Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Генерация и прививка тканевой инженерии сосудов в мышиной модели

11.9K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/52565

⸱

18 марта 2015 г.

 ,  ,  ,  , 
1Cardiovascular Division, King's College London BHF Centre

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы приводим протокол для создания тканей инженерии трансплантаты сосудов, которые являются функциональными для прививки мышам дважды посева частично индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (PiPSC) - производное клетки гладких мышц и PiPSC - эндотелиальных клеток на decellularized судно лесов биореакторе.

Аннотация

Строительство сосудистых каналов является фундаментальной стратегией хирургического восстановления поврежденных и травмированных сосудов в результате сердечно-сосудистых заболеваний. Текущий протокол представляет собой эффективную и воспроизводимую стратегию, в которой функциональные тканевые трансплантаты сосудов могут быть сгенерированы с использованием частично индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (PiPSC) из фибробластов человека. Мы разработали биореактор на каркасе децеллюляризованного сосуда, который точно имитирует структуру белка матрикса и кровоток, существующий в нативном сосуде, для посева эндотелиальных клеток PiPSC или гладкомышечных клеток перед трансплантацией мышам. Этот подход показал свою эффективность, поскольку у мышей с иммунодефицитом, привитых трансплантатами, полученными из PiPSC, наблюдалась заметно повышенная выживаемость через 3 недели после операции. Этот протокол представляет собой ценный инструмент для регенеративной медицины, тканевой инженерии и потенциально специфической для пациента клеточной терапии в ближайшем будущем.

Введение

Строительство сосудистых трубопроводов является фундаментальной стратегией для хирургического восстановления поврежденных и раненых сосудов в результате сердечно-сосудистых заболеваний. На сегодняшний день, привитые материалы, используемые в хирургии, включают биосовместимые синтетические полимеры (политетрафторэтилен [тефлоновую], вспененного политетрафторэтилена [ПТФЭ; Gore-Tex] или полиэтилентерефталат [дакрона]), аллотрансплантатов, аутологичной ткани перикарда (или подкожной вены) и ксенотрансплантатов 1. Несмотря на то, искусственные трансплантаты (например, Gore-Tex и дакрона) наиболее часто используются такие материалы скорее всего, причиной многочисленных краткосрочных и долгосрочных осложнений, которые включают стеноз, отложение кальция, тромбофлебита эмболизация и инфекций. Хотя пациенты с биологическими трансплантатов присутствующих со снижением тромбоэмболических событий, они по-прежнему сталкиваются ограничения, такие как вторичные отказ трансплантата и укороченной длительности из-за деградации кальцификации 2. Поэтому, несмотря на значительные улучшения в хирургической тechniques на протяжении многих лет, исследователей и клиницистов по-прежнему обременены необходимостью для определения идеального канал для сосудистых заболеваний. Совсем недавно, полевые исследования тканевой инженерии сосудов породило концепцию, в которой клетки были включены в биологически разлагаемых лесов, с целью создания Биомиметические среду, которая олицетворяет собой функциональную емкость для успешной прививки 1. По существу, успех сосудистых конструкций зависит от трех основных компонентов; Клетки, которые составляют каркас, т.е. внутренний слой эндотелиальных клеток и гладкий слой мышечных клеток, каркас, содержащий соответствующий внеклеточный матрикс, чтобы обеспечить механические свойства, сравнимые с нативной сосудистой и молекулярную / клеточной сигнализации, необходимой для инициирования / регулировании ремонт.

