Методическая статья

Кожный Хирургическая Денервация: Метод для тестирования Требование нервах у мышей моделях болезни кожи

DOI:

10.3791/54050

⸱

26 июня 2016 г.

 ,  , 
1Dermatology, Cell and Developmental Biology, University of Michigan, 2Dermatology Branch, National Cancer Institute, National Institutes of Health

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта статья включает в себя подробные протоколы генетической маркировки кожи мышей, хирургической денервации, биопсии кожи и визуализации меченых эпителий с помощью окрашивания β-галактозидазой в целом. Эти методы могут быть использованы для проверки потребности в нервах на мышиных моделях нормальной и патологической кожи.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Кожные соматосенсорные нервы функционируют для обнаружения различных стимулов, которые воздействуют на кожу. В дополнение к их установленным сенсорным функциям, недавние исследования показали, что нервы также могут модулировать кожные заболевания, включая атопический дерматит, псориаз и рак. Здесь мы описываем протоколы тестирования потребности нервов в поддержании кожного механосенсорного органа, сенсорного купола (ТД). В частности, мы обсуждаем методы генетической маркировки, сбора и визуализации TDs путем окрашивания по всему креплению, а также для выполнения односторонней хирургической денервации на спинной коже спины мыши. Вместе эти подходы могут быть использованы для прямого сравнения морфологии TD и экспрессии генов в денервированной, а также искусственно обработанной коже одного и того же животного. Эти методы также могут быть легко адаптированы для изучения потребности в нервах на мышиных моделях кожной патологии. Наконец, возможность многократного взятия образцов кожи дает возможность отслеживать прогрессирование заболевания на разных стадиях и в разное время после его начала.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

За последние несколько лет наблюдается растущее понимание влияния нервов на заболевания, которые обычно не рассматриваются как классические невропатии1-4. Недавние экспериментальные данные показали, что сенсорные нервы могут модулировать различные патологии, начиная от псориаза и заканчивая раком5-9. Это было продемонстрировано с использованием таких методов, как хирургическая денервация и фармакологическое ингибирование нервной функции у грызунов. В случае псориаза эти исследования обеспечили механистическую основу для понимания того, почему псориатические бляшки человека регрессируют после потери нервной функции7,10-12.

Кожные нервы также могут влиять на экспрессию генов13,14 и имеют решающее значение для механосенсорики нормальной кожи15. В частности, сенсорный купольный эпителий (ТД) состоит из участка столбчатых эпидермальных клеток, расположенных рядом с нейроэндокринными клетками Меркеля, иннервируемыми медленно адаптирующимися нервными волокнами типа 1 (SA1)16-18. TDs опосредуют легкое ощущение прикосновения и, как было показано, демонстрируют активность пути ежа5,19. Поддержание TD зависит от иннервации20,21, так как нервы выделяют лиганды Hedgehog для поддержания нормальных TDs и связанных с ними клеток Меркеля19. Кроме того, иннервация способствует образованию Hedgehog-зависимой опухоли из эпителия TD5. В совокупности эти исследования подтверждают представление о том, что сложные молекулярные взаимодействия, происходящие между нервами и окружающими клетками в их нише, имеют решающее значение для нормальной физиологии ДП, а также для заболевания.

Чтобы исследовать природу этих взаимодействий, мы описываем здесь серию техник in vivo для манипулирования экспрессией генов в TD, а также для забора биопсий кожи для визуализации TD после отслеживания родословной. Наконец, мы описываем процедуры выполнения односторонней хирургической денервации, при которых нервы удаляются с одной стороны тыльной стороны кожи мыши, оставляя контралатеральную сторону нетронутой в качестве имитации внутреннего контроля. Через несколько недель после операции денервированную и контрольную кожу сравнивают для оценки изменений, происходящих при удалении нервов. Хотя эти методы описаны в контексте нормальных ТД, процедура денервации была использована для изучения потребности в нервах в мышиных моделях псориаза6, заживления ран13 и онкогенеза5. Наконец, поскольку кожа поддается повторной биопсии, это дает возможность отслеживать долгосрочную судьбу меченых клеток или оценивать прогрессирование заболевания в течение нескольких временных точек.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все процедуры, описанные в этом протоколе были проведены в соответствии с правилами, установленными Университета Мичигана группы по лабораторных животных медицины.

