Method Article

Спроектированный васкуляризированных лоскута

DOI:

10.3791/52984

⸱

January 11th, 2016

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic Surgery, Kaplan Medical Center, 2Biomedical Engineering, Technion Israel Institute of Technology, 3Interdepartmental Program in Biotechnology, Technion Israel Institute of Technology, 4Medicine Department, Technion Israel Institute of Technology

* These authors contributed equally

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

На сегодняшний день толстые дефекты тканей обычно реконструируются с помощью лоскутов аутологичной ткани или инженерных тканей. В этом протоколе мы представляем новый метод конструирования васкуляризированного тканевого лоскута с аутологичной ножкой, который будет служить заменой аутологичным лоскутам.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Одним из основных факторов, ограничивающих толщину тканевой конструкции и ее последующую жизнеспособность и применимость in vivo, является контроль подачи кислорода в микроокружение клетки, поскольку пассивная диффузия ограничена очень тонким слоем. Несмотря на то, что были описаны различные материалы для восстановления целостности полнослойных дефектов брюшной стенки, ни один материал еще не доказал свою оптимальность из-за низкой васкуляризации трансплантата, отторжения тканей, инфекции или неадекватных механических свойств. Этот протокол описывает способ создания полностью васкуляризированного лоскута с толщиной, необходимой для реконструкции мышечной ткани. Встроенные в клетки конструкции полимолочной L-молочной кислоты/полимолочной ко-гликолевой кислоты имплантируются вокруг бедренной артерии и вены мыши и поддерживаются in vivo в течение одной или двух недель. Затем васкуляризированный трансплантат переносится в виде лоскута к дефекту на всю толщину, сделанному в брюшной полости. Этот метод заменяет необходимость в жертвоприношениях аутологичных тканей и может позволить использовать васкуляризированные лоскуты in vitro во многих хирургических приложениях.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Брюшной дефекты стен часто возникают следующие тяжелой травмы, лечение рака, ожогов и удаления инфицированного сетки. Эти дефекты часто связаны значительные потери тканей, требующих сложных хирургических процедур и представляет серьёзную проблему для пластических хирургов реконструкции 1-4. Тканевая инженерия исследователи в поисках новых источников для искусственных тканей исследовали различные материалы, источники клеток и факторов роста. Успешные реставрации различных тканей, таких как трахеи 5,6, мочевого пузыря, 7 роговицы 8 кости и кожи 9 10 путем имплантации инженерии тканей были ранее. Тем не менее, изготовление густой васкуляризированной инженерии тканей, в частности, на реконструкцию больших дефектов, остается серьезной проблемой в тканевой инженерии.

Одним из основных факторов, ограничивающих толщину жизнеспособного ткани конструкции является контроль подачи кислорода к его минусамtituent клетки. При опираясь на диффузии, построить толщина ограничена, что из очень тонкого слоя. Максимальное расстояние между кислород и питательные поставляющих капилляров в естественных условиях составляет примерно 200 мкм, что коррелирует с диффузионной предела кислорода 11,12. На вашем васкуляризации может привести к ишемии тканей и перерасти в резорбции тканей или некроза 13.

Кроме того, идеальный материал, используемый для восстановления тканей должны быть биосовместимыми и неиммуногенным. Он также должен быть способен промотировать дальнейшей интеграции клеток-хозяев с биоматериала, и поддержание структурной целостности. Различные биологические и синтетические 14-16 1,17,18 матрицы были ранее исследованы на реконструкцию тканей, однако их использование ограничено из-за остаются в отсутствие эффективного кровоснабжения, инфекции или недостаточной прочности ткани.

В этом исследовании, биосовместимые, клеток набedded леса состоят из пищевых продуктов и медикаментов (FDA) -approved поли L-молочной кислоты (PLLA) / поли молочная-со-гликолевой кислоты (PLGA), был имплантирован вокруг бедренной артерии и вены (А.В.) судов голой мыши и отделен от окружающих тканей, обеспечивая васкуляризации из АВ только сосудов. Одна неделя после имплантации, трансплантат был жизнеспособным, толстые и имеют хорошо развитую сосудистую. Этот густой васкуляризации тканей с AV сосудов, затем переносили в pedicled лоскута брюшной дефект полной толщины в той же мыши. Одна неделя после передачи, заслонка была жизнеспособной, васкуляризации и хорошо интегрируется с окружающей тканью, имея достаточную прочность, чтобы поддерживать брюшной полости. Таким образом, разработаны толщиной, васкуляризации тканевый лоскут, принимая аутологичной ножку, представляет новый способ ремонта полную толщину стенки брюшной дефекты.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все исследования на животных были одобрены Комитетом по этике в эксперименты на животных в Технион. Для этой процедуры, бестимусных голых мышей использовали, чтобы избежать иммунологического отторжения. При использовании другой тип мыши, мыши должны быть выбриты до хирургического вмешательства и введения циклоспорина (или другой анти-отвода замены) рекомендуется.

