Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Индуцирование государства Изоэлектрическая мозга для изучения влияния эндогенного синаптической активности на нейронную возбудимость,

7.6K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/53576

⸱

31 марта 2016 г.

 ,  ,  ,  , 
1Inserm U1127, 2CNRS UMR 7225, 3UPMC Univ Paris 06, UMR S 1127, Sorbonne Universités, 4Institut du Cerveau et de la Moelle épinière (ICM)

В этой статье

Краткое содержание

Эта процедура выполняет долговечные внутриклеточные записи в естественных условиях от отдельных нейронов во время физиологически соответствующих мозговых состояний и после полной отмены текущих электрических деятельности, в результате чего в изоэлектрической состоянии мозга. Физиологические константы животного тщательно контролируются при переходе к искусственному коматозного состояния.

Аннотация

Информация о процессе путь нейроны зависит как от их внутренних свойств мембраны и на динамику афферентной синаптической сети. В частности, эндогенно-генерируемой сетевую активность, которая сильно изменяется в зависимости от состояния бдительности, значительно модулирует вычисление нейронную. Для того, чтобы исследовать , как различные спонтанные церебральные динамика влияет на интегративные свойства отдельных нейронов, мы разработали новую экспериментальную стратегию у крыс , заключающийся в подавлении в естественных условиях все мозговую активность с помощью системной инъекции высокой дозы пентобарбитала натрия. Кортикальные деятельность, непрерывно контролируется комбинированным ЭГ (ЭГ) и внутриклеточных записей постепенно замедляется, что приводит к постоянному изоэлектрической профилю. Это экстремальное состояние мозга, помещая крысу в глубокий коматозное состояние, был тщательно контролироваться путем измерения физиологических констант животного на протяжении экспериментов. Внутриклеточные гecordings позволило охарактеризовать и сравнить интегративные свойства одного и того же нейроне внедренного в физиологически соответствующих корковой динамики, такие, как те, которые встречаются в цикле сон-бодрствование, а когда мозг был полностью молчит.

Введение

При отсутствии каких-либо внешних стимулов или поведенческих задач, то "отдыхает" мозг генерирует непрерывный поток электрической активности, которые могут быть записаны с кожи головы, как электроэнцефалографии (ЭЭГ) волн. Внутриклеточная коррелятом этого эндогенного активности мозга характеризуется колебаниями фона мембранного напряжения (также известный как "синаптической шум"), которые состоят из комбинации возбуждающих и тормозных синаптических потенциалов , которые отражают текущую активность афферентных сетей 1,2. Эта спонтанная активность изменяется по частоте и амплитуде с различными состояниями бдительности. Освещающий влияние сетевой активности на возбудимости и реактивности отдельных нейронов является одной из основных проблем нейронаук 3,4.

Многие экспериментальные и расчетные исследования исследовали функциональное влияние текущей синаптической активности на интегративной СВОЙСТВs нейронов. Тем не менее, роль различных нейрональных параметров, пострадавших от фонового шума синаптической остается неуловимым. Например, средний уровень деполяризации мембраны было обнаружено положительно или отрицательно 5,6 7-9 коррелирует со способностью сенсорных входов , чтобы вызвать потенциалы действия. Кроме того, в то время как некоторые исследования показывают , что колебания мембранного потенциала, в результате чего из непрерывно изменяющегося потока афферентных синаптических входов, сильно влияет на быстроту реакции отдельных нейронов путем модуляции усиления их ввода-вывода отношений 3,10-13, другие указывают , что изменения входной проводимости мембраны , опосредованные маневрового ингибирования достаточны для модуляции нейрональной усиления независимо от величины мембранных колебаний 14,15. Наконец, недавние исследования, проведенные на животных, бодрствующих подчеркнул, как обработка сенсорной информации в одном нейроне в значительной степени зависит от состояния бдительности ай ток поведенческая спроса 16,17.

