Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Нейронной активности распространения в разложенном гиппокампа подготовки с проникающим Micro-электрода массив

8.2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/52601

⸱

27 марта 2015 г.

 ,  ,  , 
1Neural Engineering Center, Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Мы разработали развернутый гиппокамп в пробирке, которая сохраняет CA1-Ca3 массив нейронов. В сочетании с проникающим массива микро-электрода, нейронной активности можно наблюдать как в продольном, так и в поперечном направлениях. Этот способ обеспечивает преимущества по сравнению с гиппокампа препаратов срезов в распространение в целых гиппокампа могут быть записаны одновременно.

Аннотация

Этот протокол описывает способ получения нового препарата в пробирке с плоским гиппокампа в сочетании с микро-механической обработке массива для отображения нейронной активности в гиппокампе. Поперечный срез гиппокампа препарат является получение наиболее распространенным ткани гиппокампа для изучения электрофизиологии. Продольная гиппокампа ломтик был разработан для того, чтобы исследовать продольных связей в гиппокампе. В интактных гиппокампа мыши также могут быть сохранены в пробирке, поскольку его толщина позволяет адекватную диффузию кислорода. Тем не менее, эти три препарата не обеспечивают прямой доступ к нейронной распространения, так как некоторые из ткани либо отсутствует, либо сложить. Развернутая нетронутыми гиппокамп обеспечивает как поперечные и продольные связи в плоской конфигурации для прямого доступа к ткани для анализа в полной мере распространения сигнала в гиппокампе в пробирке. Для того, чтобы эффективно контролировать нейронную активность от ТОн клеточный слой, выполненный на заказ проникающего массив микро-электрода (PMEA) был изготовлен и наносили на развернутом гиппокампа. PMEA с 64 электродами 200 мкм в высоту может записывать нейронной активности в глубине гиппокампа мыши. Уникальное сочетание развернутой гиппокампа подготовки и PMEA обеспечивает новый инструмент в пробирке для изучения скорость и направление распространения нейронной активности в двумерных CA1-CA3 регионах гиппокампа с высоким отношением сигнала к шуму.

Введение

Понимание нервной проводимости или распространение нейронных сигналов имеет решающее значение для определения механизма нейронной связи как в нормальной функции и патологических состояний, в головном мозге 1-3. Гиппокамп является одним из наиболее широко изученных структур в головном мозге, так как он играет фундаментальную роль в различных функций мозга, таких как память и пространственное слежение и участвует в нескольких патологических изменений, которые существенно влияют поведение, а 1,6. Хотя, гиппокамп обладает сложной организацией, различные элементы его конструкции могут быть легко идентифицированы и доступны в подготовке среза 4-6. В поперечном направлении гиппокампе, нейронной активности, как известно, распространяются через три-синаптический пути, которые включают в зубчатой ​​извилине (ГД), CA3, CA1 andsubiculum 4,5. Считается, что синаптическая передача и аксонов проводимости играют важную роль для communicatiв этой поперечной схеме 4,6. Тем не менее, распространение сигнала нейронной происходит как в поперечном и продольном направлениях 4,6. Это означает, что гиппокамп не может быть полностью исследована с помощью препараты срезов, которые ограничивают наблюдение к определенному направлению распространения 4. Продольный срез был разработан, чтобы исследовать аксонов пути вдоль продольной оси 5. Исследователи наблюдали поведение конкретных гамма и тета-колебаний преимущественно вдоль поперечных и продольных осей соответственно 6. Такое поведение были изучены отдельно, но одновременный доступ к обоим направлениям имеет решающее значение для понимания такого поведения. Даже при развитии интактного препарата гиппокампа, трудно контролировать распространение на протяжении всего ткани за счет сложенного-структуры гиппокампа 4. Развернутая гиппокамп обеспечивает доступ к упакованных нейроновв виде плоской двумерной клеточного слоя 7,8.