1. Побудить генетической рекомбинацией у мышей

Примечание: Gli1 ТМ3 (CRE / ERT2) судья по административным делам / J штамм мыши (Gli1-CreERT2) 13 позволяет адресности тамоксифен-индуцированной генетической рекомбинации в TD эпителий. Крест этот штамм с B6.129S4-Гт (ROSA) 26Sor tm1Sor / J мышей репортер (LacZ) 22 для создания Gli1; ​​LacZ животных для визуализации TD клетки от целого монтажа окрашивания ниже.

  1. Готовят тамоксифеном раствор до концентрации 12,5 мг / мл в кукурузном масле.
    1. В 1,5 мл пробирку, добавляют до 20 мг кристаллического тамоксифена, а затем 1 мл кукурузного масла. Твердо лента трубки к вихревой смеситель и непрерывно вихря на максимальных настройках при комнатной температуре, пока не тамоксифен полного растворения (2-4 ч), аподтвержден путем исследования трубки под микроскопом рассекает на отсутствие тамоксифена частиц.
    2. Перенесите раствор в 15 мл пробирку и разбавить тамоксифен до конечной концентрации 12,5 мг / мл с помощью дополнительного кукурузного масла. Смешайте встряхиванием вязкий раствор еще в течение 30 сек. Храните это решение до 1 недели при 4 ° С в темноте.
  2. Вводят тамоксифеном раствора внутрибрюшинно в Gli1; ​​мышей LacZ, в объеме 200 мкл на 20 г веса тела мыши, для эффективной тамоксифена дозе 2,5 мг на 20 г веса мыши.

2. Урожай Биопсия кожи

Примечание: В зависимости от эксперимента, биопсии кожи урожай несколько дней до нескольких недель после тамоксифена индукции. Для всех операций, следуют стандартные протоколы для грызуна хирургии, в том числе с использованием стерильных перчаток, носить хирургическую маску или сетку для волос, и покрывая животное с хирургической стерильной салфетке во время процедуры.