Несложный стратегия для выяснения функциональной роли данного процесса в высокой степени взаимосвязанной системе, чтобы определить, каким образом его отсутствие конкретно изменяет функционирование системы. Этот метод широко используется в исследованиях нейронауки, например , с использованием экспериментальных поражений или инактивация различных областей мозга , 18-21 или фармакологической блокады специфических ионных каналов 22,23. Примечательно, что он применялся в естественных условиях , чтобы представить как функциональную динамику подключений и сетевых влияют на вычисление одноклеточ- 24-27. Тем не менее, на сегодняшний день местные манипуляции предназначены для блокирования возбуждения нейронов и / или возмущать их основные биофизические свойства могут быть частично эффективными и ограничены на сравнительно небольшие объемы мозга 28.

Чтобы преодолеть эти ограничения, мы разработали новый в естественных условиях экспериментального подхода вкрыса сравнить электрофизиологические свойства отдельных нейронов , зарегистрированных в данном состоянии головного мозга, то есть, встроенный в конкретной сети динамической, к полученным после полного подавления всего мозга синаптической активности 29. В условиях управления, два различных корковой динамики может быть сгенерирован. Сон, как electrocorticographic (ЭГ) модели были вызваны инъекции умеренных доз фенобарбитала натрия. В качестве альтернативы, быстрые ЭГ волны малой амплитуды, сравнимые с корковой активности, лежащей в основе состояния бодрствования (бодрствование-подобный рисунок) может быть получен путем введения фентанила. В дальнейшем, при сохранении той же ЭГ и внутриклеточной регистрации, полное глушение эндогенный электрической активности головного мозга была получена путем системной инъекции высокой дозы фенобарбитала натрия, характеризующийся изоэлектрической ЭГ и внутриклеточного деятельности. Поскольку индукция такой экстремальной коматозных потенциально может привести к фатальным consequenКЕС на биологические функции, тщательный и непрерывный мониторинг физиологических переменных имеет важное значение. Поэтому мы тщательно следили за частотой сердечных биений, конец приливные концентрации СО 2 (Eţco 2), O 2 насыщения (SPO 2) и температуру ядра крысы на протяжении экспериментов.

Мы оцениваем свойства отдельных нейронов во время этих различных состояний с использованием резких микроэлектродов, которые особенно подходят для длительных и стабильных записей в естественных условиях. Процедура, описанная здесь, может быть объединен с другими электрофизиологических и обработки изображений подходов и может быть распространен на другие модели на животных.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры были проведены в соответствии с руководящими принципами Европейского Союза (Директива 2010/63 / ЕС) и одобрено комитетом по этике Чарльза Дарвина на экспериментировании животных мимо. Здесь мы опишем процедуру мы обычно используем в нашей лаборатории, однако большинство шагов могут быть адаптированы под конкретные потребности каждого.

1. Хирургическая подготовка

Примечание: Все насечки и давления точки должны быть многократно пропитывается местным анестетиком (лидокаином или бупивакаина). Настоящая процедура является терминал, если асептический препарат требуется несколько модификаций должны быть реализованы.