По разворачивается зубчатой ​​извилине (DG) (рисунок 1), гиппокамп принимает уплощенную форму с прямоугольной конфигурации, в которой оба поперечных и продольных связей остаются нетронутыми с пирамидальной слоя клеток, расположенных в двумерной листа, содержащего как CA3 и CA1, оставляя плоскую часть нервной ткани, которые могут быть использованы для исследования нейронной распространение (рисунок 2) 8. Нейронной активности может контролироваться с отдельных стеклянных пипеток, микроэлектродов массивов, стимулирующих электродов, а также напряжения чувствительных красителей (VSD) 3,7,8. Кроме того, генетически кодируемых индикатор напряжения от трансгенных мышей могут быть использованы для отслеживания шаблон для размножения 9.

Плоская конфигурация разложенном гиппокампа сети хорошо подходит для оптической записи метода, но и для массива микроэлектродов. MOST из коммерчески доступных массивов изготавливаются с плоскими или низкопрофильных электродов и может записывать активность нейронов в обоих срезов тканей и культивируемых нейронов 10-12. Тем не менее, отношение сигнал-шум (ОСШ) уменьшается, когда сигналы получены из интактного ткани, так как сомы нейронов расположены глубже в ткани. Микроэлектродные электродов массивы с высокими пропорциями требуется, чтобы улучшить SNR.

С этой целью, проникая микроэлектрод массив (PMEA) была разработана в нашей лаборатории, а также предоставляет возможность непосредственно зонда в ткани, вставив 64 шипов с диаметром 20 мкм и высотой 200 мкм в развернутых гиппокампа 7,13 , Этот массив микроэлектродов имеет более высокий SNR по сравнению с изображениями чувствительной красителя напряжения и SNR остается стабильным во время эксперимента 7,13. Сочетание разложенном гиппокампа подготовки и PMEA обеспечивает новый способ инвестироватьIGATE нейронной распространении над двумерной плоскости. Эксперименты, использующие этот метод уже дали значительные результаты о механизмах распространения нервного сигнала в гиппокампе при этом нейронная активность может распространяться независимо от синаптических и электрических синапсов 7.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

ПРИМЕЧАНИЕ: Animal экспериментальные протоколы были рассмотрены и одобрены Комитетом по уходу и использованию Институциональная животного в университете. CD1 мышей обоего пола в возрасте от P10 до P20 используются в данном исследовании.

1. Решения для хирургии и экспериментальной записи

  1. Подготовка нормального искусственного спинномозговой жидкости (ACSF) буфера, содержащего (мМ): NaCl 124, KCl 3,75, KH 2 PO4 1,25, MgSO 4 2, NaHCO 3 26, декстроза 10, и CaCl 2 2. Эта нормальной ACSF для восстановления тканей после вскрытия, а также для стирки системы в начале эксперимента.
  2. Подготовка сахарозы ACSF, который используется во время гиппокампа вскрытия и содержит (мМ): Сахароза 220, KCl 2,95, NaH 2 PO 4 1,3, MgSO 4 2, NaHCO 3 26, декстроза 10, и CaCl 2 2. Для того, чтобы побудить эпилептиформная деятельность в неповрежденном гиппокампе тканевого препарата, добавить 4-аминопиридин (4-AP) к нормальной ACSF наконцентрация 100 мкМ.