1. Леса Подготовка и сотовый вложения

  1. Подготовка каркасов, состоящих из 1: 1 смеси поли-L-молочной кислоты (PLLA) и полимолочной-со-гликолевой-кислоты (PLGA), в следующем порядке:
    1. Растворить 500 мг ПЛМК и 500 мг PLGA в 10 мл хлороформа.
    2. Добавить 0,24 мл раствора полимера с 0,4 г частиц хлорида натрия, собранных в тефлоновой формы. Используйте диаметр соли 212-600 мкм. Разрешить хлороформ испаряется O / N.
    3. Лич соль с использованием дистиллированной воды, ведущую к взаимосвязанных пористых 3D лесов.
    4. Вырезать куски полимерныхИспользование ножниц, то замочить в 70% -ном этаноле (объем / объем) в течение 30 мин и промыть 3 раза в ФБР в течение 2 мин перед использованием.
  2. Готовят три-культуры из следующих клеток в 1: 1 эндотелиальной среды клеток (EGM-2, дополненной компонентами его пули комплекта и мышечных клеток среднего (минимальной поддерживающей среде Игла (DMEM), дополненной 10% фетальной бычьей сыворотки (FBS ), 2,5% HEPES буфера, 100 ед / мл пенициллина и 0,1 мг / мл стрептомицина (Pen-Strep Решение).
    1. Использование 0,5 х 10 6 C2C12 миобластов, 0,9 х 10 6 пупочной вены человека эндотелиальных клеток (HUVECs) и 0,2 × 10 6 Нормальные дермальные фибробласты человека (NHDF).
  3. Смешайте клетки вместе в микроцентрифужных трубки и центрифуги при 200g в течение 4 мин, аспирации среды и повторно приостанавливать осадок в смеси 4 мкл охлажденного льдом раствора внеклеточного матрикса и 4 мкл клеточной среде.
  4. Отрежьте кусок 10 мм х 7 мм х 1 мм (длина х ширина х толщина) ПЛМК / ПГССтроительные леса и семян клеточной суспензии в 6-луночный планшет, позволяют внеклеточный матрикс раствор для отверждения (30 мин 37 ° C, 5% CO 2) перед добавлением 4 мл клеточной среде.
  5. Выдержите каркасов для десяти дней до имплантации и замены среды через день.

2. Перед началом хирургической процедуры

  1. Подготовка и стерилизации (автоклав) следующие хирургические инструменты: небольшие, тонкие, прямые ножницы, весенние ножницы, прямые, остроконечный пинцет, зазубренный щипцы и держатель иглы.
  2. Приготовить смесь кетамина: ксилазина раствора в микроцентрифужных трубки путем смешивания 425 мкл кетамина и 75 мкл ксилазина в 1 мл шприца.
  3. Развести 0,3 мг бупренорфина / мл стерильным солевым физиологическим раствором (1:20).

3. Клапан Строительство (привитой Имплантация)