  1. Обезболить крысу с помощью пентобарбитала натрия (40 мг / кг) и кетамина (50 мг / кг) в двух локально разделенных внутрибрюшинного (IP) инъекции.
  2. Пусть животное идут под общим наркозом и неоднократно убедиться, что хирургическая плоскость анестезии не достигается (отсутствие реакции на пальце ноги сведите). Поместите крысу на феedback одеяло отопления и вставьте ректальный зонд для поддержания температуры ядра около 37 ° C.
  3. Поместите катетер в брюшную полость , чтобы облегчить последующую инъекцию анестетиков и избежать перфорирование органов путем повторных уколов 30.
    1. Клип волос над небольшим (~ 2 - 3 мм) области выше области, расположенной в нижнем правом или левом квадранте желудка.
      Примечание: Крем для депиляции также может быть использован.
    2. Сделайте 2 - 3 мм разрез на коже с острыми ножницами или скальпелем. Использование тупым, удалить жир и мышечные слои, пока не наблюдается брюшной полости.
    3. Вставка около 1 - 2 см от небольшого катетера в полости и закрыть рану с хирургическим клеем.
      (. , Например, 2 французский - соответствует 0,043 мм внутренний диаметр): Примечание Диаметр и общая длина катетера должна быть минимальной , чтобы уменьшить мертвый объем. Полиуретановые трубки являются наиболее подходящими.
    4. Сделайте петлю и шовный тон катетера к коже, чтобы закрепить ее на месте.
  4. Установить трахеи трубку для контроля вентиляции во время искусственного дыхания.
    1. Что касается предыдущего шага, подготовить интересующую область (1 - 2 см над трахеи прямо над рукояткой), удалить волосы и надрезать кожу.
    2. Блант рассекают первые слои жира и мышц, а затем переместить слюнной железы в сторону и подвергать трахеи, аккуратно рассекает последний слой мышц.
    3. Осторожно удалите ткани над трахеи и слайд-нить под ним с помощью небольших щипцов. Сделайте узел хирурга с нитью, но не тугой это еще.
    4. Надрезать трахеи трансверсально между двумя хрящевыми кольцами. Мазок крови в трахею, если таковые имеются.
    5. Вставьте интубационной трубки соответствующего диаметра и затянуть узел Нить для закрепления трубки устойчивый. Для обеспечения дополнительной устойчивости нить в дальнейшем может быть прикреплен на более высокой точке трахеи трубки.
    6. Suturе рана близко или использовать хирургические скобки. Избегайте хирургического клея здесь, если трахеи трубка предназначена для повторного использования.
  5. Установите животное в стереотаксической рамы и тщательно контролировать следующие физиологические переменные: ЭГ, SPO 2, Eţco 2, частота сердечных сокращений ( с помощью ЭКГ, ЭКГ) и внутренней температуры. Контролировать и регулировать эти переменные, чтобы сохранить надлежащую глубину анестезии и физиологического состояния. В частности, в дополнение анестезии с небольшой дозой (10 мг / кг) фенобарбитала натрия при необходимости.
  6. Нанесите глазную мазь на оба глаза, чтобы избежать высыхание. Клип волос над кожей головы, сделать продольный разрез (~ 2 см) и резекцию соединительной ткани, прилежащие череп, используя скальпель или кюретки.
  7. Сделайте небольшой (диаметром ~ 1,5 мм) краниотомия по интересующей области с бормашины.
    Примечание: Здесь поле ствол первичной соматосенсорной коры целенаправленную (7 - 8 мм впереди от линии межушной, 4.5- 5,5 мм латерально от средней линии 31). Промойте несколько раз, чтобы рассеивать тепло.
  8. Используйте дополнительные тонкий пинцет, чтобы аккуратно сделать небольшое отверстие в твердой мозговой оболочки. Зарезервировать мм область ~ 0,5 в трепанации черепа, чтобы поместить электрод ЭГ (см следующий шаг). Постоянно держать влажную кору с 0,9% раствором NaCl (или искусственной спинномозговой жидкости).
  9. Поместите низкий импеданс (~ 60 кОм) серебряный электрод (электрода ЭГ) на твердую мозговую оболочку, избегая области коры, не вошедшей в оболочках, и поместите эталонный электрод на кожу головы мышцы на другой стороне головы.
  10. На этом этапе (через 30 мин после инъекции пентобарбитала натрия в прошлом), поддерживают анестезию путем повторных инъекций пентобарбитала натрия (10-15 мг / кг / ч) или фентанил (3-6 мкг / кг / ч) через катетер IP. Первый из них будет приводить к медленным колебательным, полусна, ECOG узор тогда как последний будет приводить к десинхронизированного, пробуждения, как, коркового профиль.
  11. Отрегулируйте искусственную VСистема Вентиляционные монтажные таким образом , чтобы частота дыхания и объем аналогичны тем , спонтанного дыхания крысы (нормальный диапазон 70 - 115 вдох / мин 32). Затем подключите механическую вентиляцию к интубационной трубки и проверить правильность грудной клетки инфляции (с обеих сторон). Если нет, то отрегулируйте положение вентиляционной трубки по оси трахеи. При необходимости всасывать секрецию в трахее с помощью катетера, соединенного с помощью шприца или вакуумного насоса.
  12. Если все физиологические переменные 32-35 и ЭГ 29,36 паттерны отражают стабильную хирургической плоскости анестезии, делают внутримышечные инъекции галламина триэтиодид в каждой ноге , чтобы парализовать крыса, 40 мг / кг для первой инъекции и затем 20 мг / кг , каждый 2hr 19,29,36,50.

