрезали на полоски. Полоски помещают в камеру, заполненную теплой раствором Кребса. Один конец прикреплен к изометрической Tensioн датчика для измерения силы сжатия, а другой конец прикреплен к неподвижной штанги. Ткань стимулируют путем прямого добавления соединений в баню или путем электрической стимуляции электродов полевых, которые активируют нервы, похожие на срабатывание сокращения мочевого пузыря в естественных условиях. Мы демонстрируем использование этого метода для оценки спонтанной сократительной гладких мышц в процессе разработки и после экспериментального повреждения спинного мозга, природа синапсах (передатчиков и рецепторов, участвующих), факторы, влияющие на модуляции активности гладких мышц, роль отдельных компонентов мочевого пузыря, и виды и различия органов в ответ на фармакологические препараты. Кроме того, он может быть использован для исследования внутриклеточных путей, участвующих в сжатии и / или релаксации гладкой мышцы, наркотиков отношений структура-активность и оценки выпуска передатчика.

Гладкая метод мышцы сократимость в пробирке была широко FO используетсяг в течение 50 лет, и предоставил данные, которые внесли значительный вклад в наше понимание функции мочевого пузыря, а также фармацевтической разработке соединений в настоящее время используются клинически для управления мочевого пузыря.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мочевой пузырь гладкая мышца расслабляется, чтобы позволить хранение мочи, и контракты, чтобы выявить ликвидации мочи. Релаксация опосредуется внутренними гладкими свойствами мышечных и тоник выпуска норадреналина (NE) от симпатических нервов, который активирует бета адренорецепторов (β 3 AR в человека) в детрузора. Аннулирование достигается путем ингибирования симпатической вход и активации парасимпатических нервов, которые высвобождают АЧ / ATP заключить контракт гладких мышц мочевого пузыря 1. Многочисленные патологические состояния, в том числе головного мозга и / или спинного мозга, нейродегенеративных заболеваний, диабета, инфравезикальной обструкции или интерстициального цистита, может глубоко изменить функцию мочевого пузыря, с тяжелыми последствиями для качества пациента жизни 2. Эти условия изменяют сократительную способность гладкой мускулатуры путем воздействия одного или более компонентов мочевого пузыря: гладкие мышцы, афферентным или эфферентные нервы и / илиСлизистая оболочка.

Несколько в естественных условиях и в методах пробирке для изучения функции мочевого пузыря были разработаны. В естественных условиях, цистометрия является основным измерение функции мочевого пузыря. Хотя это нетронутыми подготовка, которая позволяет собирать информацию под близко к физиологическим условиям, существует ряд обстоятельств, при которых использование полос гладкой мускулатуры является предпочтительным. К ним относятся ситуации, когда хирургическое и / или фармакологические манипуляции повлияли бы выживание и стабильность препарата в естественных условиях, или когда исследования требуют использования ткани человека или дорогих химических веществ. Этот метод также облегчает экспертизу воздействия наркотиков, возраста и патологии на каждого компонента пузыря, т.е. гладкие мышцы, слизистую оболочку, афферентные и эфферентные нервы.

Мочевого пузыря полосы были использованы на протяжении многих лет многими группами, чтобы ответить на ряд научных вопросов. Они были использованы для выхода в открытый космосизменения luate в миогенной спонтанной активности индуцируется патологии. Эта деятельность, как полагают, в значительной степени актуализирует и частотных симптомов гиперактивного мочевого пузыря (OAB), и, следовательно, является мишенью для лекарств, которые разрабатываются для автономной адресной книги 3-9. Мочевого пузыря полосы были также использованы для расследования миогенные и нейронные факторы, которые модулируют тонус гладких мышц с целью обнаружения ионных каналов и / или рецепторы и / или внутриклеточные пути, которые могли бы быть нацелены, чтобы побудить либо расслабление или сокращение гладкой мускулатуры 3,10- 13. Другие исследования были сосредоточены на природе нервного, в том числе передатчиков и рецепторов, вовлеченных и изменений, вызванных патологией 14,15. Кроме того, этот метод был использован для сравнения между тканей из различных видов 16- 18, между органами 19-21, и оценки структуры-активности препарата отношений 22-24. Расширение этого метода был использован для измерения дэлектронной эффект препаратов на секрецию медиатора из эфферентных нервов 25. Кроме того, различные ткани (мочевой пузырь, мочеиспускательный канал, желудочно-кишечный тракт, ЖКТ) собирают из животных или человека (из операций или органа-донора ткани, одобренных для исследования) и из различных моделях животных, включая повреждением спинного мозга (SCI), инфравезикальной обструкции (BOO), или интерстициальный цистит (IC) могут быть исследованы с помощью этой техники.