  1. Использование инсулиновый шприц, анестезию мыши, внутрибрюшинного введения кетамина: ксилазина (35 мкл на20 г веса тела).
  2. Подкожно вводят бупренорфин (конечная концентрация 0,05-0,1 мг / кг) до opperation.
  3. Наведите на сцене, нагретой до 37 ° С, чтобы обеспечить нормальную температуру тела, а затем закрепите мышь, используя клейкую повязку.
  4. Использование хлопка советы, управлять смазочных глазную мазь для глаз мышки (чтобы избежать обезвоживания).
  5. Использование хлопка советы, чистый разрез сайт с йодом, а затем с 70% этанола, чтобы создать рабочую асептической поле.
  6. Использование маленькие ножницы и пинцет, сделать разрез через кожу, от уровня колена до паховой связки, параллельные бедренных сосудов, до тех пор, бедренную артерию и вену (AV) сосуды не подвергаются.
  7. Держите кожу вниз с помощью втягивающего, чтобы получить лучший доступ к ткани.
  8. Использование пружинных ножниц и щипцов, тщательно изолировать артерию и вену сосуды бедренных от окружающей ткани. Начните с уровня паховой осветиАмент бифуркации высших эпигастральной судов. Оставьте profunda нетронутым, чтобы сохранить приток крови к ноге и предотвращения последующего ишемии.
  9. Сложите трансплантат (из раздела 1) вокруг открытой бедренной А.В., ниже profunda и выше бифуркации к большеберцовой и proneal А.В., и присоединиться к своим целям, используя 8-0 шелковые швы.
  10. Для обеспечения имплантата васкуляризации по капиллярам прорастания из бедренных сосудов AV только, оберните кусок латекса стерилизованной вокруг трансплантата, и шов 6-0 швов.
  11. Закройте облегающего кожу, используя 4-0 шелковые швы.
  12. Не Монитор мыши тесно до выхода из наркоза, и каждый день после этого, до тех пор, трансплантат не передается как клапан. Подкожно вводят бупренорфин (конечная концентрация 0,05-0,1 мг / кг) дважды в день в течение 2-3 дней.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте солевой раствор на любой стадии, чтобы избежать обезвоживания открытой ткани.

4. Передача заслонки

  1. На одном илидве недели постимплантационная, анестезию мыши, внутрибрюшинного введения кетамина: ксилазина (35 мкл / 20 г), используя инсулиновый шприц.
  2. Подкожно вводят бупренорфин (конечная концентрация 0,05-0,1 мг / кг) до opperation.
  3. Наведите на сцене, нагретой до 37 ° С, чтобы обеспечить нормальную температуру тела, а затем закрепите мышь, используя клейкую повязку.
  4. Использование хлопка советы, применять смазочные глазную мазь для глаз мышки (чтобы избежать обезвоживания).
  5. Используя ватные палочки, очистить участок разреза (от колена к области живота) с йодом, а затем 70% -ным этанолом, чтобы установить асептический рабочую область.
  6. Использование ножницы и щипцы, осторожно откройте швы на коже и, используя ножницы, сделать разрез через параллельно кожи в паховой связки, продолжая через брюшной кожи.
  7. Осторожно снимите латекса кусок с пинцетом и выставить васкуляризованная клапан.
  8. Использование scissПРС и щипцы, рассекают ткани лоскут от окружающих тканей.
  9. Использование щипцов и иглодержатель, лигировать дистальный конец бедренной AV с 8-0 швами из шелка, чтобы предотвратить кровотечение из AV. Затем прижечь AV на уровне колена, дистальнее имплантированного сложенном ткани и 8-0 швов.
  10. Аккуратно перенести бедренной AV окутан трансплантата, к вентральной брюшной стенки, избегая повреждения артерии, чтобы определить, на каком расстоянии полный дефект толщина должна быть.
    ВНИМАНИЕ: Извлечение артерию слишком далеко повредить артерию.
  11. Использование тонких ножниц, сделать надрез в брюшной брюшной стенки.
  12. Использование пружины ножницы, сделать надрез в прямой брюшной мышцы мышцы. Снимите примерно 1 см х 0,8 см сегмент прямой брюшной мышцы мышцы с кожей вышележащих.
  13. Перевести бедренной А.В., окутан васкуляризированной трансплантата, как осевой заслонкой, в полной толщины дефекта в брюшной abdomИнал стены.
  14. Шовный клапан в окружающую мышечную ткань, используя 8-0 шелковые швы, чтобы предотвратить грыжу.
  15. Чтобы избежать наложения швов внутренние органы, мышцы поднять с пинцетом, когда ушивание лоскута на брюшной мышцы. Оставьте брюшной кожу воздействию имитировать эффект полного брюшной стенки дефекта.
  16. Обложка рану в коже с йодированной марлю и стерильную повязку, чтобы не допустить загрязнения открытой площади.
  17. Шовный кожу ноги, используя 4-0 шелковые швы.
  18. Не Монитор мыши тесно до выхода из наркоза, и каждый день после этого, до тех пор, поиска лоскута. Подкожно вводят бупренорфин (конечная концентрация 0,05-0,1 мг / кг) дважды в день в течение 2-3 дней.
  19. ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте солевой раствор на любой стадии, чтобы избежать обезвоживания открытой ткани.