2. Внутриклеточные Записи

  1. Потянуть стекло микропипетки (резкое микроэлектродного) с наконечником ~ 0,2 мкм, такие как сопротивление в диапазоне betweeп 50 и 80 МОм после заполнения с 2 М ацетата калия (КЭК).
  2. Поместите пипетку в определенном держателе с серебро / серебро-хлорид проволоки (Ag / AgCl) для подключения пипеток раствора к внутриклеточной усилителю (через стадию головы). Держатель должен быть прикреплен к микроманипулятора. Поместите электрод сравнения Ag / AgCl на мышцы шеи крысы.
  3. Медленно вставьте пипетку в мозгу вплоть до области интереса и проверить его сопротивление, контролируя напряжение падает в ответ на текущие шаги. Используйте шум (или зап) кнопку усилителя, чтобы очистить пипетку, если это необходимо.
  4. Используйте ватные тампоны или синтетические треугольники поглощения, чтобы высушить краниотомия (будьте осторожны, чтобы не прикоснуться к ЭГ или внутриклеточные электроды) перед нанесением его силиконового эластомера или 4% агарозы для уменьшения движений мозга.
  5. Опустите пипетку в 1 - 2 мкм шагов, пока его сопротивление возрастает при приближении к клетке. Затем используйте функцию гудение усилителя к Пенетрат.е в нейрон.

3. Побудить государство изоэлектрической

  1. Выполните соответствующий экспериментальный протокол (например, стреляя ответы на внутриклеточно инжекции тока, отношения тока напряжения, сенсорные раздражители отклики) на данном этапе, контролируя одновременно мембранного потенциала нейрона, ЭГ и физиологические переменные.
  2. Убедитесь в том, что внутриклеточный электрод стабилен в клетке, анализируя устойчивость как мембранного потенциала и потенциала действия свойств на протяжении всего сеанса записи. Если нет, то не переходите к следующему шагу и ждать, пока запись не стабилизируется снова или искать другого нейрона.
  3. Вводят высокий, но инфракрасные смертельную дозу фенобарбитала натрия (~ 90 мг / кг, может быть ниже, чем 35 мг / кг с фенобарбиталом начальным условием и до 155 мг / кг от фентанила исходного состояния) через IP-линии.
    Примечание: В течение 15 - 20 мин внутриклеточного и ЭГ ваveforms должен замедлиться с прерывистым электрическим молчанием , чтобы скоротечно достичь так называемого "Ворвалась подавления" Профиль 37,38, который постепенно разрушается до полного изоэлектрической состояния. Ожидается , что частота сердечных сокращений значительно замедляется (на ~ 10 - 20%) , но SpO 2 и EtCO 2 должны оставаться относительно стабильными.
  4. Если изоэлектрическая состояние не достигается, вводят небольшое количество фенобарбитала натрия (~ 10% дозы шаг 3.1). Подождите 15 минут, прежде чем добавлять больше анестетика, если изоэлектрическая состояние еще не достигнуто.
  5. Повторите экспериментальный протокол для сравнения влияния динамики сети на интегративные свойства записанного нейрона.
    Примечание: После прекращения инъекций обезболивающих, электрическая активность мозга должна полностью восстановиться в течение от 3 до 4 часов.
  6. В конце эксперимента, вводят смертельную дозу фенобарбитала натрия (200 мг / кг, внутрибрюшинно) усыпить крысу.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Склонение и поддержание изоэлектрической состояния мозга является деликатным в естественных условиях экспериментальной процедуры. Было доказано , чтобы быть мощным инструментом для непосредственного изучения влияния корковой сетевой активности на возбудимости нейронов и функции передачи 29. На рисунке 1 показан мониторинг с участием многих параметров, в том числе ЭГ и жизненных констант, физиологического состояния животного до (рис 1А...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Здесь мы опишем новый метод для подавления в естественных условиях спонтанной мозговой электрической активности в сети как и клеточном уровнях. Эта процедура приводит к экстремальное состояние мозга, известный как изоэлектрической коматозных 41. С клинической точки зрения, такая инертность является состояние электрического наиболее тяжелая патология, которую можно увидеть на ЭЭГ. Это главным образом связано с необратимой коме, со всеми пациентами либо умирающих или продолжающихся в постоянном вегетат...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана грантами от Fondation де Франс, Национальным институтом де ла Санте Et де-ла-Recherche MEDICALE, Пьера и Мари Кюри университета и программы "Investissements d'Avenir 'ANR-10-IAIHU-06.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Пентобарбитал натрияЦентраветПентобарбитал
Кетамин 500МериалИмалг; ne 500
Фентанил Janssen-Cilagфентанил
ксилокаинцентраветксиловет
галламинтриэтиодидSigmaG8134
ЭКоG усилительA-M SystemsУсилитель переменного тока, модель 1700
Внутриклеточный усилительМолекулярные устройстваAxoclamp 900A
Интерфейс сбора данныхCambridge Electronic DesignCED Power 1401-3 
Программное обеспечение для анализа данныхCambridge Electronic DesignSpike2 version 7
микроманипуляторScientificaIVM-3000
Capillaral PullerNarishigePE-2
Капилляры из боросиликатного стеклаHarvard ApparatusGC150F-10
Серебряная проволока 0,125 мм (внутриклеточная запись)WPIAGT0525
Ag-AgCl референсPhymepE242
Серебряная проволока 0,25 мм (запись ЭКоГ)WPIAGT1025
Система искусственного дыханияMinerveAlpha Lab
Мониторинг физиологических параметровDigicareLifeWindow Lite
Нагревательное одеялоHarvard Apparatus507215
СтереомикроскопLeicaM80
НожницыFST15005-08
Щипцы Dumont #5FST11295-10
Щипцы Dumont #5SFFST11252-00
IP Полиуретановый катетер - 0,43x0,69 мм   InstechBTPU-027
Силиконовый эластомерWPIKWIK-CAST
Стоматологическая бормашинаNSKY1001151 и P496
Хирургический клей3Mvetbond
, ,