2. Хирургические процедуры для неповрежденном гиппокампа подготовки

  1. Оставьте изофлурана (1 мл) в камере в нижней части сушильной печи стеклянную банку (№ 1 в конкретных материалов и оборудования) и использовать обычную бумажную салфетку, чтобы покрыть поверхность нижней ступени, так животное не войти в контакт с жидкость. Затем поместите CD1 мышь в банку и закройте крышку. Держите животное в закрытом кувшине около 1 мин до 2 мин. Когда частота дыхания составляет около одного в секунду, удалить мышь из банки.
  2. Наведите на сцене хирургии и обезглавить с подходящим ножницами. Сразу же после обезглавливания, поместите голову в ледяную (3-4 ° С), кислородом сахарозы ACSF около 30 сек.
  3. Используйте тонких ножниц (№ 5 в конкретных материалов и оборудования), чтобы удалить кожу на верхней части черепа и сократить череп вдоль средней линии головы, а также на двух концах рядом с темпомRAL доле. Используйте пинцет (№ 6 в конкретных материалов и оборудования) для того чтобы слезть вырезать череп к каждой стороне головы, чтобы выставить на мозг.
  4. Вставьте микро лаборатории шпателем (№ 8 в конкретных материалов и оборудования) в зазор между теменной долей мозга и черепа, чтобы тщательно очистить мозг от нижней части черепа, а затем перетащите его на подготовленный ледяной (3 -4 ° C) Хирургический этап покрыты влажной фильтровальной бумаги (№ 2 в конкретных материалов и оборудования). Удалить мозжечок с охлажденного льдом лезвия и разделить два полушария за счет сокращения средней линии мозга. Затем поместите два разделенных полушарий в стакан, наполненный ледяной сахарозы ACSF продувают 95% O 2/5% CO 2.
  5. Возьмите одну половину полушария и место на сцене фильтровальной бумаги ледяной. Поместите регулярные Бумажные полотенца или фильтровальной бумаги вокруг мозга, чтобы сосать дополнительную решения. Используйте две пожарные-полированного стекла пипеток инструменты (№ 10 в материалах иОборудование), чтобы отделить кору от остальной части центральной части головного мозга.
  6. После гиппокамп подвергается изнутри коры и поставить на ледяной сцене, поместите два или три капли ледяной сахарозы ACSF на ткань, а затем удалить лишние раствора вокруг гиппокампа. Разрежьте связи с коры на двух концах гиппокампа. Затем, рассекают гиппокамп из мозга с огнем полированного стекла инструментов и снимите оставшуюся часть мозга.
  7. Разделить всю гиппокамп с его Alveus стороной вверх и гиппокампа борозда вниз. Быстро падает два или три капли ледяной сахарозы ACSF на ткани снова и удалить лишнюю раствор вокруг ткани использованием кусок бумажным полотенцем. Используйте пожарной полированное стекло инструмент, чтобы перевернуть весь гиппокамп, чтобы разоблачить борозды (рис 1B, C).
  8. Под нормальной оптического микроскопа, вставьте на заказ стеклянные игольчатые (№ 11 в конкретных материаALS и оборудование) в один конец борозды и сократить соединения волокна, из зубчатой ​​извилины (ГД), чтобы Основание гиппокампа или области СА1, вдоль направления борозды (рис 1С). Нанесите ледяной клинок, чтобы урезать перегородки и временные концы гиппокампе, если это необходимо. Вставьте ковка проволочную петлю (№ 12 в конкретных материалов и оборудования) в вырез борозды и потяните за DG от ткани, держа конец Основание гиппокампа / CA1 гиппокампа в результате пожара полированного стекла инструмента (рис 1D) ,
  9. После разворачивается процедуру, описанную выше, добавить еще два или три капли ледяной сахарозы ACSF на ткани и удалить лишнюю раствора вокруг ткани. Затем, обрезать развернутый гиппокамп с ледяной лезвия по краям (рис 1E) и поместите подготовку шпателем в восстанавливающейся камере, заполненной нормальной ACSF и ыми с 95% O 2/5% CO 2 при комнатной температуре (около 25 ° С). Оставлятьразвернутая гиппокамп ткани для восстановления около 1 часа до размещения его в записи камеры.
  10. Возьмите другое полушарие мозга и использовать его, чтобы пройти через этапы от 2,5 до 2,9. Как правило, занимает около 1 до 2 минут, чтобы закончить всю процедуру, чтобы развернуть единую гиппокамп и падение ледяной сахарозы ACSF постоянно держать ткань кислородом и увлажненной.

