Методическая статья

Модель мышь для лазерно-индуцированной неоваскуляризации хориоидеи

DOI:

10.3791/53502

⸱

27 декабря 2015 г.

 ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology, Northwestern University Feinberg School of Medicine

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Здесь мы представляем протокол лазерно-индуцированной хориоидальной неоваскуляризации (CNV) у мышей, экспериментальную модель, которая воссоздает сосудистые признаки неоваскулярной возрастной макулярной дегенерации (ВМД). После освоения он может надежно и эффективно индуцировать CNV в качестве модельной системы для тестирования различных экспериментальных мер.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мышиная лазерно-индуцированная модель хориоидальной неоваскуляризации (CNV) была важнейшей основной моделью для исследований неоваскулярной возрастной макулярной дегенерации (ВМД). Путем введения прицельного лазерного повреждения РПЭ и мембраны Бруха процедура индуцирует ангиогенез, моделируя характерную патологию, наблюдаемую при неоваскулярной ВМД.

Впервые разработанная на нечеловекообразных приматах, лазерно-индуцированная модель CNV была реализована во многих других видах, самым последним из которых является мышь. Эксперименты на мышах выгоднее с точки зрения затрат, эксперименты могут быть выполнены в гораздо более короткие сроки, и они позволяют использовать различные трансгенные модели. Однако миниатюрный размер мышиного глаза представляет собой особую проблему при выполнении процедуры. Манипуляции с глазом для визуализации сетчатки требуют отработки тонких навыков ловкости, а также одновременной координации рук, глаз и ног для работы с лазером. Тем не менее, после освоения модель может быть применена для изучения многих аспектов неоваскулярной ВМД, таких как молекулярные механизмы, эффект генетических манипуляций и эффекты медикаментозного лечения.

Лазерно-индуцированная модель CNV, хотя и полезна, но не является идеальной моделью заболевания. Глаз мыши дикого типа в остальном здоров, а хорио-ретинальная среда не имитирует патологические изменения при ВМД человека. Кроме того, ангиогенез, вызванный травмой, не отражает те же пути, что и ангиогенез, протекающий при возрастных и хронических заболеваниях, как при ВМД.

Несмотря на свои недостатки, лазерно-индуцированная модель CNV является одним из лучших методов, доступных в настоящее время для изучения изнурительной патологии неоваскулярной ВМД. Его внедрение привело к более глубокому пониманию патогенеза ВМД, а также способствовало разработке многих методов лечения ВМД, доступных в настоящее время.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Возрастная макулярная дегенерация (ВМД) является одним из ведущих причин слепоты у лиц в возрасте старше 50 1-3. AMD могут быть классифицированы в двух формах: атрофический ("сухой") AMD и неоваскулярная ("мокрый") драмов. Первая характеризуется географической атрофии пигментного эпителия сетчатки (ПЭС), choriocapillaris, и фоторецепторов, в то время как последний характеризуется вторжением аномальных сосудов от сосудистой оболочки в наружных слоях сетчатки вызывает утечки, кровотечение, и фиброз, и в конечном итоге приводит к слепоте 1,2. Из двух форм, неоваскулярной ВМД составляет для большинства потери зрения 1. К счастью, эта форма не имеет многочисленные эффективные варианты фармакологические управления, в то время как его коллега атрофический в настоящее время имеет не доказано медицинского лечения 3. Кроме того, поскольку неоваскулярная Форма легко повторно капитулировали на животной модели, он был более широко доступным для основной АИсследование MD изучения основополагающих патологические механизмы для того, чтобы развивать новые методы лечения 4.

Первая модель животных экспериментальной хориоидальной неоваскуляризации (CNV) была разработана Райан и др. в нечеловеческих приматов 5. Эта модель индуцированного разрыв мембраны Бруха с помощью лазерной коагуляции, которая вызвала местной воспалительной реакции в результате ангиогенеза, аналогичной видели в неоваскулярной ВМД. Гистопатологическая прогрессирование ангиогенеза после лазерной индукции был найден, чтобы имитировать неоваскулярной драмов, что подтвердил законность в модели 6. Номера для человека приматов предложить наиболее похожий анатомии человека, но, к сожалению, являются дорогими в обслуживании, не может быть легко генетически модифицированных, и у вас медленный ход времени прогрессирования заболевания 7. Контрастно, модели грызунов являются гораздо более экономически эффективным для поддержания, может быть генетически манипулировать с относительной легкостью, и имеют гораздо быстрее КоуРГП прогрессирования заболевания (эксперименты могут проводиться на временной шкале недель против месяцев). Эти эксперименты должны проводиться только в пигментных грызунов, поскольку это очень трудно представить себе в альбиносов животных.