  1. Приготовьте раствор 10x запас обезболивающий путем смешивания 90 мг / мл кетамина и 6,5 мг / мл ксилазина в воде. Развести этот маточный раствор 1:10 в стерильном PBS непосредственно перед использованием, и хранить при комнатной температуре в темноте в течение до 8 месяцев.
    1. В качестве альтернативы, анестезию мышей путем изофлуран ингаляции, начиная с концентрацией газа в 4% с кислородом, чтобы полностью анестезию животного, а затем впоследствии понижать это на 1-2% в течение длительности процедуры.
  2. Вводят анестезирующий раствор внутрибрюшинно в дозе 200 мкл на 20 г массы тела мыши. Убедитесь, что животное достиг надлежащей плоскости седации по схождение пинч анализа, и подтверждают, что сердце и частота дыхания являются нормальными (приблизительно 600 ударов и 160 вдохов в минуту, соответственно).
  3. Используйте электрическую машинку для удаления волос с сайта биопсии на коже спинной спины, стараясь не повредить или ник основной кожи.
  4. Подготовьте место операции, протерев бритьеd площадь в передне-к-заднем направлении с помощью Бетадин и спиртовые салфетки. Убедитесь, что все волосы вырезок удалены с сайта.
  5. Схема места биопсии, используя черный маркер, поместите животное на разогреве площадку в асептической хирургической области, и покрывают стерильной хирургической простыне (для демонстрационных целей, Салфетка стерильная была опущена для улучшения видимости).
    Примечание: Для получения продольных срезах волосяных фолликулов, тем длиннее край биопсии (края, чтобы быть секционного для гистологического исследования, ~ 1 см) должен работать в передне-заднем направлении (параллельно направлению волосяные фолликулы), parasagital к средней линии спины (Фигура 1А).
  6. Используйте стерильный # 11 скальпель, чтобы сделать полную толщину иссечение вдоль отмеченной области, не повреждая основной мышечной фасции.
    Примечание: вырезают ткань кожи включает в себя эпидермис, дерма, подкожно-жировой клетчатки и panniculus carnosus. Кровотечение, как правило, минимальна.
  7. Свести тон вырезан образец кожи на сухой бумажным полотенцем, дерма стороной вниз, обрежьте излишки бумажным полотенцем и хранить образцы в холодной PBS в течение 1 ч, если другие образцы должны быть собраны. Когда все будет готово, перейдите к шагам 3.1 или 3.2 для обработки образцов для гистологического исследования, или шаг 4 для всего монтажа β-галактозидазы (LacZ) окрашивания.
  8. Шов закрыть сайт для биопсии с использованием 6-0 нейлоновых наложения швов, в простом прерванного рисунка расстоянии примерно 3 мм друг от друга.
  9. Не возвращайте мышей, которые не прооперированы в той же клетке, как и другие животные, пока после полного выздоровления.
  10. Монитор животных сразу после операции, пока они не приходя в сознание, а также ежедневно до хирургической области не заживет, как правило, в течение 1 недели. Использование анальгетиков в соответствии с назначенными руководящими принципами институциональных уходу и использованию животных, если мыши обнаруживают признаки боли или страдания. Удалить швами в течение 7-10 дней после операции.
    Примечание: В случае необходимости, подготовить анальгезирующее раствор путем разбавления карпрофен (50 мг / мл стоковый Solutион) 1: 100 в стерильной воде. Вводят подкожно раствор между лопатками вблизи шиворот, в дозе 200 мкл на 20 г веса тела (5 мг / кг массы тела мыши).

3. Способ Образцы для гистологии

Примечание: Для того, чтобы зафиксировать и обработать вырезанной ткани, использовать любой метод ниже в зависимости от применения.

  1. Для создания залитых парафином гистологических образцов, фиксируют кожу в 3,7% формалина в PBS O / N при комнатной температуре и хранят в 70% этаноле в течение до 2-х недель. Удалите бумажное полотенце, прежде чем вложения в парафин.
  2. Для получения замороженных гистологических образцов, погрузить ткань в холодной 4% параформальдегида в PBS и осторожно встряхивают в течение 1 часа. Удалить раствор и отмывки образца с 3 сменами PBS, примерно 5 минут каждый. Затем погрузить образец в 30% сахарозы в PBS для cryoprotect ткани ( "сахарозу потопление").
  3. Инкубируют при осторожном встряхивании O / N при температуре 4 ° С. На следующий день, снимите бумажный жгутэль и обрежьте излишки жировой ткани от кожной стороны кожи. Встраивание ткани непосредственно в OCT и хранить замороженный блок при температуре -80 ° С.
    Примечание: После того, как секционирования, либо парафином или замороженные образцы можно окрашивать с помощью иммуногистохимии для выявления TDs, клетки Меркель и нервы , используя антитела против кератина 17, кератин 8 и нейрофиламентов, соответственно, как описано выше 5,19.