Длинные проходимость термин трансплантата и устойчивое развитие нео-тканей в значительной степени зависят от эффективного посева клеток матрикса йereby рендеринга решение типа клеток решающее значение. Несколько докладов продемонстрировать использование зрелых эндотелиальных и гладкомышечных клеток из различных источников для разработки трубопроводов малого диаметра 3-6. Хотя перспективным, отсутствие достаточных аутологичных сосудов для получения зрелых эндотелиальных и гладкомышечных клеток остаются значительным бременем. Совсем недавно, стволовые клетки из различных источников были использована для тканевой инженерии сосудов. Действительно, разнообразие типов стволовых клеток, включая эмбриональные стволовые клетки 7, индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (иПСК) 8,9, PiPSC 10,11, костного мозга, полученные мононуклеары 12, мезенхимальные стволовые клетки 13, эндотелиальные клетки-предшественники и взрослых стенки сосуда -derived антиген стволовой клетки-1 (SCA-1) + стволовых клеток / клеток-предшественников 14,15 все была подтверждена способны дифференцироваться в любой функциональный эндотелиальных или гладкомышечных клеток в ответ на определенных средах иУсловия культивирования. Кроме того, неограниченная емкость самообновления стволовых клеток делает их более кандидатов в отличие от зрелого эндотелиальных и гладкомышечных клеток, которые могут делиться только на конечное число раз, прежде чем подвергнуться аресту роста и старения.

Выбор каркасного материала для создания успешной тканей инженерных судно для прививки зависит от нескольких факторов, таких как биосовместимость, биомеханических свойств и скорости биодеградации. По существу, материалы, используемые для создания каркасов для трансплантатов должны быть биоразлагаемыми и не будет устанавливать ненужные получателей иммунные ответы. Кроме того, он должен включать в себя соответствующую пористость и микроструктуру для прикрепления клеток и последующего выживания. На сегодняшний день, наиболее распространенные материалы, используемые для строительных лесов тканевой инженерии сосудов включают полимеры полигликолевой кислоты, полимолочной кислоты и поли ε-капролактона 16. Совсем недавно, decellularized биологические материалы имеютТакже были применены с некоторым успехом. Несколько лабораторий показали, что посев decellularized человека, собак или свиные сосуды с аутологичных клеток при условии, биологический трансплантат которые сопротивлялись свертывания и гиперплазия интимы 17-19. Другие стратегии в тканевой инженерии сосудов включают белки внеклеточного матрикса на основе сосудистых трансплантатов например, посев клеток в фибрин геля 13 и генерации клеток листы без лесов поддержки 20, 21.

В настоящее время протокол демонстрирует дифференцировку человеческих PiPSC в функциональную эндотелиальных и гладкомышечных клеток, образование биореакторе, состоящей из decellularized помост сосуда питать функциональные производные PiPSC-сосудистых клеток и трансплантации тканей из инженерии сосудов в тяжелой комбинированным иммунодефицитом (SCID ) мышей. PiPSC являются оптимальным тип клеток для использования в тканевой инженерии трансплантатов сосудов, так как эти клетки не образуют опухолей у мышей или повысить этические иалло-иммунные реакции. Кроме того, мы показали, что стратегия для создания Пункты эндотелиальных клеток и Пункты-клеток гладких мышц является эффективным и воспроизводимым 10,11. После этого, мы разработали decellularized сосуд для посева PiPSC, полученных из клеток сосудов тесно имитируют матричные белки, которые существует в родной судна, тем самым повышая прививки и выживания эффективность. Кроме того, decellularization сосудов до посева PiPSC предотвращает возникновение воспалительных реакций, установленных по видам иммунных клеток, таких как макрофаги. Что еще более важно, этот протокол не только представляют собой методологию для создания перспективных сосудистых каналы для перевода на человека, но и дает ценные средства изучения и понимания молекулярных механизмов, которые регулируют регенерацию ткани сосудов через мышиных моделях.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Выполните все эксперименты на животных в соответствии с процедурами, утвержденными институциональной Комитета по уходу и применению лабораторных животных.