Мышь лазерно-индуцированный модель ЦНВ, впервые разработанная группой Campochiaro в конце 90-х 10, выросла в доминирующей моделью для животных в большинстве последних исследований 11-16. Из-за сложной и до сих пор неясно патогенезе CNV, лазер модель была применена во всех аспектах исследования мокрой AMD, начиная от изучения молекулярных механизмов ангиогенеза вождения к оценке новых методов лечения в будущем человеческого использования. Например, Sakurai и др. и Эспиноса-Heidmann др. используется лазерный модель для изучения влияния макрофагов на развитие ХНВ с использованием трансгенных мышей и фармакологические методы лечения истощения 15, 16. Джани др. и др Hoerster, б оптико-когерентной томографии (ОКТ) к изображению лазер-индуцированной ЦНВ в попытке охарактеризовать прогрессирование ХНВ и сравнить гистопатологические выводы результатами исследований на ОКТ изображений 12,17. Наконец, исследования с участием инъекции в антиангиогенных агентов были использованы в качестве предпосылок для испытаний на людях и были жизненно важное значение в разработке первого поколения анти-VEGF средств, используемых в управлении неоваскулярной AMD сегодня 10,18,19.

Альтернативные модели экспериментальной CNV использовать хирургические методы, чтобы побудить CNV. Эта процедура предполагает введение проангиогенные веществ (например рекомбинантными вирусными векторами с гиперэкспрессией VEGF, субретинальная инъекции RPE клеток и / или гранул полистирола), чтобы имитировать повышенную экспрессию VEGF видно на неоваскулярной ВМД, с целью нанесения ангиогенез 8,20. Тем не менее, этот метод дает значительно меньшую частоту неоваскуляризации; Эти исследования показали, что CNV вС57 / BL6 мышей происходит в 31% по сравнению с инъекциями ~ 70% успеха видели в методе лазерной коагуляции в том же духе мышей 8,14. По этим причинам, а также учитывая преимущества использования грызунов по сравнению с не-приматов, модель мышь лазерно-индуцированной CNV стала стандартной модели животных ХНВ для большинства экспериментов неоваскулярных 8 учебных AMD.

Глаз мыши представляет собой незначительный, тонкий ткань работать. Маневрирование глаза, чтобы визуализировать сетчатку трудно и требует много практики, пока мастерство не будет достигнута. Эта задача осложняется тем, что он должен быть извлечены с доминирующей и не доминирующей рукой. Кроме того, после того, как мелкие движения, необходимые для визуализации сетчатки были извлечены, координация между обеими руками и педали операционной лазер важны. В этой статье, мы стремились, чтобы отогнать проблемы обучения всех физических манипуляций, участвующих в лазерно-индуцированной CNV прокedure в руководстве, что бы помочь операторам добиться быстрого успеха с этой моделью.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все животные лечатся в соответствии с Руководством по части уходу и использованию лабораторных животных 2013 издание, Ассоциация по исследованиям в видении и офтальмологии (ARVO) Заявление для использования животных в офтальмологических и Vision Research, и, как утверждается институциональной животных Уход и использование комитета по Северо-западного университета.

Примечание: Следующая процедура может быть сделано полностью с одним оператором; Однако, это гораздо более эффективно проводятся с двумя операторами с задачами разделить соответствующим образом.