4. Образцы Визуализация по всей горе-LacZ Окрашивание

  1. Подготовить X-гал окрашивание раствора.
    1. Смешайте 0,94 г одноосновного фосфата натрия и 2,6 г двухосновного фосфата натрия в 250 мл стерильной воды. Доведения рН до 7,3. Для этого, добавьте 0,5 мл 1 М хлорида магния, 0,528 г ферроцианида калия и 0,412 г кровяной соли. Добавьте 250 мкл октилфенильная-полиэтиленгликоля и 125 мг дезоксихолате. Базовый раствор может храниться при температуре 4 ° С в течение до 6 месяцев в темноте.
    2. Подготовка 50x запаса X-Gal Solutiна добавлением диметилформамида в X-Gal фондовой бутылки для генерации / мл раствора 50 мг. Храните этот раствор при -20 ° С в темноте.
    3. Непосредственно перед использованием, развести запас X-Gal раствор 1:50 в базовый раствор X-гал для генерации окрашивания раствора. Для небольших биопсий (<1 см 2), аликвотных 1-2 мл окрашивающего раствора на образце.
  2. Закрепить образец кожи, собранной на шаге 2.7, в растворе, содержащем 2% параформальдегида / 0,2% глутаральдегида в PBS холодным в течение 30 мин, осторожно встряхивая на льду. Для небольших биопсий (<1 см 2), используют 1-2 мл закрепляющего раствора на образце.
    Примечание: В качестве альтернативы, зафиксировать образцы в 2-4% параформальдегидом только, или только 0,5% глутаральдегида. Оптимальные условия фиксации зависят от ткани, степени выраженности LacZ и применения.
  3. Удалите раствор фиксаторный, и прополоскать образцы с 3 сменами PBS, 5 мин каждый, на шейкере при комнатной температуре.
  4. Удалите бумажное полотенце под образцом и срезаны excess жировой ткани дермального стороны кожи, захватывая жир с тупыми щипцами и обрезки с анатомические ножницы.
  5. Погрузите образец в X-гал красящим раствором, и инкубировать при 37 ° CO / N. Выражение LacZ будет виден как пятно под синим рассекает микроскопом (рис 1В).
    Примечание: Если интенсивность сигнала недостаточна, замените Окрашивающий раствор на следующий день и повторить O / N инкубации. Если фоновое окрашивание слишком интенсивное, сократить время окрашивания или инкубировать образца при комнатной температуре вместо 37 ° C.
  6. Удалите окрашивание раствора и мыть образцы в 3 изменений PBS, содержащего 3% ДМСО в течение приблизительно 5 минут, осторожно встряхивая при комнатной температуре.
  7. Образцы Стирать в 2-3 смены 70% этанола в течение 5 минут каждый. Образцы Хранить в 70% этаноле.