В этой статье мы иллюстрируют использование этого метода наряду с необходимыми экспериментальных протоколов, для решения несколько научных вопросов, упомянутых выше.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все процедуры, описанные здесь, одобрены комиссией IACUC в Университете Питтсбурга.

1. Решения

  1. Приготовьте раствор Кребса в соответствии с рецептом. Состав в мм: NaCl 118, KCl 4,7, CaCl 2 1,9, MgSO 4 1,2, NaHCO 3 24,9, KH 2 PO 4 1,2, декстроза 11,7.
  2. Аэрируйте Кребса с 95% О 2, 5% СО 2 и поместите его в 37 ° С водяной бане, чтобы использовать в течение всего эксперимента. Поместите сторону ~ 200 мл газированной раствором Кребса при комнатной температуре, чтобы быть использованы для рассечения тканей.
  3. Измерьте рН (~ 7,4) и осмолярность (~ 300 мОсм) из ячеистого Кребса.

2 Экспериментальная установка (Схема 1А)

  1. Заполните газобетон (95% O 2, 5% CO 2) камеры с 10 мл Кребс.
  2. Запустите циркуляционный водяной насос для нагрева камеры до 37 ° С; включите необходимым оборудованием: усилитель (ы), стимулятор (с) и записи программного обеспечения.
  3. Калибровка датчиков с 1 г веса.

3 Tissue (Рисунок 1В)

Снимите пузырь от взрослых наивно женской Спрэг Dawley крыс (200-250 г; ~ 10-12 недель), выполнив следующие действия:

  1. Подготовьте область рассечение и необходимые инструменты: электрические бритвы, щипцы с зубами, лезвие скальпеля, рассекает ножницы, microscissors, две острый пинцет (авторы предпочитают Дюмон щипцы # 3), тканевые зажимы (или шелковой нити), в Sylgard покрытием рассечение блюдо с Кребс и штифты рассечения тканей.
  2. Обезболить животное с изофлуран ингаляции (4% в O 2) в индукционной камере. Используйте ветеринарную мазь на глазах, чтобы предотвратить сухость в то время как под наркозом. Постоянно следить за уровнем анестезии при наблюдении частоту дыхания, реакцию на внешние раздражители, и потеря задней конечности выйти рефлекс.
  3. Когда животное находится под наркозом бритье нижней части животаРи. Expose тазовых органов через срединный разрез брюшной стенки. Определите мочевого пузыря и уретры. Снимите пузырь за счет сокращения шейки мочевого пузыря, близкой к проксимального мочеиспускательного канала. Поместите ткань непосредственно в чашке, покрытой Sylgard, заполненной раствором Кребса аэрированной.
  4. При необходимости удалить дополнительный ткань в это время: уретру, части желудочно-кишечного тракта (ЖКТ) и / или простаты и т.д.
  5. Жертвоприношение животного, используя IACUC утвержденных методов (например, цистит передозировки или CO 2 удушья с последующим вторичным методом).
  6. Вставьте ткани рассекает флажки через купольных мочевого пузыря, шеи, и мочеточников, для стабилизации ткани для дальнейшего вскрытия. Не растягивайте ткань. Удалить жир, соединительная ткань, ближний уретры и мочеточников при их наличии.
  7. Открытый мочевой пузырь от основания к куполу, чтобы создать плоский лист, серозной стороной вниз / просвета стороной вверх (Фигура 1В). Поместите рассекает флажки на каждом углу ткани. Удалить DOM мочевого пузыряе и ткани шеи.
  8. Если цель эксперимента состоит в определении вклада слизистой (уротелий и собственной пластинки - увидеть схему рис 1С) к сокращения гладких мышц, сравнение свойств детрузора полос с и без слизистой прилагается. Для этого, до резки ткани полосами, тщательно удалить слой слизистой оболочки с помощью диафрагмы весной ножницы и тонкий пинцет под микроскопом рассекает. В конце эксперимента, устранить полоски для H & E окрашивания, чтобы подтвердить полное удаление слизистой оболочки. Следует отметить, что эта процедура проще в мочевой пузырь мыши, чем в мочевой пузырь крыс.
  9. Отрежьте ткань по длине от основания до купола на полоски ~ 2 х 8 мм (Рисунок 1В). Tie или прикрепить клип тканей к обоим концам каждой полоски.
    Примечание: по одной крысе мочевого пузыря, как правило, может быть разрезан на полоски 4, но количество полос может увеличиваться или уменьшаться в зависимости от размера животного / мочевого пузыря.
  10. Перенесите полоски в EXPERментальные камеры. Подключите один конец каждой полоски к датчиком силы, который измеряет сокращение тканей, а другой с фиксированным стекло / металлический стержень.
    Примечание: Ткань камеры различаются по размеру (0,2 мл до 20 мл и более). Типичные камеры для грызунов пузырей являются 5-20 мл, которые обеспечивают достаточную высоту для полосы, чтобы быть полностью погружен в раствор. Некоторые камеры поставляются со встроенными в стимуляции электродов, а не другие. Следует проявлять осторожность, чтобы гарантировать, что все соединения электродов находятся в хорошем состоянии, в противном случае электростимуляция поле не является надежным.
  11. Применение определенное количество силы, чтобы каждой полосе, осторожно растягивая ткань до тех пор, базовый напряжение не достигнет 1 г (~ 10 млн). Изначально ткань имеет тенденцию расслабиться, который записывается в виде уменьшения базовой напряженности. Вымойте ткань примерно каждые 15 мин с помощью теплой газированной Кребса и настроить базовый натяжение 1 г после каждого мытья. Разрешить ткани для уравновешивания в течение ~ 1-2 ч или до базовой напряжение устойчиво (т.е. не далее релаксации ткани).
  12. Тест ткани жизнеспособность путем добавления KCl (80 мМ) непосредственно в бане в течение ~ 5 мин, или до тех пор ответа плато достигается. Ответы на высоких концентраций KCl также может быть повторена в ходе эксперимента или в конце эксперимента и использовали для нормализации ответов на другими лекарственными средствами или между полосами (см нормализации в соответствии с разделом анализа данных).
  13. Wash ткани несколько раз (3-5x) с теплой газированной Кребс, чтобы ткань, чтобы вернуться к предварительной обработки условия.