Настройка 3. Экспериментальная система

  1. Клей на заказ, изготовленный РМЕА на Pin Grid Array (PGA) пакета и использовать микро проводного соединения для подключения каждого площадку из одного микроэлектродом на площадку штифта на упаковке (рис 3б). Затем вставьте пакет в гнездо на заказ плате 13.
  2. Индивидуально подключения каждого микроэлектрода его фильтров с полосовой частоты среза от 1 Гц до 4 кГц и усилителей с коэффициентом усиления 100 на заказ сделал плате 13. Оцифровка аналогового выхода из печатной платы с помощью A / D CONVerting систему, а принимать и хранить данные на компьютере.
  3. Клей на заказ пластиковую камеру для записи вокруг массива с впускным и выпускным шлангом для потока раствора (рис 4а). Использование по меньшей мере, две бутылки, чтобы различные решения в системе, а также участвовать и контролировать выходной трубопровод из бутылок по три-клапана. Подключите выход три-клапан к системе трубопроводов с капельницами камеры, которая направляет решение в записи камеры.
  4. Между три-клапана и входом записи камеры, добавить электрический нагреватель для нагревания раствора до контролируемой температуре (35 ° C) до того, как раствор направляется в камеру записи. Прикрепите выход из записи камеры в вакуумную трубку, чтобы собрать раствор в вакуумной трубки, подключенного колбу. Не заменяю какого-либо решения в любом эксперименте в данном исследовании.

4. Размещение разложенном гиппокампа на PMEA Для записи нейронной активности

  1. Чтобы подготовить экспериментальную установку, заполните одну бутылку с нормальным ACSF и еще одну бутылку с 4-AP ACSF. В обоих бутылок, пузырьков 95% O 2/5% CO 2 с самого начала каждого эксперимента. Использование соединителя три-клапана, чтобы управлять, какое решение будет выбран в ходе эксперимента. Подключение вакуумную трубку на выходе из камеры для перекачки раствора в пылесборнике. Нагреть трубопровода перед подачей его в камеру записи и сохранить решение на контролируемом уровне температуры (35 ° C).
  2. Когда на входе и выходе из записи камеры закрыты, использовать на заказ стекло пипетки пипетки перенести и поставить развернутый гиппокамп в записи камеры. Под микроскопом, поместите развернутую гиппокамп с помощью регулярного небольшой кисти, а ткань, плавающие в растворе. Поставьте развернутый гиппокамп с его Alveus стороной вниз, Ca3 область указывая прочь, и CA1 поля, направленного в сторону исследователя.
  3. Осторожно отсасывают раствор в камере с помощью вакуумного пипетки от кромки камеры записи, чтобы понизить уровень раствора в камере до тех пор, пока сушат и ткань опускают на массиве. Затем осторожно поместить на заказ ткани якорь (рис 4) (№ 14 в конкретных материалов и оборудования) на верхней части ткани, чтобы держать развернутую гиппокамп на массив. Положите несколько капель раствора в записи камеры, чтобы пополнить его, и постепенно открыть вход и выход для регулировки расхода около двух капель в секунду в IV капельнице.
  4. Инкубируйте ткани в записи камеры с нормальной ACSF в течение приблизительно 1 мин, чтобы восстановить, а затем переключить подачу раствора до 4-AP, растворенного ACSF и регулировать расход должным образом. Инкубируйте ткани в 4-AP, растворенного ACSF в течение приблизительно от 5 до 10 мин, а затем исследователь может запустить программное обеспечение для записи сигнала, когда появляется спонтанной активности.