5. УЗИ Определение сосудистой перфузии трансплантата

ПРИМЕЧАНИЕ: До передачи, сосудистая перфузии ое трансплантат измеряется в одну и две недели после имплантации, с помощью УЗИ.

  1. Обезболить мыши, используя 2% изофлуран.
  2. Наведите на подвижной стадии нагретую до 38 ° С, чтобы обеспечить нормальную температуру тела, а затем закрепите мышь, используя клейкую повязку.
  3. Найти артерия и вена суда бедренных с нелинейной преобразователя, установленного на B-режиме.
  4. Проверьте проходимость сосудов бедренного лоскута с использованием датчика, установленного на режим цветного допплеровского.
  5. Подготовка нецелевой контрастное вещество в соответствии с инструкциями изготовителя.
  6. Подключите хвостовую вену катетер (12 см трубы с 27 G иглой) на 1 мл шприца, заполненного физиологическим раствором. Безопасный шприц рядом с мышью на стадии нагрева (чтобы избежать перемещение шприца).
  7. Подключите катетер к мыши хвостовую вену и закрепить иглу.
  8. Вводите некоторые из физиологического раствора, чтобы гарантировать, что и инъекции делаются в вену и заполнитьтрубка солевым раствором (чтобы избежать воздушных пузырей).
  9. Заполните 1 мл шприц с 70 мкл контрастного вещества и заменить солевой шприц с контрастного агента шприца.
  10. Настройте ультразвук для инъекций изображения контрастного агента. В свойствах нелинейном режиме установить количество кадров в 1500 и нарушение пульса до 30% кадров.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После разрушения импульса, микропузырьки повторно заполнить сосуды в размере, который зависит от скорости потока микропузырьков в капиллярах и не зависит от скорости подачи микропузырьков. Число кадров может быть изменен в зависимости от времени заполнения 19,20.
  11. Медленно вводить контрастное вещество в хвостовую вену.
  12. Захват изображения в нелинейном режиме контрастности ультразвуковой системы с высоким разрешением.
  13. Анализ результатов с помощью программного обеспечения, как описано ранее 19,20.
    1. Нарисуйте область интереса (ROI) на изображении, полученном имопосредствованно после разрушения импульса в режиме контрастного. Окупаемость должна очертить область, заполненную только контрастного агента.
    2. Рассчитать пиковое усиление (PE), который представляет собой отношение средней интенсивности нелинейного сигнала после инъекции микропузырьков в сравнении после разрушения импульса, и является мерой объема перфузии.
    3. Рассчитать расход, который определяется с момента (T), что не прошедшее до пикового сигнала (P).

6. Определение степени васкуляризации трансплантата

Примечание: Степень ткани трансплантата васкуляризации определяется одна или две недели после имплантации.

  1. Использование инсулиновый шприц, анестезию мыши, внутрибрюшинного введения кетамина: ксилазина (35 мкл / 20 г).
  2. Используя 1 мл шприц, внутривенно вводят 200 мкл 10 мг / мл изотиоцианат флуоресцеина декстран-конъюгированные с FITC (декстран, ММ = 500000) в хвостовую вену.
  3. Десять секунд после завершения инъекции, эвтаназии мыши цервикальным сдвигом.
  4. Откройте ногу мыши и выставить трансплантата.
  5. Промыть область трансплантата фосфатно-солевым буфером (PBS) и применить 10% формалин в нейтральном буфере.
  6. Изображение трансплантат в ногу мыши, с помощью конфокальной микроскопии.
  7. Количественно функциональной плотности сосудов (FVD).
    1. Изолировать зеленый канал (возбуждение = 488 нм) конфокальной микроскопических изображений.
    2. Передайте полученные изображения через фильтр высоких частот, для того, чтобы подчеркнуть высокое-контрастные структуры.
    3. Использование despeckling фильтр для удаления шума, которые могли быть амплифицированной в фильтр высоких частот.
    4. Установите значение порога по результирующего изображения; пороговое значение устанавливается таким образом, чтобы функции и структуры в исходном изображении видны в бинарном изображении.
    5. Нанесите размер порога, так что только группы связных пикселей больше, чем в определенной СИЗе пороговое остаются в бинарном изображении.
    6. Схема скелет судов в трансплантата с использованием алгоритма Чжан Син-21 в.
    7. Рассчитывают FVD путем суммирования длины средней линии каждого судна и разделив результат на области ROI.