1. Подготовка питательных сред

  1. Сделать питательных сред для линии фибробластов человек CCL-153: F-12K Medium, 10% фетальной бычьей сыворотки (FBS) и 100 ед / мл пенициллина и стрептомицина.
  2. Сделать перепрограммирования носителя для генерации PiPSC: средний модифицированной орла Knockout Игла (DMEM), содержащей 20% Нокаут сыворотки замены, 0,1 мМ β-меркаптоэтанол, 0,1 мМ минимально необходимой среды (MEM) Non-незаменимые аминокислоты, 10 нг / мл основной фактор роста фибробластов 2 (bFGF-2) и 100 ед / мл пенициллина и стрептомицина. Добавить bFGF-2 свежемолотый каждый раз перед использованием средств массовой информации.
  3. Сделать среде для дифференцировки (DM), чтобы вызвать клетки гладкой мышцы (SMC) дифференциации: α-MEM среде, содержащей 10% FBS, 0,1 мМ β-меркаптоэтанола, 100 ед / мл пенициллина и стрептомицина и 25 нг / мл тромбоцитарный фактор роста(PDGF-ββ).
  4. Сделать дифференцировки эндотелия Медиа (ИС-ДМ), чтобы вызвать эндотелиальных клеток (EC) дифференциацию: роста эндотелия медиа-2 (EGM-2) носитель, содержащий 50 нг / мл фактор роста эндотелия сосудов (VEGF) и 100 ед / мл пенициллина и стрептомицина.

2. перепрограммировать фибробласты человека в частично-индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (PiPSC)

  1. Культура человеческого линия фибробластов CCL-153 на 0,04% раствор желатина колб с покрытием в культуральной среде.
  2. Прохождение клетки каждые 3 дня в соотношении 1: 6. Используйте клетки до прохождения 9 для оптимальной эффективности генерации PiPSC. Клетки готовы для трансфекции при достижении 80 - 90% слияния.
  3. Линеаризуем полицистронные плазмиды pCAG2LMKOSimO, содержащий 4 факторов перепрограммирования октамер-связывающий фактор транскрипции 4 (OCT4), SOX2, Kruppel-фактор 4 (KLF4) и C-MYC (pCAG-OSKM). Дайджест 5 мкг плазмидной 5 единицами PvuI рестриктазой в течение 3 ч при 37 ° С. Очищатьплазмиды с коммерческой комплект в соответствии с протоколом производителя.
  4. Трансфецировать 2 х 10 6 фибробластов человека с 4 мкг линеаризованной pCAG-OSKM плазмиды электропорации с человеком кожная фибробластов (NHDF) nucleofection комплект в соответствии с протоколом производителя. Аккуратно семян трансфекции клеток на предварительной 0.04% желатина покрытием T25 колбу, содержащую 5 мл подогретого перепрограммируя СМИ.
  5. После 24 ч, изменить среду с добавками 25 мкг / мл неомицина, чтобы выбрать чистый население трансфицированных клеток.
  6. Измените среднего каждый день до 4 дня.
    Примечание: Фибробласты человека стать PiPSC после 4 дней перепрограммирования.

3. Дифференциация PiPSC в эндотелиальных и гладкомышечных клетках

  1. Семя PiPSC на коллаген IV, предварительно покрытых блюд, содержащих ДМ в течение 4 дней, чтобы индуцировать дифференцировку в ГМК. Измените среднего каждый день до 4 дня.
  2. Семя PiPSC на коллаген IV, предварительно покрытых блюд сontaining эндотелиальных-DM в течение 6 дней, чтобы индуцировать дифференцировку в эндотелиальных клетках. Измените среднего каждый день до 6 суток.

4. Decellularized аорты трансплантата Подготовка

Примечание: Все растворы и оборудование должно быть стерильным.