Ссылки

  1. Fatt, P., Katz, B. Some observations on biological noise. Nature. 166 (4223), 597-598 (1950).
  2. Brock, L. G., Coombs, J. S., Eccles, J. C. The recording of potentials from motoneurones with an intracellular electrode. J. Physiol. 117 (4), 431-460 (1952).
  3. Destexhe, A., Rudolph, M., Fellous, J. M., Sejnowski, T. J. Fluctuating synaptic conductances recreate in vivo-like activity in neocortical neurons. Neuroscience. 107 (1), 13-24 (2001).
  4. Silver, R. A. Neuronal arithmetic. Nat. Rev. Neurosci. 11 (7), 474-489 (2010).
  5. Azouz, R., Gray, C. M. Cellular mechanisms contributing to response variability of cortical neurons in vivo. J. Neurosci. 19 (6), 2209-2223 (1999).
  6. Sanchez-Vives, M. V., Nowak, L. G., McCormick, D. A. Membrane Mechanisms Underlying Contrast Adaptation in Cat Area 17 In Vivo. J. Neurosci. 222 (11), 4267-4285 (2000).
  7. Petersen, C. C. H., Hahn, T. T. G., Mehta, M., Grinvald, A., Sakmann, B. Interaction of sensory responses with spontaneous depolarization in layer 2/3 barrel cortex. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100 (23), 13638-13643 (2003).
  8. Sachdev, R. N. S., Ebner, F. F., Wilson, C. J. Effect of Subthreshold Up and Down States on the Whisker-Evoked Response in Somatosensory Cortex. J. Neurophysiol. 92 (6), 3511-3521 (2004).
  9. Hasenstaub, A., Sachdev, R. N. S., McCormick, D. A. State Changes Rapidly Modulate Cortical Neuronal Responsiveness. J. Neurosci. 27 (36), 9607-9622 (2007).
  10. Chance, F. S., Abbott, L. F., Reyes, A. D. Gain modulation from background synaptic input. Neuron. 35 (4), 773-782 (2002).
  11. Shu, Y., Hasenstaub, A., Badoual, M., Bal, T., McCormick, D. A. Barrages of synaptic activity control the gain and sensitivity of cortical neurons. J. Neurosci. 23 (32), 10388-10401 (2003).
  12. Mitchell, S. J., Silver, R. A. Shunting inhibition modulates neuronal gain during synaptic excitation. Neuron. 38 (3), 433-445 (2003).
  13. Prescott, S. A., De Koninck, Y. Gain control of firing rate by shunting inhibition: roles of synaptic noise and dendritic saturation. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100 (4), 2076-2081 (2003).
  14. Graham, L. J., Schramm, A. In Vivo Dynamic-Clamp Manipulation of Extrinsic and Intrinsic Conductances: Functional Roles of Shunting Inhibition and IBK in Rat and Cat Cortex. Dynamic-clamp: From principles to applications. , (2009).
  15. Fernandez, F. R., White, J. A. Gain control in CA1 pyramidal cells using changes in somatic conductance. J. Neurosci. 30 (1), 230-241 (2010).
  16. Polack, P. O., Friedman, J., Golshani, P. Cellular mechanisms of brain state-dependent gain modulation in visual cortex. Nat. Neurosci. 16 (9), 1331-1339 (2013).
  17. Zhou, M., Liang, F., et al. Scaling down of balanced excitation and inhibition by active behavioral states in auditory cortex. Nat. Neurosci. 17 (6), 841-850 (2014).