5. Хирургическая Денервация

  1. Обезболить животное, как в шаге 2.2 и брить всю кожу спины.
  2. Подготовьте хирургическую область уплотнительноее кожу спины с помощью Бетадин и спиртовые салфетки, и покрывают животное стерильной хирургической простыне (для демонстрационных целей, Салфетка стерильная была опущена для улучшения видимости). Держите животное в тепле, используя грелку во время работы в асептической хирургической области.
  3. Сделать надрез с помощью стерильного # 11 скальпелем вдоль средней линии спины от основания шеи до примерно 0,5 см выше хвоста.
  4. Используя тупые щипцов, мягко отражают кожу на левой стороне от фланга визуализировать основную ткань из лопаточной жировым возле шеи чуть выше задней конечности.
    Примечание: спинного кожных нервов появляются как белые пряди , которые путешествуют каудально через полупрозрачную фасции стенки ствола перед делать резких изгибов и входя в рыхлой соединительной ткани под кожей (рисунок 2).
  5. С помощью ультра-тонких щипцов под рассекает световым микроскопом, удалить нервы исключительно с левой стороны от анимыл расположен в анатомических T3-12 щипком откуда сегменты согните в багажнике стены до их ввода объектов в кожу (Рисунок 2).
    1. Orient пинцетом по вертикали и удалить нервы, захватив около 0,5 см ниже их изгиба участков и потянув вверх, в результате чего нерв , чтобы растянуть и отделить от окружающей ткани (рис 2С - Е). Будьте осторожны, чтобы избежать разрывания соседних кровеносных сосудов.
    2. Продолжайте, пока все нервы, отходящие от ствола стенки к коже не будут удалены. Не нарушать нервы в плотной фасции стенок туловища. Держите ткань влажной в течение всей процедуры, периодически применяя капли стерильного 0,9% солевого раствора.
    3. В качестве альтернативы, удалить нервы, захватив их проксимальных концов вблизи стенки ствола с пинцетом и отрезая с тонкими ножницами. Затем, разъединить дистальных концов вблизи кожи (рис 2F - H). И, наконец, удалить Intervening нервные сегменты (рис 2i).
  6. Удалите все нервы из лоскута кожи подвергается на шаге 5.4. Эти волокна содержат дистальные ветви дорсальных кожных нервов и появляются в виде белых ветвящихся нитей , расположенных спорадически в соединительной ткани на кожном стороне кожного лоскута (рис 2J - K).
    1. Чтобы удалить эти тонкие ветви, расположите мелкие пинцетом примерно параллельно поверхности дермального, возьмитесь нервы и срывать вверх, чтобы избежать нарушения кровеносных сосудов и прокалывания кожи. Продолжайте, пока все видимые нервы не были удалены.
  7. Использование тупым, отражают кожу на правой стороне срединный разрез спинного, но не удаляют нервы. Это будет служить контралатеральной ложнооперированными контроля.
  8. Шов вдоль средней линии спины в простом прерванного шаблон, чтобы закрыть разрез. Монитор животных во время восстановления и пост-опенительно, как показано ранее (шаги 2.8-10). Удалить швами в течение 7-10 дней после операции.
  9. Для оценки функционально стабильной денервации до нескольких недель после операции, удаления волос с кожи спины с помощью электрического клипер.
  10. Осторожно проколоть денервированная участок кожи с помощью иглы для подкожных инъекций, и отметьте, отвечает ли животное, как правило, содрогаясь или поворачивая голову. Если участок кожи стабильно денервированными, животное будет проявлять мало или вообще не получить ответа.
  11. Используя черный маркер, очертить область без ответа, а также площадь аналогичного размера и расположения на противоположной стороне мнимым.
  12. Сбор биопсию из этих сайтов, как на этапах 2.1-2.9 для анализа.
    Примечание: В качестве альтернативы, вся спинная обратно кожи, в том числе денервированными и ложнооперированными областей, могут быть удалены в виде единого листа для целом монтажа окрашивания, аналогично, как описано в шаге 4.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Генерируя мышей , экспрессирующих тамоксифен-индуцируемых Gli1-CreERT2 и LacZ - репортерного аллеля, можно визуализировать TD эпителий и отслеживать судьбы этих клеток в течение долгого времени. Вся процедура денервации, как правило, может быть завершена в течение 1 часа на мышь и должен вызвать минимальное бедствие для животного.