  1. Жертвоприношение мыши путем смещения шейных позвонков и закрепить мышь в положении лежа на спине под микроскопом рассечение.
  2. Разрезать грудины и вокруг грудной клетки, чтобы открыть грудную полость. Удалить Сердце, легкие и пищевод, чтобы разоблачить аорты. Аккуратно снимите пригородных аорты жира щипцами.
  3. Вырезать аорты от переднего конца с ножницами и осторожно провести конец с тупыми щипцами. Снять аорты от позвоночного столба сзади тупым. Осторожно закройте все ветвления артерий от аорты путем лигирования с биполярным электрокоагулятора и резки от дальнем конце перевязки ножницами.
  4. Используйте 5 мл шприц для промывки аорты просвет с 3 мл солевого раствора, содержащего 100 U гепарина, чтобы предотвратить образование тромбов.
  5. Разрежьте задний конец аорты, прежде чем он отраслях в почечную. Сохранение целостности аорты очень важно в течение всей процедуры.
  6. Флеш аорты просвет 5 мл 0,075% додецилсульфата натрия (SDS) раствора, разведенного в физиологическом растворе с фосфатным буфером (PBS).
  7. Замочите грудной аорты в 0,075% раствора SDS в 10 см чашки Петри. Поместите чашку Петри на орбитальном шейкере в течение 2 ч при 150 оборотах в минуту при комнатной температуре.
  8. Промойте аорты просвет с 5 мл PBS.
  9. Замочите аорты в PBS в 10 см чашки Петри. Поместите чашку Петри на орбитальном шейкере в течение 2 ч при 150 оборотах в минуту при комнатной температуре. Обновить PBS через каждые 20 мин.
  10. Промойте аорты просвет с 5 мл PBS.
  11. Держите decellularized аорты трансплантата в PBS при 4 ° С в течение одной недели.

5. Двойной Посев PiPSC и биореактора кондиционирования

Примечание: Все решенияс и оборудование должно быть стерильным. Выполните все операции в капот культуры ткани.

  1. Соберите схему биореактор потока, как показано на рисунке 1. Подключите инкубационной камере, медиа резервуар, перистальтического насоса и камеру соблюдения с трубками. Минимальный объем среды, необходимых для обращения составляет 40 мл.
  2. Предварительным условием decellularized сосуд с питательной среды путем замачивания аорты в DM среды в 10 см чашки Петри. Поместите чашку Петри на орбитальном шейкере в течение 1 часа при 50 оборотах в минуту при комнатной температуре.
  3. Вставка 1 см длины нейлоновых труб (OD 0,9 мм, ID 0,75 мм) в обоих концах decellularized судна под микроскопом. Свяжите судна и трубы с 8-0 швами из шелка.
  4. Сборка decellularized аорты трансплантата в инкубационной камере при подключении нейлоновой трубки с впускным и выпускным портами (1/32 ") из труб стенки камеры. Поддержание инкубационной камере с 5mls среды каждый раз.
  5. Trypsinize PiPSC, добавив предварительно нагретойтрипсин, чтобы покрыть культуры блюдо и осторожно встряхните блюдо 10 раз. Откажитесь от трипсина и оставить блюдо в инкубаторе в течение 2 - 3 мин. Добавить подогретого культуральной среды в чашке и смешать среду с клетками.
  6. Количество количество клеток с помощью гемоцитометра. Центрифуга два аликвоты суспензии клеток, содержащих 5 × 10 5 клеток каждый в течение 5 мин при 300 х г. Аспирата супернатант полностью.
  7. После аспирации супернатант полностью, ресуспендируют осадок 1 из Пункты клеток гранул в 50 мкл DM. Внедрить эту клеточную суспензию в decellularized просвета сосуда.
  8. Затем ресуспендируют другой Пункты осадок клеток в 100 мкл Matrigel. Тщательно пипетки смесь на decellularized аорты трансплантата.
  9. Подождите 10 - 15 мин, пока смесь не превратится в состоянии гелеобразной и равномерно обтекает судна внешней поверхности. Заполните инкубационный камеру с DM.
  10. Поместите все биореактор установки в 5% CO 2 инкубаторе при 37 ° C, Вручную поверните decellularized привитые на 90 ° вокруг продольной оси каждые полчаса в первые 2 часа.
  11. Хранить статического культуру в течение 12 ч, чтобы позволить адгезию клеток.
  12. Доставка DM через просвет от перистальтического насоса индуцировать дифференцировку гладкой мышечной клетки. Начните начальную скорость потока на 5 мл / мин, а ступенчатое увеличение до 20 мл / мин в течение 24 часов.
  13. Держать скорость потока циркулирующего среде при 20 мл / мин в течение 24 ч.
  14. Остановка потока среды и перемещать биореактор установки из инкубатора.
  15. Re семян просвет трансплантата с PiPSC. Trypsinize, считать и центрифуга 1 х 10 6 PiPSC, как в шагах 5,5 - 5,6. Ресуспендируют клеток в 50 мкл EGM-2 среды, содержащей 50 нг / мл VEGF. Вводят смесь клеток в просвет трансплантата.
  16. Изменение среды в инкубационной камере и весь оборот в EGM-2 среды, содержащей 50 нг / мл VEGF, чтобы индуцировать дифференцировку эндотелиальных.
  17. Настройки Переместить обратно в го биореакторае-инкубатор. Вручную поверните привитые 90 ° через каждые 30 мин в первые 2 ч и затем сохранить статический культуру в течение 12 ч.
  18. Начните циркулирующего потока от 5 мл / мин, а ступенчатое увеличение до 35 мл / мин. Держите скорость потока на 35 мл / мин в течение 5 дней. Изменить циркуляции и камера среднего каждый день.
  19. Урожай инженерии трансплантата для дальнейшего пересаживания мыши.