4 Стимуляция Протоколы

  1. Чтобы исследовать эффекты патологии на спонтанной миогенной деятельности или тонус гладких мышц, использовать гладкие полосы мышцы от различных животных моделях, таких как SCI, BOO, или новорожденных. Рисунок 2 иллюстрирует применение этого метода для исследования изменений в мочевого пузыря спонтанной активности в процессе разработки и после ТСМ. Кроме того, фармакологические агенты могут быть использованы для модуляции Spontaneous деятельность. Рисунок 3 иллюстрирует влияние канала модуляторов KCNQ, флупиртина и XE991, на спонтанной активности и тонуса гладких мышц.
  2. Для фармакологических стимуляция мышц построить кривые гладких реагирования концентрация путем добавления соединений из концентрированных растворов непосредственно в бане при определенных временных интервалах. Употребления наркотиков и автомобиль в параллельных полос для учета транспортных средств и временных эффектов.
    1. Сделать растворы желаемых испытуемых соединений на 1000x окончательный рабочий концентрации. Для карбахола (ЦХ), мускариновых агонистов рецепторов, подготовить следующие акции: 10 -5 М, 3 х 10 -5 М, 10 -4 М, 3 х 10 -4 М, 10 -3 М, 3 х 10 -3 М , 10 -2 М. Конечные концентрации в ванне 10 -8 М до 10 -5 М (Цифры 4C, D). Для нейромедин B (НМБ), в бомбезин рецепторов подтипа 1 агониста, подготовить следующие акции: 10 -8 М, 10 -7М, 10 -6 М, 10 -5 М, 10 -4 М, 10 -3 М и конечные концентрации в ванне, 10 -11 М до 10 -6 М. Оба CCh и НМБ ожидается увеличение тканей сократимость.
    2. Для ткани бане 10 мл, добавляют 10 мкл каждого раствора CCH, как только отклик достигает плато (фиг.4С, D). В параллельных полос добавить равное количество автомобиля (воды). Аналогичным образом добавьте 10 мкл каждого нейромедин B раствора каждый ~ 5 мин.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Соблюдайте возбуждающее действие на НМБ и ЦХ на тонус гладких мышц полосами из разных видов на рисунке 4.
    3. Исследовать релаксационные свойства гладких мышц в предварительно контракт ткани с возбуждающим агентом, обычно ЦХ или KCl.
    4. Чтобы заблокировать агониста, предварительной обработки ткани в течение 10-20 мин с антагонистом, чтобы позволить проникновения их в ткани, до агонистом стимуляции.
  3. Для нейронных стимавляет из гладкой мускулатуры, которая также называется электрическая стимуляция поле (EFS) выполните шаги с 1 до 3,13 и продолжают, как описано ниже. EFS предназначен для избирательного включения нервы против гладкой мускулатуры. Параметры для стимуляции должны быть тщательно подобраны, чтобы избежать прямой стимуляции гладких мышц.
    1. Установите параметры стимуляции: тип стимула (одиночные импульсы или поезда), продолжительность (длительность импульса и длительности поезд), частоты и интенсивности, как описано в шагах ниже и показанном на фиг.5А, B.
      1. Для одиночного раздражения импульсов, длительность импульса множеств, интервал между стимулом и числа стимулов желаемых. Обычные параметры продолжительность стимуляции одиночные импульсы 0,05-0,3 мсек, произнесенной в требуемые интервалы (Рисунок 5А). Следуйте шаг 4.3.1.4 для интенсивности стимула.
      2. Для железнодорожного стимуляции, установить продолжительность поезд и среди интервал поезд. Типичные значения для ткани мочевого пузыря являются 3-10 сек доставлены по меньшей мере, 1 мв друг от друга (5В). Если ткань усталость происходит (т.е. EFS схватки уменьшится в период управления), увеличить среди интервал поезд.
      3. Установите частоту поездов раздражителей (количество импульсов в поезде - 5В). Запуск частотной характеристики в диапазоне от 0,5-50 Гц. Типичные частоты для мочевого пузыря являются 10-20 Гц, которые дают воспроизводимые и устойчивые сокращения, опосредованных АТФ и АХ. Соблюдайте зависимые от частоты ответов на EFS стимуляции в полос мыши пузыря на рисунке 5, демонстрирующие, как этот метод может быть использован для оценки вклада холинергических и пуринергическими механизмов в синапсах.