7. иммуногистологических и Гистологическое окрашивание трансплантата

  1. Иммуногистологических Окрашивание
    1. После конфокальной микроскопии, получить трансплантат, используя небольшие ножницы и пинцет. Рассекают AV сосуды на обоих концах трансплантата и извлечения трансплантата.
    2. Закрепить трансплантаты в 10% нейтральном забуференном формалине в течение 30 мин - 2 ч.
    3. Поместите трансплантатов в гистологии кассеты и в магазине в 70% этаноле до парафин.
    4. Вставить в парафин с использованием стандартного фиксацию и вложения протокол 22 и нарезать парафином тканей в 5 мкм ломтиками с помощью микротома. Нарежьте всю ткань перпендикулярно к AVсосуды.
    5. Deparaffinize секции в парафин погружением в 100% ксилола в два раза, в течение 10 минут каждый.
    6. Упорядочить слайды в 250 мл пластиковых Коплин банку.
    7. Увлажняет путем последовательных погружений в уменьшении концентрации этанола (100%, 96%, 90%, 80%, 70%, 50%, 30% и дважды дистиллированной воды (DDW)) в течение 3 мин каждый.
    8. Подготовка раствора антигена разоблачающий путем разбавления 2,35 мл антигена разоблачения раствора с 250 мл DDW. Нагреть демаскацию антигена раствора в течение 2 мин в микроволновой печи, установленной на 95 ° С.
    9. Вставка слайдов в предварительно нагретом растворе антигена выявление и тепла снова в течение 3 мин в микроволновой печи, установленной на 95 ° С. Охлаждают слайды до 50 ° С.
    10. Тепло снова в течение 2 мин и затем охлаждают до комнатной температуры.
    11. Инкубируйте слайды в 3,3% H 2 O 2 в метаноле решение в течение 10 мин, при комнатной температуре, чтобы утолить активность эндогенного пероксидазы, а затем промыть дважды в PBS.
    12. Подготовка инкубационный камеру: Место мокрой абсоrbent листов внутри гистологии поле и высушить, используя слайды тонкие дворники задач.
    13. Круг область фрагмента на слайде с помощью гидрофобного ручку и инкубировать в течение 30 мин при комнатной температуре, приблизительно 50 мкл козьей сывороткой блокирующего раствора (2%, приготовленный в PBS) в расчете на срез.
    14. Разведите кролика против CD31 антитела 1:50 в блокирующем растворе, применяются примерно 50 мкл антител на срез и инкубировать O / N, при 4 ° С. Промыть 3 раза ЗФР, 5 мин каждый.
    15. Развести биотинилированного козьих антител против кроличьего вторичного антитела 1: 400 в PBS, место над слайдов примерно 50 мкл антитела на срез и инкубировать в течение 30 мин при комнатной температуре.
    16. Промыть 3 раза ЗФР, 5 мин каждый.
    17. Развести стрептавидин-пероксидаза 1: 400 в PBS, применяются примерно 50 мкл на срез и инкубировать с горками в течение 30 мин, при комнатной температуре. Промыть 3 раза ЗФР, 5 мин каждый.
    18. Применить примерно 50 мкл aminoethylcarbazole (AEC) субстрата за кусочком, в зависимости от производителя и #8217; s инструкции. Опустите слайдов в DDW, чтобы остановить реакцию.
    19. Пятно ядер в синий погружением разделы примерно в 50 мкл раствора гематоксилин Майера в течение 2 мин. Осторожно промыть в воде, а затем покрыть участки с монтажа среду.
    20. Количественно CD31-положительная окрашивание с использованием двойного слепого подхода. Окрашивание CD31 появляется в виде коричневого пятна. Выберите 4-5 разных полей в поле зрения увеличения 40х под бинокулярным микроскопом. Подсчитайте количество CD31-положительных люмен.
      1. Рассчитывают среднее число CD31-положительных люмен на помост путем деления общего количества подсчитанных люмен с количеством полей и fieldarea (в соответствии с бинокулярной данных).
        ПРИМЕЧАНИЕ: применяется объем реагента должно быть достаточным, чтобы покрыть всю описанную кусочек.
  2. Гистологическое окрашивание
    1. Исправление трансплантаты в 10% нейтральном забуференном формалине.
    2. Код для вставки в трансплантаты парафина с помощью стандартафиксация и вложения процедуры.
    3. Удалить парафин из секций парафин погружением в 100% ксилола в два раза в течение 10 мин.
    4. Быстрая стирка дважды для регидратации в 100% изопропанола.
    5. Быстрая стирка дважды 95% этанола.
    6. Промыть три раза в водопроводной воде.
    7. Погрузитесь в Гематоксилин в течение 10 мин.
    8. Промыть три раза в водопроводной воде.
    9. Immere в эозином в течение 2 мин.
    10. Быстрая стирка обезвоживают в 95% этанола в два раза.
    11. Быстрая стирка 100% изопропанола в два раза.
    12. Быстрая стирка 100% ксилола в два раза.
    13. Накрыть DPX клея с защитным стеклом толщиной 1,5 мм.
    14. Изображение с помощью микроскопа в 40-кратном увеличении.

8. Механическая Оценка недвижимости

  1. Получить трансплантата, используя небольшие ножницы и пинцет.
  2. Промойте трансплантата в PBS.
  3. Измерьте ширину и толщину трансплантата и рассчитать площадь поперечного сечения, как произведение ширины толщиной.
  4. НасЕ измерительный прибор для генерации напряженно-деформированного кривой гидратированных трансплантатов.
    1. Установите трансплантат между системными растяжение ручки и измерьте длину от окончательного двумя зажимами (например, начальная длина).
    2. Применить скорости деформации 0,01 мм / сек, до отказа.
    3. Запишите развитую силу и смещение, используя протокол производителя.
    4. Создание кривой напряженно-деформированного в Matlab.
      1. Рассчитать штамм в соответствии с перемещением по отношению к исходному длины. Стресс рассчитывается как измеренного усилия, деленный на площадь поперечного сечения.
      2. Определите жесткость как наклон линейного-области в кривой напряженно-деформированного и в максимальной точке кривой является предел прочности при растяжении.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Прививка васкуляризации и перфузии в естественных условиях

Трансплантаты были имплантированы одну или две недели до их передачи в осевых лоскутов. На одном и двух недель после имплантации, валовой наблюдение области трансплантата выявлено жизнеспособных и васкуляризированных трансплантатов тканей. Эти трансплантаты оказались весьма васкуляризированной, как определено положительного CD31 иммуноокрашивания (рис 1А), и высоко перфузии, о чем свидетельствует FITC-декстр...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Достижения в тканевой инженерии были встречены с растущим спросом на замещающих тканей для реконструкции различных типов тканей. Разнообразие синтетических 1,17,18 и биологических 14-16 материалов, а также методы изготовления были оценены по их способности реагировать на эти требования. Тем не менее, несмотря на прогресс в медицинской помощи и в тканевой инженерии, восстановление полной толщины брюшной стенки дефектов остается проблемой. Тканевый достаточно для реконструкции таких массивных дефекто...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это исследование было поддержано грантом FP7 Европейского исследовательского совета 281501, ENGVASC.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
маленькие тонкие прямые ножницыFine Science Tools (FST)14090-09
пружинные ножницыFine Science Tools (FST)15003-08
прямые щипцы с тонким наконечникомFine Science Tools (FST)11251-20
зубчатые щипцы Fine Science Tools (FST)11050-10
иглодержательFine Science Tools (FST)12500-12
Прижигание малых сосудов Fine Science Tools (FST)18000-00
DuratearsAlcon5686
SedaxylanEuravetDJ03
Clorketam 1000Vetoquinol4A0726B
BuprenorphinevetmarketB15100
4-0 шелковые шовные нитиAssut шовные материалы647
6-0 полипропиленовые шовные материалыАссут шовные нити9351F
8-0 шелковые шовные нитиАссут шовные материалы684568
инсулиновый шприц (игла 6 мм)BD324911
ультразвуковая система высокого разрешения Vevo 2100VisualSonics inc.
Нелинейный преобразователь MS250VisualSonics inc.
Микромаркер нецелевого контрастного веществаVisualSonics inc.VS-11694
катетер для лечения хвостовой веныVisualSonics inc.VS-11912
Vevo 2100 программное обеспечениеVisualSonics inc.
флуоресцеин изотиоцианат-конъюгированный декстранSigmaFD500S
MatlabMathworks, MA, США
KimwipesKimtech34120
антиген демаскирующий растворVector laboratoriesH-3300
анти-CD31 антителоAbcam ab28364
биотинилированное козье антитело против кролика (вторичное)Вектор лабораторииBA-1000
стрептавидин-пероксидазаJackson 016-030-084
Раствор гаматоксилина МайераSigma-AldrichMHS-16
аминоэтилкарбазол (AEC) субстратLife technologies, Invitrogen 00-2007
Лаборатории VectamountVectorH-5501

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Engelsman, A. F., van der Mei, H. C., Ploeg, R. J., Busscher, H. J. The phenomenon of infection with abdominal wall reconstruction. Biomaterials. 28 (14), 2314-2327 (2007).
  2. De Coppi, P., et al. Myoblast-acellular skeletal muscle matrix constructs guarantee a long-term repair of experimental full-thickness abdominal wall defects. Tissue Eng. 12 (7), 1929-1936 (2006).
  3. Shi, C., et al. Regeneration of full-thickness abdominal wall defects in rats using collagen scaffolds loaded with collagen-binding basic fibroblast growth factor. Biomaterials. 32 (3), 753-759 (2011).
  4. Yezhelyev, M. V., Deigni, O., Losken, A. Management of full-thickness abdominal wall defects following tumor resection. Ann Plast Surg. 69 (2), 186-191 (2012).
  5. Macchiarini, P., Walles, T., Biancosino, C., Mertsching, H. First human transplantation of a bioengineered airway tissue. J Thorac Cardiovasc Surg. 128 (4), 638-641 (2004).
  6. Macchiarini, P., et al. Clinical transplantation of a tissue-engineered airway. Lancet. 372 (9665), 2023-2030 (2008).
  7. Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty. Lancet. 367 (9518), 1241-1246 (2006).
  8. Nishida, K., et al. Corneal reconstruction with tissue-engineered cell sheets composed of autologous oral mucosal epithelium. N Engl J Med. 351 (12), 1187-1196 (2004).
  9. Petite, H., et al. Tissue-engineered bone regeneration. Nat Biotechnol. 18 (9), 959-963 (2000).
  10. Banta, M. N., Kirsner, R. S. Modulating diseased skin with tissue engineering: actinic purpura treated with Apligraf. Dermatol Surg. 28 (12), 1103-1106 (2002).
  11. Vunjak-Novakovic, G., et al. Challenges in cardiac tissue engineering. Tissue engineering. Part B, Reviews. 16 (2), 169-187 (2010).
  12. Novosel, E. C., Kleinhans, C., Kluger, P. J. Vascularization is the key challenge in tissue engineering. Advanced Drug Delivery Reviews. 63 (4-5), 300-311 (2011).
  13. Lesman, A., Gepstein, L., Levenberg, S. Vascularization shaping the heart. Ann N Y Acad Sci. 1188, 46-51 (2010).
  14. Patton Jr, H., Berry, S., Kralovich, K. A. Use of human acellular dermal matrix in complex and contaminated abdominal wall reconstructions. The Am J of Surg. 193 (3), 360-363 (2007).
  15. Menon, N. G., et al. Revascularization of human acellular dermis in full-thickness abdominal wall reconstruction in the rabbit model. Ann Plast Surg. 50 (5), 523-527 (2003).
  16. Buinewicz, B., Rosen, B. Acellular cadaveric dermis (AlloDerm): a new alternative for abdominal hernia repair. Ann Plast Surg. 52 (2), 188-194 (2004).
  17. Bringman, S., et al. Hernia repair: the search for ideal meshes. Hernia. 14 (1), 81-87 (2010).
  18. Meintjes, J., Yan, S., Zhou, L., Zheng, S., Zheng, M. Synthetic biological and composite scaffolds for abdominal wall reconstruction. Exp rev of med dev. 8 (2), 275-288 (2011).
  19. Cheng, G., et al. Engineered blood vessel networks connect to host vasculature via wrapping-and-tapping anastomosis. Blood. 118 (17), 4740-4749 (2011).
  20. Shandalov, Y., et al. An engineered muscle flap for reconstruction of large soft tissue defects. PNAS of the USA. 111 (16), 6010-6015 (2014).
  21. Zhang, T. Y., Suen, C. Y. A fast parallel algorithm for thinning digital patterns. Commun. ACM. 27 (3), 236-239 (1984).