6. Наращивание Двухместный семенами PiPSC трансплантат мышам

  1. Использование NOD.CB17-Prkdc SCID / NcrCrl самцов мышей в качестве получателей судно привитых. Всегда убедитесь, что у мышей около 10 недель, вес около 25 - 35 г, а в хороших условиях для здоровья.
  2. Обезболить получатель мышь путем введения комбинации Hypnorm (25 мг / кг) и Hypnovel (25 мг / кг) внутрибрюшинно. Применить вазелин глазной мази на глазах, чтобы предотвратить сухость в то время как под наркозом. Подтвердите эффективное обезболивание, гарантируя, что мыши имеют расслабленной мышцы и дышите устойчиво.
    1. Fix мыши в лежачем положении с его шеи бреют и расширен. Администрирование атропин сульфат (1,7 мг / кг) в сочетании с анестетики, чтобы гарантировать, что дыхательные пути мыши остается прозрачным.
  3. Подготовка срединный разрез от нижней челюсти к грудине мыши. Под микроскопом рассекает с 5 до 10-кратного увеличения, поднимите правую слюнных желез в сторону и снимите правую cleidomastoid мышцы, чтобы выставить правильный общей сонной артерии.
  4. Осторожно удалить прикрепленные тканей для мобилизации правой общей сонной артерии от дистального конца к проксимальному концу. Лигировать среднюю часть общей сонной артерии в два раза с 8-0 шелковой нити и рассекают между двумя связями.
  5. Пройдите через манжеты из автоклавируемом нейлоновой трубки в каждом конце сосуда и зафиксировать каждый конец с microhemostat зажимов.
  6. Удалить шовного связь на одном конце и наносить каплю гепарина (100 ЕД / мл). Сразу же после инвертирования дистальный конец гое артерии, чтобы покрыть все тело манжеты и закрепите перевернутый сосуд с 8-0 шелковой нити к манжете.
    1. Повторите ту же процедуру на другом участке артерии. Флеш артерии с физиологическим раствором, чтобы удалить сгустки крови.
  7. Имплантировать decellularized трансплантат сосуда между двумя концами сонной артерии, сдвинув decellularized концы судна над манжетами артерии и фиксации его с 8-0 швами из шелка. Удалить сосудистые зажимы из обоих концах прежде чем давать оценку пульсацию трансплантата.
  8. Положи правую слюнные железы вернуться к своей первоначальной позиции. Закройте кожу на операционном помещении с прерванного шва с помощью 6-0 полиглактин шов.
  9. Последовательно наблюдать жизненные признаки мыши после завершения процедуры, пока не возобновится сознание. Жертвоприношение мышей-реципиентов путем смещения шейных позвонков и урожай сосудов трансплантатов либо 24 ч или 3 недели спустя для дальнейшего анализа.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Успешно поколение PiPSC было подтверждено через 4 дня после nucleofecting фибробластов человека с линеаризованной pCAG2LMKOSimO плазмидой, несущей 4 транскрипционные факторы, OCT4, Sox2, KLF4 и с-Мус (OSKM). PiPSC отображается заметно явное фенотип по сравнению с фибробластами (рис 2А) и выразил 4 факторов перепрограммирования в мРНК (рис 2б) и белка (рис 2С) уровнях 10. Эффективность в PiPSC основе сосудистого трансплантата в значительной степени зависит от ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Текущий протокол указывает на звук, быстрый, простой, эффективный и воспроизводимый стратегию, при которой функциональные ткани разработаны суда могут быть получены с использованием PiPSC из фибробластов человека. Эта техника представляет собой ценный инструмент для регенеративной медицины, тканевой инженерии и потенциально конкретного пациента клеточной терапии в ближайшем будущем. Критические шаги, чтобы обеспечить эффективность протокола включают подготовку PiPSC, подготовка стерильных и полностью decellularized аорт...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не имеют противоречивые финансовые интересы.