      4. Установите интенсивность стимула: систематически увеличивать интенсивность (напряжение) стимула, пока амплитуда сокращения не достигает плато (при использовании поезда поддержания постоянной частоты).
      5. Установите интенсивность стимула в зависимости отЦелью эксперимента. Если цель заключается в увеличении нервную-вызывали схватки, а затем использовать субмаксимальную интенсивность так, чтобы амплитуда сокращения является ~ 50% от максимального сокращения. Если целью является снизить нервную-вызывали схватки, затем установить интенсивность до ~ 80% максимальной амплитуды, чтобы избежать тканей усталость.
    2. После того, как параметры стимуляции (продолжительность, частота и интенсивность) устанавливаются, позволяют ~ 20-30 мин для EFS- вызывали схватки стабилизироваться до того, тестирование на наркотики.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для проверки селективности EFS для нервной передачи, блок нейронной передачи с антагонистом Na +, тетродотоксин (ТТХ; 0,5-1 мкм). Выполните этот шаг в начале эксперимента, как ТТХ смывает относительно легко. Кроме того, выполнение этого в конце эксперимента (этап 4.3.5. Ниже).
    3. Подготовьте растворы на 1,000x окончательные рабочие концентрации для: альфа, бета-метилен АТФ (ABMA; на пуринергической активатор рецептораи десенсибилизатора) 10 -2 М, атропин (антагонист мускариновых рецепторов,) 10 -3 М (5С). Соблюдайте другие примеры на рисунке 6. Агонист 5НТ4 рецепторов, цизаприд (3 х 10 -6 М, 10 -6 М, 3 х 10 -5 М, 10 -5 м, 3 х 10 -4 М, 10 -4 М, 3 х 10 -3 М, 10 -3 М), увеличивает тканей сократимость и SB-203186 (3 х 10 -3 м), антагонист рецептора 5НТ4, изменяет эффекты Cisapride в.
    4. Чтобы проверить эффекты ABMA и атропин на EFS (5С), выполняют две частотные характеристики управления. Добавить 10 мкл 10 М -2 ABMA в ванну для конечной концентрации 10 мкМ. Это будет сокращаться ткани за счет прямой стимуляции пуринергическими рецепторов в гладких мышцах. После возвращения реагирования на базовой линии, повторите частотные характеристики. Добавить 10 мкл 10 -3 М атропина для окончательного Концентратионная 1 мкм. После ~ 10 мин (необходимого для атропина блокировать мускариновые рецепторы), частотных характеристик повторных. В параллельных полос добавить 10 мкл транспортного средства, воды, на каждом шаге.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для других примеров в рисунке 6, добавить 10 мкл каждого цизаприд раствора через определенные промежутки времени (~ каждые 15 мин; см обсуждение), затем 10 мкл SB-203186 раствора непосредственно в ванну и контролировать их влияние на EFS-индуцированной сокращение. В параллельных полос добавить 10 мкл автомобиля, ДМСО. Соблюдайте эффекты цисаприда, агонист 5НТ4 рецепторов, на EFS, вызвали сокращений в мочевом пузыре человека и подвздошной кишки тканей в рисунке 6. Кроме того, наблюдать эффект ДМСО, автомобиль для цисаприда, на EFS-вызванные сокращениями в мочевом пузыре человека и подвздошной кишки тканей .
    5. В конце протокола EFS проверить селективность EFS, блокируя передачу нервного с антагонистом Na +, тетродотоксин (ТТХ; 0,5-1 &# 181; М). Если ТТХ устойчивые сокращения по-прежнему присутствуют, рекомендуется настроить длительность и интенсивность стимула в последующих экспериментах.
  4. Для определения эффектов препаратов на заранее или постсинаптических сайтов (7А) выполните шаги с 1 по 4.3.2. Создание воспроизводимых ответов на карбахол и EFS, затем добавить наркотиков X.
  5. В конце эксперимента, отсоедините или развязать полоски, промокните их аккуратно на листке папиросной бумаги, чтобы устранить лишнюю жидкость и измеряют вес каждой полосе, используя баланс. Также измеряют длину ткани с использованием измерителя определить площадь поперечного сечения. Эта информация используется для нормализации данных (см раздел 5.4).