  18. Contreras, D., Destexhe, A., Sejnowski, T. J., Steriade, M. Spatiotemporal Patterns of Spindle Oscillations in Cortex and Thalamus. J. Neurosci. 17 (3), 1179-1196 (1997).
  19. Charpier, S., Mahon, S., Deniau, J. M. In vivo induction of striatal long-term potentiation by low-frequency stimulation of the cerebral cortex. Neuroscience. 91 (4), 1209-1222 (1999).
  20. Constantinople, C. M., Bruno, R. M. Effects and Mechanisms of Wakefulness on Local Cortical Networks. Neuron. 69 (6), 1061-1068 (2011).
  21. Poulet, J. F. A., Fernandez, L. M. J., Crochet, S., Petersen, C. C. H. Thalamic control of cortical states. Nat. Neurosci. 15 (3), 370-372 (2012).
  22. Hille, B. Ion Channels of Excitable Membranes, Third Edition. , Sinauer Associates. Sunderland, Mass. (2001).
  23. Sakmann, B., Neher, E. Single-Channel Recording. , Springer. (2009).
  24. Ferster, D., Chung, S., Wheat, H. Orientation selectivity of thalamic input to simple cells of cat visual cortex. Nature. 380 (6571), 249-252 (1996).
  25. Paré, D., Shink, E., Gaudreau, H., Destexhe, A., Lang, E. J. Impact of spontaneous synaptic activity on the resting properties of cat neocortical pyramidal neurons In vivo. J. Neurophysiol. 79 (3), 1450-1460 (1998).
  26. Destexhe, A., Paré, D. Impact of network activity on the integrative properties of neocortical pyramidal neurons in vivo. J. Neurophysiol. 81 (4), 1531-1547 (1999).
  27. Kara, P., Pezaris, J. S., Yurgenson, S., Reid, R. C. The spatial receptive field of thalamic inputs to single cortical simple cells revealed by the interaction of visual and electrical stimulation. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 99 (25), 16261-16266 (2002).
  28. Lomber, S. G. The advantages and limitations of permanent or reversible deactivation techniques in the assessment of neural function. J. Neurosci. Meth. 86 (2), 109-117 (1999).
  29. Altwegg-Boussac, T., Chavez, M., Mahon, S., Charpier, S. Excitability and responsiveness of rat barrel cortex neurons in the presence and absence of spontaneous synaptic activity in vivo. J. Physiol. 592 (16), 3577-3595 (2014).
  30. Miner, N. A., Koehler, J., Greenaway, L. Intraperitoneal injection of mice. Appl. Microbiol. 17 (2), 250-251 (1969).
  31. Paxinos, G., Watson, C. The rat brain in stereotaxic coordinates (2nd edn). , Academic Press. (1986).
  32. Wolfensohn, S. Handbook of Laboratory Animal Management and Welfare. , Wiley-Blackwell. (2013).
  33. Bester, H., Chapman, V., Besson, J. M., Bernard, J. F. Physiological Properties of the Lamina I Spinoparabrachial Neurons in the Rat. J. Neurophysiol. 83 (4), 2239-2259 (2000).
  34. Greene, S. A. Veterinary Anesthesia and Pain Management Secrets. , Elsevier Health Sciences. (2002).
  35. Morgan, B. J., Adrian, R., Bates, M. L., Dopp, J. M., Dempsey, J. A. Quantifying hypoxia-induced chemoreceptor sensitivity in the awake rodent. J. Appl. Physiol. 117 (7), 816-824 (2014).