Благодарности

Эта работа была поддержана Британским фондом сердца и Фондом Оука.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Фибробласты человека CCL-153ATCCCCL-153Пренатальные эмбриональные фибробласты человека
ATCC F-12K Medium (модификация Хейна F-12 Medium)ATCC30-2004
Фетальная бычья сывороткаATCC30-2020
Knockout DMEM среда, оптимизированная для эмбриональных стволовых клетокLife technologies (Gibco)12660-012
Нокаутирующие технологии замены сыворотки(Invitrogen)10828-028
Human Basic FGF-2 Miltenyi Biotech130-093-837
альфа-МЕМ средниетехнологии жизни (Invitrogen)32571093
Исследования PDGF человека D System120-HD-001
Раствор желатина 2%SigmaG1393
Плазмида 20866: pCAG2LMKOSimO (SOX2, OCT4, KLF4, C-MYC)Addgene20866
  Фермент рестрикции PvuINew England BiolabsRO150S
SureClean PlusBiolineBIO-37047
Nucelofection Kit (NHDF Kit)LONZAVPD-1001
NeomycinSIGMAG418
KL 1500 LCD, подсветка для стереомикроскопииSCHOTTKL 1500LCD Подсветка холодным светом для стереомикроскопии
Зум-стеромикроскоп Nikon SMZ800NikonSMZ800
Гепарин натриевая сольSigmaH3393
10% SDS Стоковый раствор Реагент по молекулярной биологииSevern BiotechCAS 151-21-3
Фосфат Дульбекко буферизованный физиологический растворSigmaD8537
Matrigel (10 мг/мл)BDA6661
Шейкер IKA Vibrax со встряхивающей платформой VX 7 Джепсон Болтон, Janke & KunkelS32-102
Masterflex L/S Цифровой привод насосаCole-ParmerWZ-07523-80
Masterflex L/S 6-канальная, 6-роликовая картриджная насосная головкаCole-ParmerEW-07519-15
Masterflex L/S большие картриджи для головки насосаCole-ParmerEW-07519-75
Masterflex трубка для насоса из платинового отверждения, L/S 14, 25 футовCole-Parmer WZ-96410-14Трубка проходит через перистальтический насос
с внутренним диаметром 0,5 мм, наружным диаметром 0,8 мм Силиконовая трубкаSILEXN/AТрубки соединяют инкубационную камеру, резервуар для среды и камеру соответствия 
Фитинг Переходник от 0,5 до 1,6, натуральный полипропилинIbidi10829Адаптер соединить над двумя типами трубок
1/32" Трубка, ID 0,01" (250&микро; m) Материал: PEEKLabSmithT-132-010PТрубка через стенку инкубационной камеры, которая соединяет привой с наружной трубкой
Цельные фитинги LabSmithT-132-100Закрепите вышеуказанные трубки через стенку инкубационной камеры
нейлоновыми трубками (наружный диаметр 0,9 мм, внутренний диаметр 0,75 мм).Трубки Smiths MedicalN/Aвставляются в два конца аортального трансплантата
NOD. CB17-Prkdcscid/NcrCrl мышьCharles River
Хирургические швы, 8-0  шелкETHICONW819
HypnormVetapharmVm21757/4000Нейролептанальгетик для применения у мышей
Hypnovel (Midazolam)Roche59467-70-8Индукция анестезии
Препарирующий микроскопCarl ZeissНейлоновая трубка Stemi 2000
Portex LTD800/200/100/2000,65 мм в диаметре и 1 мм в длину; для изготовления манжеты артерии
ЭлектрокоагуляторMartin SN 54.131Перевязка ветвей артерий на аорте
Биполярные микрокровосточные щипцыMartin80-91-12-04Фиксация концов сосудов
Расширитель сосудовS& Расширитель сосудов TJFX-7
S& Расширитель сосудов TJFL-3dZ
S& TD-5aZ
Mini аппликатор AESCULAPFE572K
Микро гемостаты зажимыAESCULAPFE720K
Хирургические шовные материалы, 6-0 VICRYLETHICONV489