Анализ 5. данных

Анализ данных с помощью адекватного программного обеспечения (например, Windaq, LabChart).

  1. Для спонтанной активности, выбрать окно, по меньшей мере 30 сек до и на пике ответа вызванного наркотиками и меняAsure амплитуда и частота миогенной деятельности (Рисунок 3).
    1. Используйте быстрый анализ преобразование Фурье для определения спектра частот, способствующих сократительной ответов и имеются ли различия между различными частями мочевого пузыря (например, купол против шее) или с развитием, патологии и наркотиков 8.
  2. Для воздействия на тонус гладких мышц выбрать окно, по крайней мере 10-30 сек до и на пике реакции наркотиков индуцированных и измерить амплитуду сокращений.
  3. Для воздействия на нервную, вызвали сокращений измерить амплитуду, продолжительность и площадь под кривой сокращений (по крайней мере, 3) до и на пике реакции наркотиков индуцированных.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Необходимо измерить и амплитуды и площади под кривой EFS-индуцированных сокращений потому пуринергической и холинергические компоненты имеют различные кинетики. Пуринергической компонент быстро и переходных (АТФ активирует purinergiС ионотропные каналы, такие как P2X1, которые позволяют быстрый приток кальция, то они уменьшают чувствительность), что способствует более в ответ пик амплитуды и менее к площади под кривой. Холинергическая компонент медленнее и устойчивый (АЧ активизирует метаботропные мускариновые рецепторы, которые требуют больше времени, чтобы активировать внутриклеточные пути, что в конечном счете активируют ионные каналы, которые деполяризовать гладкие мышцы, чтобы вызвать сокращение). Таким образом, компонент мускариновых захватывается лучше, путем измерения площади под кривой.
  4. Нормализовать данные, чтобы иметь возможность сравнить результаты по полосками и фармакологических методов лечения. Параметр выбран для нормализации не должна зависеть от испытываемых соединений, патологическое состояние изучали или опытно-конструкторских. Среди этих параметров, использование полосы веса, площади поперечного сечения, ответов KCl (фиг.4В),% от максимального ответа (фиг.7В) или% от максимального ответа на другой сократительной агента(Например, CCh) или расслабляющие средства (например, папаверин).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Спонтанное Миогенный активности