5. СнятиеТкань из PMEA после эксперимента

  1. Управление ткани якорем микроманипулятор и постепенно поднять ткани, из записи камеры. Выключите впускного и выпускного отверстия, чтобы остановить поток в записи камеры. Камера Запись должна быть полной раствором или добавить несколько капель раствора, чтобы заполнить камеру, если камера Запись не является полной.
  2. Используйте маленькую кисть, чтобы поднять каждый угол ткани. Если ткань не плавает в растворе, а затем использовать вакуумную трубку, чтобы высохнуть камеру осторожно ткани по-прежнему сидит на массиве. Затем осторожно открыть отверстие постепенно пополнить камеру и закрыли отверстие, чтобы остановить поток, когда камера записи заполнена. Нанесите небольшое кисть, чтобы поднять каждый угол ткани снова.
  3. Повторите шаг 5,2 до ткани отделяется от массива и плавающий в растворе. Если ткань плавает в растворе, а затем использовать вакуумную трубку, чтобы сосать ткани от отеля. Открыть тон течь на входе и открыть вакуум в розетку. Вымойте систему дистиллированной водой и высушить его.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Данные, показанные на чертежах здесь были записаны в разложенном подготовки гиппокампа с 4-AP (100 мкМ), добавленного во ACSF инкубации ткани в записи камеры при комнатной температуре (25 ° C). Обычно деятельность начинается в течение 5 мин, но в некоторых гиппокампа ткани от старых животных это может занять больше времени. 4-АР-индуцированной нейронов обжига наблюдали с PMEA так же, как сообщалось ранее 14,15. Поскольку электроды имеют высоту 200 мкм, электродные наконечники расположены чуть ниже слоя клеток...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Развитие разложенном подготовки гиппокампе, где продольные и поперечные оси гиппокампа сохраняются в комбинации с проникающим массива микроэлектродов, представляет собой мощный инструмент для исследования соединений анатомии или нервных распространение в гиппокампе 7. Это разворачивается процедура также применима для изучения гиппокампа у взрослых мышей. Недавние исследования с этим препаратом показал, что 4-AP-индуцированной эпилептиформная активность может распространяться с диагональю волнового фронта по в...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана грантом Национального института здравоохранения (Национальный институт неврологических расстройств и инсульта) 1R01NS060757-01 и кафедрой Э.Л. Линдсета Доминика М. Дюрана. Мы благодарим лабораторию доктора Эндрю М. Роллинса за помощь в проведении ОКТ-визуализации.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Банка с эксикаторомLABRECYCLERS Inc.5410Положите на дно банки обычные бумажные полотенца для использования анестезии животных.
Лезвие и изготовленный на заказ хирургический стол для развертывания гиппокампаН/ДН/ДЧашка Петри помещается вверх ногами (в центре) в лед, а сверху на нее положена влажная фильтровальная бумага.
Изготовленная на заказ камера для восстановления тканейН/ДН/ДПластиковые трубки были склеены пластиковой сеткой на дне и пузырчатся с 95% O2 / 5% CO2 в aCSF.
Прямая эксплуатация  НожницыFisher ScientificS17336B                                                                                      Инструменты Medco No: 81995 Эти ножницы используются для того, чтобы    обезглавить мышей.
Integra Miltex Goldman-Fox  НожницыFisher Scientific12-460-517                                              МИЛТЕКС ИНК                                                    No:5-SC-320Эти ножницы используются для разрезания черепа мышей.
Miltex
Щипцы для гистерэктомии		Claflin Медицинское оборудованиеCESS-722033-00001Этот щипец используется для отслаивания разрезанного черепа, чтобы обнажить мозг
МикрошпательCardinal HealthЭтот микрошпатель используется для перевода всего мозга полусферы в камеру для лечения.
Полумикрошпатель из нержавеющей стали Frey ScientificCardinal Healthэтот полумикрошпатель используется для перевода развернутого гиппокампа в глюкозу aCSF в камере восстановления.
маленькая кисть для рисованияLowe'stem #:  105657                                  Модель #:  90219Тот, у которого самый маленький размер в обычной упаковке кисти для малярной кисти
отполированного огня Н/Д Н/ДЭтот инструмент был отполирован огнем и изготовлен из обычных стеклянных пипеток Пастера.
Изготовленная на заказ стеклянная иглаН/ДН/ДЭтот инструмент был отполирован огнем и изготовлен из обычных стеклянных пипеток Пастера.
Изготовленный на заказ стеклянный инструмент с петлей из металлической проволокиН/Д/ДЭтот инструмент был отполирован огнем и изготовлен из обычных стеклянных пипеток Пастера с измененной формой петли из металлической проволоки.
Изготовленная на заказ пипетка для стеклянного раствораН/ДН/ДЭтот инструмент был изготовлен из обычных стеклянных пипеток Пастера с вырезанными кончиками и резиновой головкой, прикрепленной к отрезанному концу.
Изготовленный на заказ тканевый анкерН/ДН/ДСетка из нейлонового волокна была приклеена на изолированное кольцо из медной проволоки. Тканевый якорь удерживался микроманипулятором.
Изготовленная по индивидуальному заказу микроэлектродная матрицан/д/дБолее подробную информацию о матрице см. в  Kibler, et al, 2011. 
Индивидуальные схемы фильтров и усилителей для массиваН/Д/ДБолее подробно о массиве обращайтесь к  Kibler, et al, 2011. 
Процессор сбора данных 3400aMicrostar LaboratoriesN/AЭто комплексная система сбора данных с АЦП
Инструмент помощи из Н н Н.

Ссылки

  1. Richardson, K. A., Schiff, S. J., Gluckman, B. J. Control of traveling waves in the Mammalian cortex. Phys Rev Lett. 94 (2), 028103-028112 (2005).
  2. Luhmann, H. J., Dzhala, V. I., Ben-Ari, Y. Generation and propagation of 4-AP-induced epileptiform activity in neonatal intact limbic structures in vitro. Eur J Neurosci. 12 (8), 2757-2768 (2000).
  3. Grinvald, A., Manker, A., Segal, M. Visualization of the spread of electrical activity in rat hippocampal slices by voltage-sensitive optical probes. J Physiol. 333, 269-291 (1982).
  4. Gloveli, T., et al. Orthogonal arrangement of rhythm-generating microcircuits in the hippocampus. Proc Natl Acad Sci USA. 102 (37), 13295-13300 (2005).
  5. Amaral, D. G., Witter, M. P. The three-dimensional organization of the hippocampal formation: a review of anatomical data. Neuroscience. 31 (3), 571-591 (1989).
  6. Albani, S. H., McHail, D. G., Dumas, T. C. Developmental studies of the hippocampus and hippocampal-dependent behaviors: insights from interdisciplinary studies and tips for new investigators. Neurosci Biobehav Rev. 43, 183-190 (2014).
  7. Zhang, M., et al. Propagation of Epileptiform Activity Can Be Independent of Synaptic Transmission, Gap Junctions, or Diffusion and Is Consistent with Electrical Field Transmission. J Neurosci. 34 (4), 1409-1419 (2014).
  8. Kibler, A. B., Durand, D. M. Orthogonal wave propagation of epileptiform activity in the planar mouse hippocampus in vitro. Epilepsia. 52 (9), 1590-1600 (2011).
  9. Wang, D., McMahon, S., Zhang, Z., Jackson, M. B. Hybrid voltage sensor imaging of electrical activity from neurons in hippocampal slices from transgenic mice. J Neurophysiol. 108 (11), 3147-3160 (2012).
  10. Wingenfeld, K., Wolf, O. T. Stress , memory, the hippocampus. Front Neurol Neurosci. 34, 109-121 (2014).
  11. Liu, J. S., et al. Spatiotemporal dynamics of high-K+-induced epileptiform discharges in hippocampal slice and the effects of valproate. Neurosci Bull. 29 (1), 28-36 (2013).
  12. Oka, H., Shimono, K., Ogawa, R., Sugihara, H., Taketani, M. A new planar multielectrode array for extracellular recording: application to hippocampal acute slice. J Neurosci Methods. 93, 61-68 (1999).
  13. Kibler, A. B., Jamieson, B. G., Durand, D. M. A high aspect ratio microelectrode array for mapping neural activity in vitro. J Neurosci Methods. 204 (2), 296-305 (2012).
  14. Schechter, L. E. The potassium channel blockers 4-aminopyridine and tetraethylammonium increase the spontaneous basal release of [3H]5-hydroxytryptamine in rat hippocampal slices. J Pharmacol Exp Ther. 282 (1), 262-270 (1997).
  15. Perreault, P., Avoli, M. 4-aminopyridine-induced epileptiform activity and a GABA-mediated long-lasting depolarization in the rat hippocampus. J Neurosci. 12 (1), 104-115 (1992).
  16. Chesnut, T. J., Swann, J. W. Epileptiform activity induced by 4-aminopyridine in immature hippocampus. Epilepsy Res. 2 (3), 187-195 (1988).
  17. Nam, Y., Wheeler, B. C. In Vitro Microelectrode Array Technology and Neural Recordings. Crit Rev Biomed Eng. 39 (1), 45-62 (2011).
  18. Gonzalez-Sulser, A., et al. Hippocampal neuron firing and local field potentials in the in vitro 4-aminopyridine epilepsy model. J Neurophysiol. 108 (9), 2568-2580 (2012).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Нейронной активности распространения в разложенном гиппокампа подготовки с проникающим Micro-электрода массив
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.