Ссылки

  1. Kurobe, H., Maxfield, M. W., Breuer, C. K., Shinoka, T. Concise Review: Tissue-Engineered Vascular Grafts for Cardiac Surgery: Past, Present, and Future. Stem Cells Transl Med. 1 (7), 566-571 (2012).
  2. Jonas, R. A., Freed, M. D., Mayer, J. E. Jr Long-term follow-up of patients with synthetic right heart conduits. Circulation. 72, II77-II83 (1985).
  3. Heureux, N., et al. Technology insight: the evolution of tissue-engineered vascular grafts-from research to clinical practice. Nat Clin Pract Cardiovasc Med. 4, 389-395 (2007).
  4. Zhang, W. J., Liu, W., Cui, L., Cao, Y. Tissue engineering of blood vessel. J Cell Mol Med. 11, 945-957 (2007).
  5. Cearbhaill, E. D., et al. Response of mesenchymal stem cells to the biomechanical environment of the endothelium on a flexible tubular silicone substrate. Biomaterials. 29, 1610-1619 (2008).
  6. Gong, Z., Niklason, L. E. Small-diameter human vessel wall engineered from bone marrow-derived mesenchymal stem cells (hMSCs). FASEB J. 22, 1635-1648 (2008).
  7. Wong, M. M., et al. Over-expression of HSP47 augments mouse embryonic stem cell smooth muscle differentiation and chemotaxis. PLoS One. 9 (1), e86118(2014).
  8. Park, S. W., et al. Efficient differentiation of human pluripotent stem cells into functional CD34+ progenitor cells by combined modulation of the MEK/ERK and BMP4 signaling pathways. Blood. 116, 5762-5772 (2010).
  9. Samuel, R., et al. Generation of functionally competent and durable engineered blood vessels from human induced pluripotent stem cells. Proc Natl Acad Sci USA. 110, 12774-12779 (2013).
  10. Margariti, A., et al. Reprogramming of fibroblasts into endothelial cells capacble of angiogenesis and reendothelialization in tissue-engineered vessels. Proc Natl Acad Sci USA. 109, 13793-13798 (2012).
  11. Karamariti, E., et al. Smooth muscle cells differentiated from reprogrammed embryonic lung fibroblasts through DKK3 signaling are potent for tissue engineering of vascular grafts. Circ Res. 112, 1433-1443 (2013).
  12. Udelsman, B., et al. Development of an operator-independent method for seeding tissue-engineered vascular grafts. Tissue Eng Part C Methods. 17 (7), 731-736 (2011).
  13. Cearbhaill, E. D., Murphy, M., Barry, F., McHugh, P. E., Barron, V. Behavior of human mesenchymal stem cells in fibrin-based vascular tissue engineering constructs. Ann Biomed Eng. 38 (3), 649-657 (2010).
  14. Wong, M. M., et al. Macrophages control vascular stem/progenitor cell plasticity through tumor necrosis factor-α-mediated nuclear factor-κB activation. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 34 (3), 635-643 (2014).