Спонтанное миогенной деятельность является важным гладкая характеристика мышца, которая претерпевает изменения с постнатального развития 6-9 и патологии (например, SCI, BOO) 3-5. Потому что эта деятельность, как полагают, способствуют симптомов гиперактивного мочевого пузыря (OAB) 2, оценка рецепторов, внутриклеточных путей и фармакологических агентов, которые модулируют его, представляет большой интер...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этой статье мы описали простой в пробирке гладких мышц методом сократимости, которые могут быть использованы для решения ряда важных научных вопросов, связанных с физиологией мочевого пузыря и патологии, а также пособничество открытие новых препаратов для лечения дисфункций мочевого пузыря. Мы проиллюстрировали использование этого метода для оценки развития, патологические и фармакологические свойства гладких мышц мочевого пузыря сократительной (Рисунки 2-4), нейротрансмиссия модуляции

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют, что они не имеют конкурирующие финансовые интересы.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это исследование было поддержано NIH R37 DK54824 и R01 DK57284 грантов LB.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Equipment
Tissue Bath System with ReservoirRadnoti, LLC159920изолированные тканевые ванны
Рециркуляционный насос теплой водыKent Scientific Corporation ТПЗ-749для поддержания тканевых ванн до 37 °
C Компьютерная
система сбора данныхDataQ InstrumentsDI-710-UHДля просмотра, записи и анализа данных
Трансмост Усилительпреобразователя World Precision InstrumentsSYS-TBM4MУсилитель преобразователя
ТраваТехнологии Трава МодельS88Стимулятор
Система анестезииКент Научная корпорация ACV-1205SДля обезболивания животного
Бокс для анестезииГарвардский аппарат500116Для обезболивания животного
Маски для анестезииKent Scientific Corporation AC-09508Для обезболивания животного
Материалы и хирургические инструменты
SylgardDow Corning Corp184 SIL ELAST KIT Дляштифтирования, препарирования и разрезания ткани
Чашка ПетриCorning3160-152Для препарирования/разрезания ткани
Булавки для насекомыхENTOMORAVIA Austerlitz Булавки для насекомых Размер5Для прикалывания ткани
Bench PadVWR International56617-014Впитывающие подкладки для скамейки
Rat surgical KitKent Scientific Corporation INSRATKITДля удаления и рассечения ткани
2 Пинцет Dumont #3 KentScientific Corporation INS500064Для удаления и рассечения тканей
тканевые щипцыKent Scientific Corporation INS500092Для удаления и рассечения тканей
СкальпельKent Scientific Corporation INS500236Для удаления и рассечения тканей
лезвие скальпеляKent Scientific Corporation INS500239Для удаления и рассечения тканей
Профессиональная машинка для стрижки Брейнтри Сайентикал, Инк.CLP-223  45Для снятия меха
Шовная нитьFine Science Tools18020-50Завязать ткань
Зажимы для салфетокRadnoti, LLC158802Прикрепить ткань к стержню/преобразователю
1 гвеса  Mettler Toledo11119525Для калибровки
Химикаты
Krebs Solution:
Sodium chloride
Хлорид калия
Одноосновной фосфат калия
Сульфат магния
Декстроза
Бикарбонат натрия
Хлорид кальция
Хлорид		магния 
Sigma
Fisher
Fisher
Fisher
Fisher
Sigma
EMD
Baker		 
S7653
P217-500
P285-3
M65-500
D16-500
S5761
CX0130-2
2444		Для приготовления раствора Кребса
ИзофлуранHenry Schein029405К обезболивание животного
; Кислородный баллонMatheson Tri Gasox251Для использования с анестезиологической системой
Carbogen Tank (95% кислорода; 5% углекислого газа) Matheson Tri GasMoxn00hn36DДля аэрации растворов Кребса
преобразователя