Наши предыдущие исследования показали , что нервы имеют решающее значение для п...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Нервы служат важные функции не только в ощущениях, но и в развитии млекопитающих органов, поддержания и регенерации 13,24-27. Поскольку нервы в последнее время были вовлечены в различных кожных заболеваний, методы, описанные здесь, могут быть использованы для изучения потребности в иннервации в различных моделях болезней животных. Действительно, односторонний метод денервации допускает прямого сравнения с кожей или интактными, или срыву нервы от той же мыши. Это обеспечивает идеальную систему внутреннего конт...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы хотели бы поблагодарить Отэм Петерсон за помощь в фотосъемке мышей, Дэниела Торесена за помощь с мышами, а также докторов Николь Уорд и Абдельмаджида Белкади за помощь в хирургической денервации. Эти исследования были поддержаны финансированием Национального института артрита, костно-мышечных и кожных заболеваний (гранты R00AR059796 и R01AR065409); факультет дерматологии Мичиганского университета; Программа ученых в области биологических наук; Центр органогенеза; Комплексный онкологический центр Мичиганского университета; и Фонд борьбы с раком Джона С. и Сюзанны К. Манн. S.C.P. был поддержан финансированием Национального института общих медицинских наук (грант T32 GM007315). Эта работа также была поддержана Программой внутренних исследований NIH, Центром исследований рака, Национальным институтом рака.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Спиртовые прокладкиPDIB339
AnaSed (Xylazine)LloydNADA 139-236
Антитело, анти-Кератин 8Developmental Studies Hybridoma BankTROMA-Iантитело к крысе, использование в концентрации 1:500
антитело, антикератин 17Cell Signaling#4543антитело кролика, использование в концентрации 1:1,000
антитело, анти-NeurofilamentCell SignalingC28E10антитело кролика, использование в концентрации 1:500
Бетадиновые подушечки для приготовленияMedlineMDS093917
Карпрофен (Римадил)Zoetis
Аккумуляторная перезаряжаемая машинка для стрижкиWahlтриммер модель 8900
Кукурузное маслоSigma-AldrichC8267
CryostatLeicaCM1860
DAPIThermoFisher ScientificD1306использовать в концентрации 1:1,000
ДезоксихолатSigma-AldrichD6750
Крем для депиляцииN/A
ДиметилфорамидСигма-Олдрич319937
Диметилсульфоксид (ДМСО)Sigma-AldrichD8418
ГлутаральдегидSigma-AldrichG5882
ImmEdge PenVector LaboratoriesH-4000
Кетамин HClHospiraNDC 0409-2051-05
Хлорид магнияSigmaM8266
МикростеклоVWR48404-454
МикрослайдыVWR48311-703
10% нейтральный буферизованный формалинVWRBDH0502-4LP
6-0 нейлоновые шовные материалыDemeTECHNL166012F4P
октилфенил-полиэтиленгликольSigma-AldrichI8896
O.C.T.Соединение сакуры Ткань-Tek4583
ПараформальдегидСигма-Олдрич158127
ферроцианидпоттазияSigma-AldrichP9387
Феррицианид потазияSigma-Aldrich702587
Одноосновной фосфатнатрия Sigma-AldrichP9791
Двухосновной фосфат натрияSigma-AldrichS5136
СахарозаSigma-Aldrich84097
ТамоксифенSigma-AldrichT5648-1G
Ультратонкие щипцыDumont0103-5-PO
VectashieldVector LaboratoriesH1000
X-galRoche10 651 745 001Растворите в диметилфорамиде для создания 50-кратного запаса перед использованием