  15. Wong, M. M., et al. Sirolimus stimulates vascular stem/progenitor cell migration and differentiation into smooth muscle cells via epidermal growth factor receptor/extracellular signal-regulated kinase/β-catenin signaling pathway. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 33 (10), 2397-2406 (2013).
  16. Lee, J., Cuddihy, M. J., Kotov, N. A. Three-dimensional cell culture matrices: State of the art. Tissue Eng Part B Rev. 14, 61-86 (2008).
  17. Hung, H. S., Hsu, S. H. Current Advances of stem cell-based approaches to tissue-engineering vascular grafts. OA Tissue Engineering. 1 (1), 2(2013).
  18. Quint, C., et al. Decellularized tissue-engineered blood vessel as an arterial conduit. Proc Natl Acad Sci USA. 108 (22), 9214-9219 (2011).
  19. Zhang, X., Xu, Y., Thomas, V., Bellis, S. L., Vohra, Y. K. Engineering an antiplatelet adhesion layer on an electrospun scaffold using porcine endothelial progenitor cells. J Biomed Mater Res A. 97 (2), 145-151 (2011).
  20. Hibino, N., et al. Evaluation of the use of an induced puripotent stem cell sheet for the construction of tissue-engineered vascular grafts. J Thorac Cardiovasc Surg. 143 (3), 696-703 (2012).
  21. Zhao, J., et al. A novel strategy to engineer small-diameter vascular grafts from marrow-derived mesenchymal stem cells. Artif Organs. 36 (1), 93-101 (2012).
  22. Tsai, T., et al. Contribution of stem cells to neointimal formation of decellularized vessel grafts in a novel mouse model. Am J Pathol. 181 (1), 362-373 (2012).
  23. Kasimir, M. T., et al. Comparison of different decellularization procedures of porcine heart valves. Int J Artif Organs. 26 (5), 421-427 (2003).
  24. Stephenson, E., et al. Derivation and propagation of human embryonic stem cell lines from frozen embryos in an animal product-free environment. Nature Protocols. 7, 1366-1381 (2012).
  25. Takahashi, K., Okita, K., Nakagawa, M., Yamanaka, S. Induction of pluripotent stem cells from fibroblast cultures. Nature Protocols. 2, 3081-3089 (2007).
  26. McCall, F. C., et al. Myocardial infarction and intramyocardial injection models in swine. Nature Protocols. 7, 1479-1496 (2012).
  27. Olausson, M., et al. Transplantation of an allogeneic vein bioengineered with autologous stem cells: a proof-of-concept study. Lancet. 380 (9838), 230-237 (2012).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Частично индуцированные плюрипотентные стволовые клеткидецеллюляризированные трансплантаты аортыконтур потока биореактораметод двойного посевапроцедура трансплантации мышидифференцировка эндотелиальных гладкомышечных клетоктерапия сердечно-сосудистых заболеванийподход регенеративной медицинымодель иммунодефицитной мыши
Генерация и прививка тканевой инженерии сосудов в мышиной модели
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.