1. Подготовьте станции Лазерная и долазерную

  1. Расположите лазер и щелевой лампы, где она может быть легко доступны. Включите лазер и установить предварительно определяется параметрами (например 75 размер мкм место, 100 мВт мощности, 100 мс продолжительность).
    ВНИМАНИЕ: Убедитесь, оператор носит все животное и лазерной безопасности средств индивидуальной защиты и безопасности уместны лазерного знаки отображаются вне процедурной комнате,
    1. Перед использованием экспериментальных животных, найти оптимальные параметры, используя калибровки, неэкспериментальных мыши. Лазерные параметры будут зависеть от используемого лазера. Идеальное параметры определяются самой низкой лазерной установкой мощности, которая последовательно вызывает "пузырь" образование, когда должным образом сфокусированы. Смотрите видеосюжет например поражения с надлежащей "пузырь" формирования.
  2. Подготовьте заранее лазерной станции, так что анестезия, животное теплее, ткани салфетки, и все глазные капли (Tropicamide, тетракаин, и искусственные слезы) легко в пределах досягаемости для оператора.
    1. Убедитесь, что животное теплее предварительно нагревают до нужной температуры (37 ° С) перед инъекцией анестетика в первом мыши, чтобы избежать анестезии, вызванной гипотермии.
  3. Поместите этап мыши на теплее, поэтому он может сохранять тепло и оставаться теплым, как только начинается процедура лазер.

2. Мышь Анестезия и долазерную Подготовка

  1. Перед InjectING анестезии, осмотрите глаз макроскопически, чтобы он не имеет деформаций или аномалий, которые уменьшают прозрачность роговицы (например, катаракты).
  2. Взвесьте мыши.
  3. Запись вес, пол и идентификационный номер животного.
  4. Используя вес, рассчитать необходимое количество анестетика для использования на основании принципов, данных института (например, 100 мг / кг кетамина гидрохлорида, 10 мг / кг ксилазина ИЛИ tribromoethanol 250 мг / кг; в течение 20 г мыши вводят 0,20 мл ксилазина / кетамин коктейль или 0,25 мл). tribromoethanol Есть таблица предварительно рассчитанных дозах на вес с шагом в 1 г, чтобы уменьшить математические ошибки.
  5. Скрафф мыши и ввести анестетик внутрибрюшинно на основе расчетов на этапе 2.4.
  6. Поместите курсор на животных теплой и подождите, пока мышь не будет полностью под наркозом, проверяя педали рефлекс с помощью пальца щепоткой (примерно 3-5 мин).
  7. Сверните ткань вытереть и защитить носовой области мышки, чтобы предотвратить aspiratион жидкости спадом. Мыши рулона на бок и поместить каплю (приблизительно 30 мкл) гидрохлорида тетракаина в каждый глаз за местной анестезии. Подождите 2 минуты для решения вступили в силу.
  8. Повторите шаг 2.7 с одной капли местного Tropicamide для расширение зрачков. Кроме того, использование Фенилэфрин гидрохлорид (2,5%) по дилатации.
  9. Подождите 2 минуты для решения вступили в силу; держать животное на теплее в это время.
  10. После соответствующей выдержки времени, быстро разместить мышь на сцене мыши и поместите этап на подбородке остальной щелевой лампы.
  11. Включите щелевой лампы в низкой яркости света и проверьте степень расширение зрачков. Если ученик не адекватно расширены (примерно 2,5-3 мм), вернуться мыши животного теплой и ждать. В качестве альтернативы, управлять другой каплю Tropicamide. После того, как глаз достаточно расширены, перейдите к процедуре лазерной.

3. Лазерная Процедура

Примечание: Убедитесь, что другие рersons в комнате носить защитные очки, когда вдали от лазерной защитой щелевой лампы окуляра