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Fowler, C. J., Griffiths, D., de Groat, W. C. The neural control of micturition. Nat Rev Neurosci. 9, 453-466 (2008).
  2. Andersson, K. E. Detrusor myocyte activity and afferent signaling. Neurourol Urodyn. 29, 97-106 (2010).
  3. Artim, D. E., et al. Developmental and spinal cord injury-induced changes in nitric oxide-mediated inhibition in rat urinary bladder. Neurourology and urodynamics. 30, 1666-1674 (2011).
  4. Kita, M., et al. Effects of bladder outlet obstruction on properties of Ca2+-activated K+ channels in rat bladder. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 298, 1310-1319 (2010).
  5. Barendrecht, M. M., et al. The effect of bladder outlet obstruction on alpha1- and beta-adrenoceptor expression and function. Neurourol Urodyn. 28, 349-355 (2009).
  6. Maggi, C. A., Santicioli, P., Meli, A. Postnatal development of myogenic contractile activity and excitatory innervation of rat urinary bladder. The American journal of physiology. 247, 972-978 (1984).
  7. Ng, Y. K., de Groat, W. C., Wu, H. Y. Smooth muscle and neural mechanisms contributing to the downregulation of neonatal rat spontaneous bladder contractions during postnatal development. American journal of physiology. Regulatory, integrative and comparative physiology. 292, 2100-2112 (2007).
  8. Szell, E. A., Somogyi, G. T., de Groat, W. C., Szigeti, G. P. Developmental changes in spontaneous smooth muscle activity in the neonatal rat urinary bladder. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 285, 809-816 (2003).
  9. Szigeti, G. P., Somogyi, G. T., Csernoch, L., Szell, E. A. Age-dependence of the spontaneous activity of the rat urinary bladder. J Muscle Res Cell Motil. 26, 23-29 (2005).
  10. Frazier, E. P., Braverman, A. S., Peters, S. L., Michel, M. C., Ruggieri, M. R. Does phospholipase C mediate muscarinic receptor-induced rat urinary bladder contraction. The Journal of pharmacology and experimental therapeutics. 322, 998-1002 (2007).
  11. Xin, W., Soder, R. P., Cheng, Q., Rovner, E. S., Petkov, G. V. Selective inhibition of phosphodiesterase 1 relaxes urinary bladder smooth muscle: role for ryanodine receptor-mediated BK channel activation. American journal of physiology. Cell physiology. 303, 1079-1089 (2012).
  12. Frazier, E. P., Peters, S. L., Braverman, A. S., Ruggieri, M. R., Michel, M. C. Signal transduction underlying the control of urinary bladder smooth muscle tone by muscarinic receptors and beta-adrenoceptors. Naunyn-Schmiedeberg's archives of pharmacology. 377, 449-462 (2008).
  13. Svalo, J., et al. The novel beta3-adrenoceptor agonist mirabegron reduces carbachol-induced contractile activity in detrusor tissue from patients with bladder outflow obstruction with or without detrusor overactivity. European journal of pharmacology. 699, 101-105 (2013).
  14. Yokota, T., Yamaguchi, O. Changes in cholinergic and purinergic neurotransmission in pathologic bladder of chronic spinal rabbit. J Urol. 156, 1862-1866 (1996).
  15. Bayliss, M., Wu, C., Newgreen, D., Mundy, A. R., Fry, C. H. A quantitative study of atropine-resistant contractile responses in human detrusor smooth muscle, from stable, unstable and obstructed bladders. J Urol. 162, 1833-1839 (1999).
  16. Kullmann, F. A., McKenna, D., Wells, G. I., Thor, K. B. Functional bombesin receptors in urinary tract of rats and human but not of pigs and mice, an in vitro study. Neuropeptides. 47, 305-313 (2013).
  17. Sadananda, P., Kao, F. C., Liu, L., Mansfield, K. J., Burcher, E. Acid and stretch, but not capsaicin, are effective stimuli for ATP release in the porcine bladder mucosa: Are ASIC and TRPV1 receptors involved. European journal of pharmacology. 683, 252-259 (2012).
  18. Maggi, C. A., et al. Species-related variations in the effects of capsaicin on urinary bladder functions: relation to bladder content of substance P-like immunoreactivity. Naunyn-Schmiedeberg's archives of pharmacology. 336, 546-555 (1987).
  19. Kullmann, F. A., et al. Effects of the 5-HT4 receptor agonist, cisapride, on neuronally evoked responses in human bladder, urethra, and ileum. Autonomic neuroscience : basic & clinical. 176, 70-77 (2013).
  20. Warner, F. J., Miller, R. C., Burcher, E. Human tachykinin NK2 receptor: a comparative study of the colon and urinary bladder. Clin Exp Pharmacol Physiol. 30, 632-639 (2003).