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Magnon, C., et al. Autonomic nerve development contributes to prostate cancer progression. Science. 341, 1236361(2013).
  2. Zhao, C. M., et al. Denervation suppresses gastric tumorigenesis. Sci Transl Med. 6, 115(2014).
  3. Chiu, I. M., von Hehn, C. A., Woolf, C. J. Neurogenic inflammation and the peripheral nervous system in host defense and immunopathology. Nat Neurosci. 15, 1063-1067 (2012).
  4. Gautron, L., Elmquist, J. K., Williams, K. W. Neural control of energy balance: translating circuits to therapies. Cell. 161, 133-145 (2015).
  5. Peterson, S. C., et al. Basal cell carcinoma preferentially arises from stem cells within the hair follicle and mechanosensory niches. Cell Stem Cell. 16, 400-412 (2015).
  6. Ostrowski, S. M., Belkadi, A., Loyd, C. M., Diaconu, D., Ward, N. L. Cutaneous denervation of psoriasiform mouse skin improves acanthosis and inflammation in a sensory neuropeptide-dependent manner. J Invest Dermatol. 131, 1530-1538 (2011).
  7. Ward, N. L., et al. Botulinum neurotoxin A decreases infiltrating cutaneous lymphocytes and improves acanthosis in the KC-Tie2 mouse model. J Invest Dermatol. 132, 1927-1930 (2012).
  8. Roggenkamp, D., et al. Epidermal nerve fibers modulate keratinocyte growth via neuropeptide signaling in an innervated skin model. J Invest Dermatol. 133, 1620-1628 (2013).
  9. Riol-Blanco, L., et al. Nociceptive sensory neurons drive interleukin-23-mediated psoriasiform skin inflammation. Nature. 510, 157-161 (2014).
  10. Zanchi, M., et al. Botulinum toxin type-A for the treatment of inverse psoriasis. J Eur Acad Dermatol Venereol. 22, 431-436 (2008).
  11. Farber, E. M., Lanigan, S. W., Rein, G. The role of psychoneuroimmunology in the pathogenesis of psoriasis. Cutis. 46, 314-316 (1990).
  12. Dewing, S. B. Remission of psoriasis associated with cutaneous nerve section. Arch Dermatol. 104, 220-221 (1971).
  13. Brownell, I., Guevara, E., Bai, C. B., Loomis, C. A., Joyner, A. L. Nerve-derived sonic hedgehog defines a niche for hair follicle stem cells capable of becoming epidermal stem cells. Cell Stem Cell. 8, 552-565 (2011).
  14. Liao, X. H., Nguyen, H. Epidermal expression of Lgr6 is dependent on nerve endings and Schwann cells. Exp Dermatol. 23, 195-198 (2014).
  15. Lumpkin, E. A., Marshall, K. L., Nelson, A. M. The cell biology of touch. J Cell Biol. 191, 237-248 (2010).
  16. Maricich, S. M., et al. Merkel cells are essential for light-touch responses. Science. 324, 1580-1582 (2009).
  17. Reinisch, C. M., Tschachler, E. The touch dome in human skin is supplied by different types of nerve fibers. Ann Neurol. 58, 88-95 (2005).
  18. Doucet, Y. S., Woo, S. H., Ruiz, M. E., Owens, D. M. The touch dome defines an epidermal niche specialized for mechanosensory signaling. Cell Reports. 3, 1759-1765 (2013).
  19. Xiao, Y., et al. Neural Hedgehog signaling maintains stem cell renewal in the sensory touch dome epithelium. Proc Natl Acad Sci USA. 112, 7195-7200 (2015).
  20. English, K. B., Van Norman, D. K. -V., Horch, K. Effects of chronic denervation in type I cutaneous mechanoreceptors (Haarscheiben). Anat Rec. 207, 79-88 (1983).
  21. Burgess, P. R., English, K. B., Horch, K. W., Stensaas, L. J. Patterning in the regeneration of type I cutaneous receptors. J Physiol. 236, 57-82 (1974).
  22. Soriano, P. Generalized lacZ expression with the ROSA26 Cre reporter strain. Nat Genet. 21, 70-71 (1999).
  23. Wright, M. C., et al. Atoh1+ progenitors maintain the Merkel cell population in embryonic and adult mice. J Cell Biol. 208, 367-379 (2015).
  24. Kumar, A., Brockes, J. P. Nerve dependence in tissue, organ, and appendage regeneration. Trends Neurosci. 35, 691-699 (2012).
  25. Rinkevich, Y., et al. Clonal analysis reveals nerve-dependent and independent roles on mammalian hind limb tissue maintenance and regeneration. Proc Natl Acad Sci USA. 111, 9846-9851 (2014).
  26. Ueno, H., et al. Dependence of corneal stem/progenitor cells on ocular surface innervation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 53, 867-872 (2012).
  27. Westphalen, C. B., et al. Long-lived intestinal tuft cells serve as colon cancer-initiating cells. J Clin Invest. 124, 1283-1295 (2014).
  28. Uhmann, A., et al. The Hedgehog receptor Patched controls lymphoid lineage commitment. Blood. 110, 1814-1823 (2007).
  29. Lau, J., et al. Temporal control of gene deletion in sensory ganglia using a tamoxifen-inducible Advillin-Cre-ERT2 recombinase mouse. Mol Pain. 7, 100(2011).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Mouse Skin DiseaseTouch Dome MorphologyDorsal Cutaneous NerveWhole Mount StainingGenetic LabelingSham Operated ControlHistological Section AnalysisHedgehog SignalingMerkel Cells

Похожие статьи