  1. Регулировка размещение мыши на мыши стадии, так что он идеально расположен для визуализации зрительного нерва (см 3.1.2).
    1. Расположите курсор на его владельца, так что лежит горизонтально, перпендикулярно щелевой лампы ближнего света, с головой на одной стороне и хвост в другом. Идеальное расположение мыши сделает зрительный нерв визуализации намного легче один раз покровное применяется.
    2. Слегка поверните мышь, так что на ~ 170 ° углом с главой ближе к лазерным оператора.
    3. Убедитесь, что мышь как можно ближе к щелевой лампы, но все еще в положении, когда она стабильна, и где рука оператора будет иметь достаточно места для тонкой манипуляции.
  2. После мышь идеально расположен, поместите одну каплю раствора искусственного слезоточивый на 25 мм х 25 мм покровным стеклом.
    1. Положите одну каплю раствора искусственного слезоточивый на НПЗ мышиosite глаз - это обеспечит глаз увлажняется и формирование задержки помощь катаракты.
  3. Держите угол покровного между большим и указатель пальцев; Положение так, что стекло зажата между кончиками пальцев обеих.
  4. Аккуратно заверните оставшиеся три пальца вокруг тела животного для поддержки и стабилизации руки. Положение рук так, что стекло покровное может быть легко размещены на глаз мыши.
    1. Будьте уверены, что запястье стабилизируется на твердой поверхности, чтобы уменьшить тремор рук.
  5. После того, как устойчивое положение получается, тщательно нажмите покровное стекло (с каплей искусственных слез еще придерживался) на глаз мыши.
    1. Убедитесь, что покровное позиционируется как перпендикулярно, как можно лазерного луча для того, чтобы предотвратить лазерный луч разброс или отражение. Покровное действует как контактная линза, чтобы сгладить роговицы.
  6. Посмотрите щелевой лампы и свободной рукой тумблер сосредоточиться ЕНТIL сетчатки могут быть визуализированы. Сетчатка будет иметь светло-желтый / красный цвет в зависимости от расположения визуализируется, различные сосуды, красные будут видны.
  7. Медленно и осторожно манипулировать головой мыши и / или покровное до визуализации зрительный нерв. Зрительный нерв будет желтого цвета с множеством сосудов, исходящих из него.
  8. После того, как оператор подтвердил визуализацию зрительного нерва, включите лазера фокусировки луча.
  9. После того, как лазерный луч был включен, маневрировать лазера фокусировки луча в нужное положение (примерно 1 диаметр диска от зрительного нерва).
  10. Фокус лазерного луча на ПЭС глазного дна. Правильное фокус достигается при наличии острых и ясный луч лазера. Если целью луч выглядит овальной или не в фокусе, переключение внимания щелевой лампы или повторно позиции покровного стекла.
  11. После прицеливания луч фокусируется на ПЭС, инициировать лазерное управление с помощью триггера ноги лазера.
    1. Будьте уверены, чтобы избежать сосудов сетчатки по предотвращению внутриглазного онmorrhage.
  12. Следите за появлением пузырьков сразу после лазерной администрации. Схема лазерного выстрела должно быть ясно и не туманные в любом случае.
    1. Если лазер выстрел не приводит к образованию пузырьков, или площадь воздействия выглядит туманно (мутный вид с плохо определены границы круговой против ясного, резко выраженной границы успешного воздействия), или если кровотечение видно после лазерной администрации, не включают в себя эти повреждения для последующего анализа.
  13. Повторите шаги 3,10-3,12 для всех требуемых положениях CNV (обычно через 3, 6, 9 и 12 часов позиции вокруг зрительного нерва). Если лазерные индукции применяются примерно в таком же расстоянии от зрительного нерва, переориентация не должно быть необходимым. Тем не менее, из-за сильного изгиба глаза мыши и небольших изменений, которые могут существовать в сетчатке, переориентации светового пучка может быть необходимым между последовательными лазерными введений.
  14. Запись в тетради расположение и результат еACH лазерной администрация выстрел, и результат (успешно, туманно, кровоизлияния и т.д.). каждого вводимого выстрела для глаз. Будьте уверены, чтобы поместить лазер в режиме ожидания, когда он не используется.
  15. Повторите 3.1-3.14 для другого глаза мыши при необходимости, с помощью противоположной стороны для стабилизации и нового покровное.
  16. После того как все желаемые лазерные выстрелы вводят, выключите лазер и щелевой лампы.
  17. Откажитесь покровное и место мыши на теплее для восстановления после анестезии. Макроскопически проверить глаза за любой ущерб и поместить каплю искусственного решения слезоточивого держать глаз о водой и потенциально предотвратить развитие катаракты будущее. После того, как мыши оправится от анестезии, вернуться к клетке.
Avertin Avertin Avertin XYL / КЭТ XYL / КЭТ
Вес мыши (г) Доза (мг / кг) Решение Концентрация (мг / мл) Обезболивающий доза (мл) Доза (мг / кг) Обезболивающий доза (мл)
15 250 20 0,1875 100 мг / кг кетамина; 10 мг / кг ксилазина 0,15
16 250 20 0,2 100 мг / кг кетамина; 10 мг / кг ксилазина 0.16
17 250 20 0,2125 100 мг / кг кетамина; 10 мг / кг ксилазина 0.17
18 250 20 0,225 100 мг / кг кетамина; 10 мг / кг ксилазина 0.18
19 250 20 0,2375 100 мг / кг кетамина; 10 мг / кг ксилазина 0,19
20 250 20 0,25 100 мг / кг кетамина; 10 мг / кг ксилазина 0,2
21 250 20 0,2625 100 мг / кг кетамина; 10 мг / кг ксилазина 0.21
22 250 20 0,275 100 мг / кг кетамина; 10 мг / кг ксилазина 0.22
23 250 20 0,2875 100 мг / кг кетамина; 10 мг / кг ксилазина 0.23
24 250 20 0,3 100 мг / кг кетамина; 10 мг / кг ксилазина 0.24
25 250 20 0,3125 100 мг / кг кетамина; 10 мг / кг ксилазина 0,25
26 250 20 0,325 100 мг / кг кетамина; 10 мг / кг ксилазина 0,26
27 250 20 0,3375 100 мг / кг кетамина; 10 мг / кг ксилазина 0.27
28 250 20 0,35 100 мг / кг кетамина; 10 мг / кг ксилазина 0.28
29 250 20 0,3625 100 мг / кг кетамина; 10 мг / кг ксилазина 0,29
30 250 20 0.375 100 мг / кг кетамина; 10 мг / кг ксилазина 0,3

Таблица 1: XyIKet Дозировка карта.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Количественная оценка CNV поражений может быть выполнена путем анализа плоских монтажа сосудистой оболочки глаза с помощью иммунофлуоресцентного маркировать сосуды Cnv. Два наиболее часто используемые методы подготовки ткани FITC-декстран маркировка, осуществляется с помощью перфузии непосредственно перед жертвоприношения животных, или посмертного иммуно-окрашивания эндотелиальных клеток маркера. Оба этих метода были описаны ранее подробно 13,14,21; рисунках 1 и 2 показаны пр...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Есть несколько факторов, которые могут повлиять на лазерный доставку и результирующий развития CNV поражения после успешного лазерной индукции. Эти факторы должны контролироваться для стандартизированы и для того, чтобы иметь наиболее надежные результаты. Наиболее близким из этих факторов выбор мыши (генотип, возраст, и пол), обезболивающий выбор и настройки лазера.

Конкретная модель мыши используется может оказать существенное влияние на ход развития CNV. Наиболее широко используется геноти...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы выражают признательность Джонатану Чоу, доктору медицины за его помощь в подготовке и редактировании окончательной рукописи, а также Вэньчжуну Лю за данные ОКТ. Мы также хотели бы выразить признательность за поддержку со стороны исследовательского гранта Общества Макулы (AAF), поддержку от неограниченного гранта Северо-Западного университета от Research to Prevent Blindness, Inc., Нью-Йорк, штат Нью-Йорк, США, и поддержку от NIH-EY019951.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
532 нм (зеленый) аргоновый офтальмологический лазерIRIDEXGLxлюбой офтальмологический 532 нм (зеленый) аргоновый лазер может быть использован
с помощью щелевой лампыCarl Zeiss30SL-M, при условии, что он совместим с лазером
трибромэтанолSigmaT48402-25G,используемый для изготовления анестетика
трет-амиловым спиртомSigma152463-1L, используемый для изготовления анестетика
флаконы из янтарного стекла + септыWheatonWH-223696для хранения триброметанола
VWR82003-820разное 
1% ТропикамидFalcon PharmaceuticalsRXD2974251расширения зрачков
0,5% Тетракаина гидрохлоридAlcon  0065-0741-12Местная анестезия
искусственные слезыAlcon  58768-788-25для гидратационной
теплотерапии (для согревания животных)Kent ScientificHTP-1500используется для поддержания температуры тела животного
прокладка для разогреваживотного Kent ScientificTPZ-0510EAподдерживает температуру тела животного
30 г инсулиновые иглыBD328418IP весы для инъекций анестезии
американские весы для взвешиванияAWS-1KG-BLK
покровное скольжение (25 мм x 25 мм)VWR48366089уплощение роговицы для визуализации сетчатки мыши
ксилазин,полученный из учрежденияиз учрежденияанестезия
кетаминполученный из учрежденияполученный из учрежденияанестезия
VolocityPerkinElmerиспользуемый для объемной реконструкции
ImageJНациональные институты здравоохранения, используемые для анализа изображений
салфетки насос тела , полученный , , ,

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bressler, N. M., Bressler, S. B., Fine, S. L. Age related macular degeneration. Surv Ophthalmol. 32, 375-413 (1988).
  2. Congdon, N., et al. Causes and Prevalence of Visual Impairment Among Adults in the United States. Arch Ophthalmol. 122, 477-485 (2004).
  3. Jager, R. D., Mieler, W. F., Miller, J. W. Age-Related Macular Degeneration. NEJM. 358, 2606-2617 (2008).
  4. Poor, S. H., et al. Reliability of the Mouse Model of Choroidal Neovascularization Induced by Laser Photocoagulation. IOVS. 55, 6525-6534 (2014).
  5. Ryan, S. J. The development of an experimental model of subretinal neovascularization in disciform macular degeneration. Trans Am Ophthalmol Soc. 77, 707-745 (1979).
  6. Miller, H., Miller, B., Ishibashi, T., Ryan, S. J. Pathogenesis of laser induced choroidal subretinal neovascularization. IOVS. 31, 899-908 (1990).
  7. Pennesi, M. E., Neuringer, M., Courtney, R. J. Animal models of age related macular degeneration. Molr Aspects Mede. 33, 487-509 (2012).
  8. Grossniklaus, H. E., Kang, S. J., Berglin, L. Animal Models of Choroidal and Retinal Neovascularization. Prog Retin Eye Res. 29, 500-519 (2010).
  9. Zeiss, C. J. REVIEW PAPER: Animals as Models of Age Related Macular Degeneration An Imperfect Measure of the Truth. Vet Pathol Online. 47, 396-413 (2010).
  10. Tobe, T., et al. Targeted Disruption of the FGF2 Gene Does Not Prevent Choroidal Neovascularization in a Murine Model. Am J Pathol. 153, 1641-1646 (1998).
  11. He, L., Marneros, A. G. Macrophages Are Essential for the Early Wound Healing Response and the Formation of a Fibrovascular Scar. Am J Pathol. 182, 2407-2417 (2013).
  12. Hoerster, R., et al. In vivo and ex vivo characterization of laser induced choroidal neovascularization variability in mice. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 250, 1579-1586 (2012).
  13. Jawad, S., et al. The Role of Macrophage Class A Scavenger Receptors in a Laser Induced Murine Choroidal Neovascularization Model. IOVS. 54, 5959-5970 (2013).
  14. Lambert, V., et al. Laser induced choroidal neovascularization model to study age related macular degeneration in mice. Nat Protocols. 8, 2197-2211 (2013).
  15. Sakurai, E., Anand, A., Ambati, B. K., van Rooijen, N., Ambati, J. Macrophage Depletion Inhibits Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 44, 3578-3585 (2003).
  16. Espinosa Heidmann, D. G., et al. Macrophage Depletion Diminishes Lesion Size and Severity in Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 44, 3586-3592 (2003).
  17. Giani, A., et al. In Vivo Evaluation of Laser Induced Choroidal Neovascularization Using Spectral Domain Optical Coherence Tomography. IOVS. 52, 3880-3887 (2011).
  18. Kwak, N., Okamoto, N., Wood, J. M., Campochiaro, P. A. VEGF Is Major Stimulator in Model of Choroidal Neovascularization. IOVS. 41, 3158-3164 (2000).
  19. Reich, S. J., et al. Small interfering RNA (siRNA) targeting VEGF effectively inhibits ocular neovascularization in a mouse model. Molr Vis. 9, 210-216 (2003).
  20. Baffi, J., Byrnes, G., Chan, C. C., Csaky, K. G. Choroidal Neovascularization in the Rat Induced by Adenovirus Mediated Expression of Vascular Endothelial Growth Factor. IOVS. 41, 3582-3589 (2000).
  21. Claybon, A., Bishop, A. J. R. Dissection of a Mouse Eye for a Whole Mount of the Retinal Pigment Epithelium. JoVE. , 2563(2011).
  22. Espinosa-Heidmann, D. G., et al. Age as an Independent Risk Factor for Severity of Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 43, 1567-1573 (2002).
  23. Zhu, Y., et al. Improvement and Optimization of Standards for a Preclinical Animal Test Model of Laser Induced Choroidal Neovascularization. PLoS ONE. 9, e94743(2014).
  24. Weinstock, M., Stewart, H. C. Occurrence in rodents of reversible drug induced opacities of the lens. British J Ophthalmol. 45, 408-414 (1961).
  25. Ridder III, W. H., Nusinowitz, S., Heckenlively, J. R. Causes of Cataract Development in Anesthetized Mice. Exp Eye Res. 75, 365-370 (2002).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

AMD

Похожие статьи