  22. Luna, L. G. AFIo Pathology. Manual of Histo Stain Meth ; of the Arm Forcs Inst of Path. Luna, L. G. , Blakiston Division, McGraw-Hill. (1968).
  23. Choi, J. H., et al. Adipose tissue engineering for soft tissue regeneration. Tissue engineering. Part B, Reviews. 16 (4), 413-426 (2010).
  24. Bellows, C. F., Alder, A., Helton, W. S. Abdominal wall reconstruction using biological tissue grafts: present status and future opportunities. Exp rev of med dev. 3 (5), 657-675 (2006).
  25. Caspi, O., et al. Tissue engineering of vascularized cardiac muscle from human embryonic stem cells. Circ Res. 100 (2), 263-272 (2007).
  26. Kaufman-Francis, K., Koffler, J., Weinberg, N., Dor, Y., Levenberg, S. Engineered vascular beds provide key signals to pancreatic hormone-producing cells. PloS one. 7 (7), e40741(2012).
  27. Kaully, T., Kaufman-Francis, K., Lesman, A., Levenberg, S. Vascularization--the conduit to viable engineered tissues. Tiss eng. Part B, Reviews. 15 (2), 159-169 (2009).
  28. Koffler, J., et al. Improved vascular organization enhances functional integration of engineered skeletal muscle grafts. PNAS of the USA. 108 (36), 14789-14794 (2011).
  29. Lesman, A., et al. Transplantation of a tissue-engineered human vascularized cardiac muscle. Tisseng. Part A. 16 (1), 115-125 (2010).
  30. Levenberg, S., et al. Engineering vascularized skeletal muscle tissue. Nat Biotechnol. 23 (7), 879-884 (2005).
  31. Bearzi, C., et al. PlGF-MMP9-engineered iPS cells supported on a PEG-fibrinogen hydrogel scaffold possess an enhanced capacity to repair damaged myocardium. Cell death & disease. 5, e1053(2014).
  32. Zhang, M., et al. SDF-1 expression by mesenchymal stem cells results in trophic support of cardiac myocytes after myocardial infarction. FASEB J : official publication of the .Fed Am Soc Exp Biol. 21 (12), 3197-3207 (2007).
  33. Dvir, T., et al. Prevascularization of cardiac patch on the omentum improves its therapeutic outcome. PNAS. 106 (35), 14990-14995 (2009).
  34. Marsano, A., et al. The effect of controlled expression of VEGF by transduced myoblasts in a cardiac patch on vascularization in a mouse model of myocardial infarction. Biomaterials. 34 (2), 393-401 (2013).
  35. Rufaihah, A. J., et al. Enhanced infarct stabilization and neovascularization mediated by VEGF-loaded PEGylated fibrinogen hydrogel in a rodent myocardial infarction model. Biomaterials. 34 (33), 8195-8202 (2013).
  36. Nillesen, S. T. M., et al. Increased angiogenesis in acellular scaffolds by combined release of FGF2 and VEGF. J of Contr Release. 116 (2), e88-e90 (2006).
  37. Sekine, H., et al. In vitro fabrication of functional three-dimensional tissues with perfusable blood vessels. Nat Commun. 4, 1399(2013).
  38. Tee, R., et al. Transplantation of engineered cardiac muscle flaps in syngeneic rats. Tiss eng. Part A. (19-20), 1992-1999 (2012).
  39. Morritt, A. N., et al. Cardiac tissue engineering in an in vivo vascularized chamber. Circulation. 115 (3), 353-360 (2007).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Vascularized Muscle FlapTissue EngineeringBiodegradable ScaffoldCell SeedingIn Vitro CultureFemoral Artery ImplantationAnastomosis With Host VesselsPedicled Flap TransferAbdominal Wall ReconstructionUltrasound Imaging

Related Articles