  36. Mahon, S., Deniau, J. M., Charpier, S. Relationship between EEG potentials and intracellular activity of striatal and cortico-striatal neurons: an in vivo study under different anesthetics. Cereb. Cortex. 11 (4), 360-373 (2001).
  37. Ganes, T., Lundar, T. The effect of thiopentone on somatosensory evoked responses and EEGs in comatose patients. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 46 (6), 509-514 (1983).
  38. Schmid-Elsaesser, R., Schröder, M., Zausinger, S., Hungerhuber, E., Baethmann, A., Reulen, H. J. EEG burst suppression is not necessary for maximum barbiturate protection in transient focal cerebral ischemia in the rat. J. Neurol. Sci. 162 (1), 14-19 (1999).
  39. Cummins, T. R., Jiang, C., Haddad, G. G. Human neocortical excitability is decreased during anoxia via sodium channel modulation. J Clin Invest. 91 (2), 608-615 (1993).
  40. Gu, X. Q., Kanaan, A., Yao, H., Haddad, G. G. Chronic High-Inspired CO2 Decreases Excitability of Mouse Hippocampal Neurons. J. Neurophysiol. 97 (2), 1833-1838 (2007).
  41. Lehembre, R., Gosseries, O., et al. Electrophysiological investigations of brain function in coma, vegetative and minimally conscious patients. Arch Ital Biol. 150 (2/3), 122-139 (2012).
  42. Husain, A. M. Electroencephalographic assessment of coma. J Clin Neurophysiol. 23 (3), 208-220 (2006).
  43. Fink, E. L., Alexander, H., et al. An Experimental Model of Pediatric Asphyxial Cardiopulmonary Arrest in Rats. Pediatr Crit Care Med. 5 (2), 139-144 (2004).
  44. Lukatch, H. S., McIver, M. B. Synaptic mechanisms of thiopental-induced alterations insynchronized cortical activity. Anesthesiology. 84, 1425-1434 (1996).
  45. Kroeger, D., Amzica, F. Hypersensitivity of the anesthesia-induced comatose brain. J Neurosci. 27, 10597-10607 (2007).
  46. Kroeger, D., Florea, B., Amzica, F. Human brain activity patterns beyond the isoelectric line of extreme deep coma. PLoS ONE. 8 (9), e75257(2013).
  47. Margrie, T. W., Brecht, M., Sakmann, B. In vivo, low-resistance, whole-cell recordings from neurons in the anaesthetized and awake mammalian brain. Pflugers Arch. 444 (4), 491-498 (2002).
  48. DeWeese, M. Whole-Cell Recording In Vivo. Current Protocols in Neuroscience. , (2007).
  49. Schramm, A. E., Marinazzo, D., Gener, T., Graham, L. J. The Touch and Zap Method for In Vivo Whole-Cell Patch Recording of Intrinsic and Visual Responses of Cortical Neurons and Glial Cells. PLoS ONE. 9 (5), e97310(2014).
  50. Mahon, S., Charpier, S. Bidirectional Plasticity of Intrinsic Excitability Controls Sensory Inputs Efficiency in Layer 5 Barrel Cortex Neurons in Vivo. J. Neurosci. 32 (33), 11377-11389 (2012).
  51. Destexhe, A., Rudolph, M., Paré, D. The high-conductance state of neocortical neurons in vivo. Nat. Rev. Neurosci. 4 (9), 739-751 (2003).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Индуцирование государства Изоэлектрическая мозга для изучения влияния эндогенного синаптической активности на нейронную возбудимость,
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.