  21. Zoubek, J., Somogyi, G. T., De Groat, W. C. A comparison of inhibitory effects of neuropeptide Y on rat urinary bladder, urethra, and vas deferens. The American journal of physiology. 265, 537-543 (1993).
  22. Warner, F. J., Miller, R. C., Burcher, E. Structure-activity relationship of neurokinin A(4-10) at the human tachykinin NK(2) receptor: the effect of amino acid substitutions on receptor affinity and function. Biochem Pharmacol. 63, 2181-2186 (2002).
  23. Warner, F. J., Mack, P., Comis, A., Miller, R. C., Burcher, E. Structure-activity relationships of neurokinin A (4-10) at the human tachykinin NK(2) receptor: the role of natural residues and their chirality. Biochem Pharmacol. 61, 55-60 (2001).
  24. Dion, S., et al. Structure-activity study of neurokinins: antagonists for the neurokinin-2 receptor. Pharmacology. 41, 184-194 (1990).
  25. Somogyi, G. T., Zernova, G. V., Yoshiyama, M., Yamamoto, T., de Groat, W. C. Frequency dependence of muscarinic facilitation of transmitter release in urinary bladder strips from neurally intact or chronic spinal cord transected rats. British journal of pharmacology. 125, 241-246 (1998).
  26. Andersson, K. E., Wein, A. J. Pharmacology of the lower urinary tract: basis for current and future treatments of urinary incontinence. Pharmacological reviews. 56, 581-631 (2004).
  27. D’Agostino, G., Condino, A. M., Gallinari, P., Franceschetti, G. P., Tonini, M. Characterization of prejunctional serotonin receptors modulating [3H]acetylcholine release in the human detrusor. The Journal of pharmacology and experimental therapeutics. 316, 129-135 (2006).
  28. Hawthorn, M. H., Chapple, C. R., Cock, M., Chess-Williams, R. Urothelium-derived inhibitory factor(s) influences on detrusor muscle contractility in vitro. British journal of pharmacology. 129, 416-419 (2000).
  29. Chaiyaprasithi, B., Mang, C. F., Kilbinger, H., Hohenfellner, M. Inhibition of human detrusor contraction by a urothelium derived factor. J Urol. 170, 1897-1900 (2003).
  30. Testa, R., et al. Effect of different 5-hydroxytryptamine receptor subtype antagonists on the micturition reflex in rats. BJU international. 87, 256-264 (2001).
  31. Craggs, M. D., Rushton, D. N., Stephenson, J. D. A putative non-cholinergic mechanism in urinary bladders of New but not Old World primates. J Urol. 136, 1348-1350 (1986).
  32. Fry, C. H., Bayliss, M., Young, J. S., Hussain, M. Influence of age and bladder dysfunction on the contractile properties of isolated human detrusor smooth muscle. BJU international. 108, 91-96 (2011).
  33. Kennedy, C., Tasker, P. N., Gallacher, G., Westfall, T. D. Identification of atropine- and P2X1 receptor antagonist-resistant, neurogenic contractions of the urinary bladder. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 27, 845-851 (2007).
  34. Levin, R. M., Danek, M., Whitbeck, C., Haugaard, N. Effect of ethanol on the response of the rat urinary bladder to in vitro ischemia: protective effect of alpha-lipoic acid. Molecular and cellular biochemistry. 271, 133-138 (2005).
  35. Malysz, J., Afeli, S. A., Provence, A., Petkov, G. V. Ethanol-mediated relaxation of guinea pig urinary bladder smooth muscle: Involvement of BK and L-type Ca2+ channels. American journal of physiology. Cell physiology. 306, 45-58 (2013).
  36. Longhurst, P. A., Briscoe, J. A., Rosenberg, D. J., Leggett, R. E. The role of cyclic nucleotides in guinea-pig bladder contractility. British journal of pharmacology. 121, 1665-1672 (1997).
  37. Takahashi, R., Yunoki, T., Naito, S., Yoshimura, N. Differential effects of botulinum neurotoxin A on bladder contractile responses to activation of efferent nerves, smooth muscles and afferent nerves in rats. J Urol. 188, 1993-1999 (2012).
  38. Sadananda, P., Chess-Williams, R., Burcher, E. Contractile properties of the pig bladder mucosa in response to neurokinin A: a role for myofibroblasts. British journal of pharmacology. 153, 1465-1473 (2008).
  39. Liu, G., Daneshgari, F. Alterations in neurogenically mediated contractile responses of urinary bladder in rats with diabetes. American journal of physiology. Renal physiology. 288, 1220-1226 (2005).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи