Этот протокол представляет собой метод создания большого односторонний краниотомия над височной и теменной областей коры головного мозга мыши. Это особенно полезно для реального времени визуализации более экспансивной области коркового полушария.
Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.
Методическая статья
A Большой процедура Боковой Краниотомии для мезомасштабного широкоугольных оптического Визуализация активности мозга
* These authors contributed equally
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
Краниотомия - это обычно выполняемая процедура, при которой мозг подвергается экспериментам in vivo . В исследованиях мыши большинство лабораторий используют небольшую краниотомию, обычно 3 мм x 3 мм. Этот протокол вводит метод создания значительно большего 7 мм х 6 мм краниального окна, обнажающего большую часть полушария головного мозга над височной и теменной корой ( например, bregma 2,5-4,5 мм, боковые 0-6 мм). Чтобы выполнить эту операцию, голова должна быть наклонена приблизительно на 30 °, и большая часть височной мышцы должна быть втянута. Из-за большого количества удаления кости эта процедура предназначена только для острых экспериментов с животными, которых анестезировали во время операции и эксперимента.
Главным преимуществом этого инновационного большого бокового краниального окна является одновременный доступ как к медиальной, так и к боковым областям коры. Это большое одностороннее краниальное окно может быть использовано для изучения нейронной динамики между клетками,а также между различными областями коры путем объединения нескольких электродов электрофизиологических записей, визуализации нейронной активности (например, внутреннее или внешнее изображения), и оптогенетики стимуляции. Кроме того, эта большая краниотомия также предоставляет большую площадь корковых кровеносных сосудов, что позволяет для прямого манипулирования бокового корковых сосудистой сети.
Введение
Краниотомию является стандартной процедурой используется неврологами, чтобы показать часть мозга. Испокон электрофизиологии, трепанация позволила беспрецедентным прорывы в области нейробиологии. Плотные картирование коры головного мозга с электродами приводят к экспериментам для проверки гипотез и теорий, основанных на этих картах. Недавно мы вступили в новую эру , где краниотомия утилизируется для получения изображения в естественных условиях коркового кровотока 1, 2, 3 и сосудисто архитектуры 4, что позволяет в реальном времени визуализации корковой активности в открытых участках 5, 6, 7. Хотя многие исследования используют краниотомии в сочетании с методами оптической визуализации в естественных условиях для изучения структуры и функции корковых нейронов, глии и кора8 , 9 дальнейшие исследования ограничены небольшими участками открытой коры (см. 10 ).
Цель этого протокола заключается в том, чтобы предоставить способ создания крупной боковой краниотомии, подвергая кору головного мозга от средней линии до кости чешуи и выходящей за пределы брегмы и лямбды. Эта крупная краниотомия позволяет одновременно наблюдать коры ассоциации (ретросплениальный, поясной и париетальный), первичный и вторичный мотор, соматосенсорный, зрительный и слуховой коры. Этот метод ранее был связан с чувствительным к напряжению изображением красителя (VSDI), чтобы исследовать, как несколько областей коры взаимодействуют друг с другом во время спонтанной и индуцированной стимулом кортикальной активности 5 , 11 , 12 . Наиболее сложными аспектами этой процедуры являются позиционирование головыживотное, фиксируя пластины головки, и избегая кровоизлияние при отделении височной мышцы от теменной кости. Кроме того, следует принимать во время процессов бурения и удаления черепа как кривые черепов под косым углом.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Протокол
Следующий протокол следует Университет Летбридж животных комитета Care (ACC) руководящих принципов, и проводится в соответствии со стандартами Канадского совета по уходу за животными (ССАС).
1. Подготовка
- Для длительных периодов исследования, автоклав всех открытых хирургических материалов и обеспечить стерильность сохраняется в течение операции. Если несколько операций требуется, автоклавный между операциями.
- Убедитесь, что есть много буфера мозга на руках (по крайней мере, 50 мл). Раствор состоит из 134 мМ хлорида натрия, 5,4 мМ калиев, 1 мМ гексагидрата хлорида магния, дигидрата хлорида кальция 1,8 мМ и 5 мМ HEPES натрия, рН 7,4 сбалансированного с хлористыми 5 М водорода.
- Поместите мышь в индукционной камере и анестезию с 3 - 4% изофлураном. Следуйте с 1,0 - 2,0% изофлураном для поддержания во время операции. Дальнейшее сокращение до минимального 0,4 - 0,8% во время формирования изображенияS = "xref"> 5 , 13 , 14 , 15 , при условии поддержания надлежащей анестезии. Эти низкие уровни анестезии требуют бдительного и частого наблюдения за мышью (примерно каждые 5 минут), чтобы убедиться, что она остается изофлексической к болевым стимулам.
ПРИМЕЧАНИЕ: Обезвоживание может стать проблематичным из-за высокого отношения поверхности к объему мыши и усугубляется длительным использованием изофлурана.- Используйте подкожные инъекции физиологического раствора, 0,1 мл на 10 г веса тела, каждые 1 - 2 часа. При достаточной гидратации мышь будет мочиться один раз каждые 1-2 часа.
- Внимательно контролируйте мышь, чтобы обеспечить постоянную анестезию во время операции и визуализации. Не оставляйте мышь без присмотра и следите за тем, чтобы она никогда не пришла в сознание.
- Перенесите обезболиваемую мышь в подставку держателя и установите на терморегулирующую грелку, установленную на 37 ° C. Закрепите верхнюю тройкуч в держателе зубов.
- Поворот головы мыши в направлении влево примерно на 30 ° , чтобы выставить правую боковую сторону головы и зафиксировать голову мыши с тупым концом стержней уха (Фигура 1А).
- Применение глазной мази для предотвращения высыхания роговицы.
- Для уменьшения отека мозга, инъекция дексаметазона (4 мг / кг) внутримышечно.
- Протрите кожу над хирургической областью с ватным тампоном, смоченным в 4% хлоргексидине (3 раза) и 70% -ный этанола (3 раза). Используйте каждый ватный тампон только один раз.
- Донские хирургические перчатки и покрывают животное с клейкой полиэтиленовой пленкой. Обеспечить местную анестезию путем инъекции лидокаина (8 - 10 мг / кг; 2% эпинефрина) подкожно через сайт краниотомии. Подождите 3 - 5 мин для лекарственного средства, чтобы быть поглощенными в ткань.
2. Удаление кожи и втягивание мышц от черепа
- Выполните почти все эти процедуры при просмотре черепа в аРассекающий микроскоп ( например, мощность 0,7-4,5 раз, в зависимости от ситуации).
- Поднимите кожу на 1 мм слева от срединной линии (сразу за ухом) щипцами и сделайте небольшой горизонтальный разрез хирургическими ножницами.
- Сделайте боковой разрез 5-6 мм к правому уху, а затем разрежьте к ростральному концу головы.
- При начальной точке разреза вставьте ножницы и отрежьте 10 мм рострально.
- Обрежьте кожу вокруг правого уха и возле правого глаза, чтобы обнажить правую сторону черепа и височную мышцу. Убедитесь, что самая широкая часть открытой области не менее 7 мм. Обрезайте кожу дальше, если хирургическая область должна быть расширена.
- Закрепите кожу вокруг надреза, поместив несколько капель бутилцианоакрилатного клея между черепом и кожей. Обеспечьте, чтобы ткань была предварительно высушена с помощью аппликаторов с хлопчатобумажным покрытием или прокатанных тканей, чтобы повысить эффективность клея.
- Используя ватный тампон, протрите поверхностьчерепа в круговом движении, чтобы удалить из надкостницы черепа. Убедитесь в том, что никто не остается на полностью высушивание черепа.
- Используя пружинные ножницы и пинцет, отделить от височной мышцы черепа; вырезать и не втягивать мышцы в поперечном направлении до достижения чешуйчатой кости (рис 1C). Проявляйте особую осторожность, чтобы не повредить поверхностную височную вену, которая проходит вдоль уровня чешуйчатой кости вблизи глаза, в противном случае может произойти кровоизлияние.
- Контроль кровотечение с гелем пены предварительно замачивали в буфере мозга. Для серьезных кровотечений использовать тепло cauterizer. Отбросьте бутиловый цианакрилатный клей на участки кровотечения после обработки с тепловым cauterizer. Убедитесь, что область сушат заранее с помощью хлопка наконечником аппликаторы или свернутые ткани, чтобы повысить эффективность клея.
3. Краниотомия
Примечание: Хирург должен оставаться прилежным во время удаления черепа иТвердые, чтобы избежать ненужных осложнений. Действия по устранению неполадок включены должны возникнуть осложнения.
- Отметьте расположение темени либо с тонким кончиком маркера или вырезать небольшой треугольный кусок ленты и указать угол на темени (Рисунок 2A) , чтобы ориентировать основные области мозга.
- До крепления головки пластины убедитесь, что череп полностью высохнет. Черепа быстро высохнуть на воздухе после нанесения пены гель замачивают в буфере мозга, если больше сушки необходимо, использовать ватные тампоны наконечник. Этот шаг является решающим для головы пластины фиксации (Фиг.).
Примечание: Если есть надкостницы слева на черепе, или если череп не сухой перед склеиванием на верхней плите, она, вероятно, будет отделяться. Если это произойдет, аккуратно удалите голову пластину и начать все сначала. Кровотечение может произойти в ходе этого процесса; позволяют несколько минут для того, чтобы свернуться, а затем аккуратно удалить. Этот процесс не рекомендуется повторять более чем в два раза. <литий> Применить Этилцианакрилат клей вокруг нижней кромки пластины головки 16, и склеить пластины головки над краниотомией области (рис 1D и фиг.2). - Заполните отверстие пространства между черепом и траверсой с зубными цемента оставляя только область краниотомии воздействию. Дождитесь зубного цемента , чтобы высушить и затвердевают, обычно 5 - 10 мин (рис 2В).
- После того, как цемент установлен, на короткое время заполнения скважины с буфером мозга и позволяют впитаться в течение 3 - 5 мин. Используйте свернутую ткань для удаления буфера мозга перед бурением (фиг.2с).
- Outline хирургической области, слегка забив поверхность черепа с бормашиной. Используйте дрель (пневматический набор максимум до 20 PSI), с FG ¼ заусенцев, и управляется с помощью переменной скорости педали ноги.
- Аккуратно проследить сверло по исходному скоринг углубить его, еnsuring сверла не проникает через череп в мозг (рис 2D). Сменяться каждые несколько минут между бурением и вытирать поверхность черепа с увлажненными рулонными тканями. Это позволит уменьшить нагрев и сушку черепа от механического трения и длительной экспозиции.
Примечание: Череп быстро высохнуть на воздухе после нанесения пены влажного геля. Если больше сушки необходима, используйте ватные тампоны наконечника.
Внимание: Череп неравномерно по толщине. Например, теменной-временный хребет является самой толстой областью, в то время как череп области вблизи средней линии и чешуйчатые ориентиры являются относительно тонких. - Во время бурения, периодически проверять наличие продольного изгиба черепа, слегка нажав на него пинцетом или бурового долота без движущейся. Когда кость начинает пряжку, прекратить бурение и погрузить все окно в буфере мозга.
Примечание: Если кровь устремляется из области, то можно предположить, что Твердый было повреждено. Если это так, то место СЭМя мокрый гель пена над районом и попытаться впитать кровь, мягко применяя давление на пену геля с хлопком наконечником тампоном. - Подождите, по крайней мере, 5 минут перед удалением черепа, чтобы смягчить кости и уменьшить вероятность твердой мозговой оболочки, торчащие к кости, что делает процесс удаления черепа легче.
- Выполните процесс удаления черепа, а череп погружают в буфере мозга.
Примечание: Если часть черепа остается упорно прилагается, скальпель лезвие # 11 может быть использовано, чтобы аккуратно забить череп. Проявляйте особую осторожность, чтобы не проколоть лезвие через череп и в мозг. - Начиная от переднего края, аккуратно приподнимите свободный череп с твердой мозговой оболочки с помощью щипцов.
Примечание: Если небольшое количество кровотечения возникает в процессе удаления черепа, удалить буфер с передачей пипеткой или шприцем, а затем заменить новый буфер. - После того, как кость свободно и «плавающий» на ТМО, крепко возьмитесь за кость с пинцетом и приподнять кость отТвердой мозговой оболочки. Убедитесь, что кость никогда не проникает в мозг.
- Для контроля кровотечения поверните уголок ткани в точку и удалите большую часть буфера из краниальной лунки. Быстро нанесите гель-пену, предварительно пропитанную в буфере, в область кровоточивости, добавляя очень легкое давление с помощью тампона с хлопковым кончиком.
ПРИМЕЧАНИЕ. Кровотечение обычно происходит от края кости или поверхности твердой мозговой оболочки; Оба случая нормальные и кровотечение быстро прекратится, если не повреждены крупные кровеносные сосуды. Если кровотечение продолжается, кровь может заполнить все окно, образуя сгусток над областью визуализации.- Чтобы удалить лист сгустка, аккуратно возьмите куски свернувшейся крови из области визуализации, оставляя сгусток крови неповрежденным вокруг источника разрыва кровеносного сосуда. Старайтесь не удалять сгусток крови из источника кровотока, так как это может привести к еще большей кровопотере. Орошайте поверхность мозга буфером мозга, чтобы смыть любую кровь.
- Будьте осторожны, чтобы не касатьсятонкая ткань мозга или добавление инородного материала в мозг; повторить , пока кровотечение не остановилось, приблизительно в течение 2 - 5 мин (рис 2Е).
Примечание: На данный момент, трепанация готова к подготовке черепного окна (см шага 5). При необходимости удалить твердую мозговую оболочку, прежде чем имплантировать черепной окно (см шаг 4).
4. Dura Удаление
Примечание: удаление Dura требует крайней осторожности и может принять в течение 15 мин.
- Нарисуйте излишки буфера от трепанации. При сохранении влажную поверхность, возьмите небольшой кусочек твердой мозговой оболочки с пинцетом и аккуратно разорвать твердую мозговую оболочку.
- Используйте пинцет и пружинные ножницы, чтобы осторожно оторвать и отрезать твердую мозговую оболочку.
- Отбросьте больше буфера мозга на поверхности мозга, чтобы плавать и твердую мозговую оболочку помочь ему отделить от мозга. Продолжайте, пока все Твердое не будет удален из черепного сайта окна. При правильном выполнении мозг будет казаться очень чистым с отчетливым блOOD сосуды и никаких пятен (сравните рис 2E с 2F).
Внимание: Некоторые области ТМО прикреплены к малому артериолу на поверхности мозга (например, вблизи средней линии ближайшего к ассоциативной области теменной), и удаление таких может привести к разрыву артериола. В таких случаях может быть лучше оставить небольшой кусочек ТМО неповрежденной поверх артериол. ВСД не может проникнуть в эту небольшую область, но это предпочтительно, имеющий главное кровотечение. - Закрепить поверхность мозга в агарозе, как можно скорее, чтобы минимизировать движение от пульсации и предотвратить дальнейший отек (см шаг 5).
5. Подготовка Черепного Окна
- Спрей покровного стекла с 70% -ным этанолом и использовать воздушный баллон, чтобы мягко сухой. Убедитесь, что стекло является абсолютно чистым, без пятен или пыль настоящего времени.
- Подготовьте 1,3% агарозы нагревания 200 мг агарозного порошка, растворенных в 15 мл буфера мозга. Установите микпр с высоким и высокой температурой в течение 10 - 15 с, в то время, осторожное перемешивание в периоде, пока весь агар не растворятся.
Примечание: Убедитесь, что никаких пузырей или частиц нет, так как они будут мешать визуализации. - Поместите термометр в горячих агарозах и охладить агарозы до чуть выше температур затвердевания (~ 40 ° С).
Примечание: Запуск холодной воды за пределы контейнера агарозного может ускорить процесс охлаждения. Аккуратно перемешать непрерывно, чтобы убедиться в отсутствии пузырьков или твердые частицы присутствуют. - Непосредственно перед нанесением агара, удалить буфер мозга из черепной скважины. Оформите агарозы с пипеткой передачи и падение агарозы непосредственно на мозге. Быстро поместить крышку скольжение по поверхности и закрепить крышку скольжение с агарозами капель по углам.
6. Эвтаназия
Примечание: В нашем опыте, эта процедура занимает опытные хирурги по крайней мере 3 - 4 практика операции для достижения более чем на 90%Шанс успеха. Менее опытные хирурги могут потребовать даже больше практики. Во время краниотомии или durotomy, мозг может привести к повреждению, например, при бурильных пуансонах через кость в мозг. Некоторые незначительные повреждения на краю краниотомии допустимы. Однако, если мозг не выглядит «чистый» с ярко-красными неповрежденными кровеносными сосудами и белой коры, эксперимент, возможно, должен быть прекращен. Примеры плохих препаратов включают мертвый кровеносных сосудов, или когда кора головного мозга отмечена рваными или поврежденные кровеносные сосуды. Если какой-либо из этих признаков присутствуют, эксперимент вряд ли выход данных высокого качества. Было ли успешным или нет операции / эксперимент, гуманно усыпить мыши по окончании эксперимента.
- Глубоко анестезия с, по меньшей мере, 3,5% изофлураном. Затем дают внутрибрюшинную инъекцию пентобарбитала натрия при 300 мг / кг. В идеале, если игла вставлена в печень, смерть будет очень быстрой (<1 мин).
- Если требуется перфузия, убедитесь, что животное находится глубоко под наркозом, прежде чем продолжить (см шаг 1.3).
- С другой стороны, если перфузия не требуется, подождите как минимум 5 минут, а затем проверить, что мышь мертва. Подтвердить отсутствие дыхания, сердцебиения, а также отсутствие снятия боли и рефлексов роговицы. Кроме того, наблюдать за бледно-голубые / белые окраски конечностей и потемнение кровеносных сосудов над корой.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Результаты
Для изучения взаимодействий между областями коры в пределах одного полушария, мы использовали большую краниотомию, проходящую через сагиттальный синус и 5 - 6 мм сбоку. Это окно черепных входит первичный (двигатель, соматосенсорной, зрительные, слуховые), вторичный (двигатель, визуальный) и ассоциацию (ретроспленальной, поясной извилины, париетальной ассоциации) коре правого полушарий головного мозга (фиг.3А). Для этой работы мы использовали напряжение...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Обсуждение
Этот инновационный протокол для большого черепного окна позволяет одновременно томографию над височной и теменной областей коры головного мозга. В сочетании с оптической визуализацией, он может помочь выявить нейронную динамику в пределах областей коры при спонтанной и стимуле-индуцированной активности. Это экспансивная краниотомия также предоставляет большое расширение кортикальной сети, в том числе сосудистой проксимального конца средней мозговой артерии (MCA), что позволяет в естественных условиях визуализац...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Раскрытие информации
Авторам нечего раскрывать.
Благодарности
Эта работа была поддержана естественных и технических наук исследовательский совет Канады (NSERC) Discovery Grant # 40352, Campus Alberta инновационной программы кафедры, программы исследований Альберты Альцгеймера в MHM, и NSERC CREATE в БИФ докторских стипендий и AIHS послевузовского общения с МК. Мы благодарим Pu Мин Ван для развития этого протокола и для хирургической подготовки и Беру Мирза Ага и Ди Шао для животноводства.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| Грелка | FHC | 40-90-2 | |
| Тонкие ножницы | Инструменты для тонкой науки | 14058-09 | |
| Щипцы | Fine Science Tools | 11251-35 | рекомендуется 2 и более пар |
| Пружинные ножницы | Fine Science Tools | 15000-00, 15000-10 | 1 пара должна быть предназначена для удаления твердой мозговой оболочки |
| Струйная пудра для затемнения зубов | LANG Dental | Jet Порошок для | смешивания с |
| жидкостью для затемнения зубов Jet Жидкость для затемнения зубов | LANG Dental | Jet для | смешивания с порошком для струй... |
| Сверлильные головки - твердосплавные боры FG 1/4 389 | Midwest Dental | 385201 | |
| Агарозный порошок | Sigma-Aldrich | A9793 | |
| Gelfoam | Sinclair Dental Canada | Pfizer Gelfoam | |
| Isoflurane | Western Drug Distribution Centre Ltd | 124125 | |
| Лидокаин 2% эпинефрин | Western Drug Distribution Centre Ltd | 125299 | |
| Дексаметазон 5 мг/мл | Western Drug Distribution Centre Ltd | 125231 | |
| бутилцианоакрилатный клей (VetBond) | Western Drug Distribution Centre Ltd | 12612 |
Ссылки
- Sigler, A., Mohajerani, M. H., Murphy, T. H. Imaging rapid redistribution of sensory-evoked depolarization through existing cortical pathways after targeted stroke in mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (28), 11759-11764 (2009).
- Shih, A. Y., et al. Two-photon microscopy as a tool to study blood flow and neurovascular coupling in the rodent brain. J Cereb Blood Flow Metab. 32 (7), 1277-1309 (2012).
- Grinvald, A., Hildesheim, R. VSDI: a new era in functional imaging of cortical dynamics. Nat Rev Neurosci. 5 (11), 874-885 (2004).
- Blinder, P., Shih, A. Y., Rafie, C., Kleinfeld, D. Topological basis for the robust distribution of blood to rodent neocortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (28), 12670-12675 (2010).
- Mohajerani, M. H., et al. Spontaneous cortical activity alternates between motifs defined by regional axonal projections. Nat Neurosci. 16 (10), 1426-1435 (2013).
- Mohajerani, M. H., McVea, D. A., Fingas, M., Murphy, T. H. Mirrored bilateral slow-wave cortical activity within local circuits revealed by fast bihemispheric voltage-sensitive dye imaging in anesthetized and awake mice. J Neurosci. 30 (10), 3745-3751 (2010).
- Lippert, M. T., Takagaki, K., Xu, W., Huang, X., Wu, J. Y. Methods for voltage-sensitive dye imaging of rat cortical activity with high signal-to-noise ratio. J Neurophysiol. 98 (1), 502-512 (2007).
- Misgeld, T., Kerschensteiner, M. In vivo imaging of the diseased nervous system. Nat Rev Neurosci. 7 (6), 449-463 (2006).
- Kerr, J. N., Denk, W. Imaging in vivo: watching the brain in action. Nat Rev Neurosci. 9 (3), 195-205 (2008).
- Aronoff, R., et al. Long-range connectivity of mouse primary somatosensory barrel cortex. Eur J Neurosci. 31 (12), 2221-2233 (2010).
- McVea, D. A., Mohajerani, M. H., Murphy, T. H. Voltage-sensitive dye imaging reveals dynamic spatiotemporal properties of cortical activity after spontaneous muscle twitches in the newborn rat. J Neurosci. 32 (32), 10982-10994 (2012).
- Sweetnam, D., et al. Diabetes impairs cortical plasticity and functional recovery following ischemic stroke. J Neurosci. 32 (15), 5132-5143 (2012).
- Yin, Y. Q., et al. In vivo field recordings effectively monitor the mouse cortex and hippocampus under isoflurane anesthesia. Neural Regeneration Research. 11 (12), 1951-1955 (2016).
- Sharp, P. S., et al. Comparison of stimulus-evoked cerebral hemodynamics in the awake mouse and under a novel anesthetic regime. Scientific Reports. 5, 12621(2015).
- Kyweriga, M., Mohajerani, M. H. Optogenetics: Methods and Protocols. Methods in Molecular Biology. Kianianmomeni, A. 1408, Humana Press Inc. 251-265 (2016).
- Grutzendler, J., Gan, W. B. Imaging in neuroscience and development : a laboratory manual. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. (2005).
- Vanni, M. P., Murphy, T. H. Mesoscale transcranial spontaneous activity mapping in GCaMP3 transgenic mice reveals extensive reciprocal connections between areas of somatomotor cortex. J Neurosci. 34 (48), 15931-15946 (2014).
- Xie, Y., et al. Resolution of High-Frequency Mesoscale Intracortical Maps Using the Genetically Encoded Glutamate Sensor iGluSnFR. J Neurosci. 36 (4), 1261-1272 (2016).
- Chan, A. W., Mohajerani, M. H., LeDue, J. M., Wang, Y. T., Murphy, T. H. Mesoscale infraslow spontaneous membrane potential fluctuations recapitulate high-frequency activity cortical motifs. Nat Commun. 6, 7738(2015).
- Lim, D. H., et al. In vivo Large-Scale Cortical Mapping Using Channelrhodopsin-2 Stimulation in Transgenic Mice Reveals Asymmetric and Reciprocal Relationships between Cortical Areas. Front Neural Circuits. 6, (2012).
- Ferezou, I., et al. Spatiotemporal dynamics of cortical sensorimotor integration in behaving mice. Neuron. 56 (5), 907-923 (2007).
- Mohajerani, M. H., Aminoltejari, K., Murphy, T. H. Targeted mini-strokes produce changes in interhemispheric sensory signal processing that are indicative of disinhibition within minutes. Proc Natl Acad Sci U S A. 108 (22), E183-E191 (2011).
- Madisen, L., et al. Transgenic mice for intersectional targeting of neural sensors and effectors with high specificity and performance. Neuron. 85 (5), 942-958 (2015).
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Перепечатки и разрешения
Теги
