Методическая статья

Выделение и клеточная Фенотипирование мезенхимальных стволовых клеток, полученных из синовиальной жидкости и костного мозга карликовых свиней

DOI:

10.3791/54077

⸱

2 июля 2016 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1College of Veterinary Medicine, Gyeongsang National University, 2PWG Genetics Pte Ltd.

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Представлен протокол, устанавливающий мезенхимальные стволовые клетки (МСК), выделенные из синовиальной жидкости и костного мозга минипигов и неинвазивно собранные с помощью шприцевой аспирации. Клеточное фенотипирование проводили с помощью проточной цитометрии после выделения клеток и культивирования in vitro костного мозга и синовиальных жидкостей, полученных из МСК.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мезенхимальные стволовые клетки (МСК) были созданы после выделения из различных тканевых источников, включая костный мозг и синовиальную жидкость. Недавно сообщалось, что МСК, полученные из синовиальной жидкости, обладают многолинейным потенциалом дифференцировки и иммуномодулирующими свойствами, что указывает на то, что эти клетки могут быть использованы для тканевой инженерии и системного лечения. В этом исследовании представлен протокол простого и неинвазивного выделения МСК, полученных из костного мозга и синовиальной жидкости минипигов, для анализа маркеров клеточной поверхности для фенотипирования клеток и культивирования in vitro. С использованием половозрелых шестимесячных минипигов костный мозг извлекали из подвздошной кости с помощью экстрактора костного мозга, а синовиальную жидкость отсасывали из бедренно-большеберцового сустава. Процедуры сбора образцов из обоих источников были неинвазивными. Приведены протоколы эффективного выделения МСК из собранных клеточных источников и создания условий культивирования in vitro для расширения стабильных МСК от минипигов и применения системных аутологичных методов лечения. Для фенотипирования клеток маркеры клеточной поверхности обеих клеток были проанализированы с помощью проточной цитометрии. В результате, МСК были выделены из синовиальной жидкости минипигов и показали, что МСК, полученные из синовиальной жидкости, имеют схожую морфологию и клеточный фенотип с МСК, полученными из костного мозга. Таким образом, неинвазивно полученная синовиальная жидкость является ценным источником МСК.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мультипотентные мезенхимальные стволовые клетки (МСК) могут быть классифицированы по линиям мезенхимальных клеток, и МСК были установлены и выделены из различных источников тканей, таких как костный мозг, пуповина, плаценты, жировая ткань, кожа кожи, скелетные мышцы, волосяные фолликулы, синовиальные мембраны и зубы1-5. В настоящее время внимание уделяется МСК, полученным из синовиальной оболочки, потому что эти клетки могут помочь в лечении заболеваний суставов, таких как костная фракция, остеоартрит и ревматоидный артрит (РА), а благодаря регенеративному потенциалу МСК в поврежденном хряще или кости, они также могут помочь в лечении иммунной модуляции или аутоиммунныхзаболеваний. В большинстве исследований МСК, полученных из синовиальных источников, использовались МСК из синовиальной мембраны, а не из синовиальной жидкости2,9; таким образом, биологическое понимание МСК, полученных из синовиальной жидкости, ограничено.

Синовиальная жидкость является легкодоступным источником МСК, которые могут быть аспирированы во время диагностики или лечения пациентов, а также во время диагностических подтверждений различных состояний артрита, не требующих инвазивных процедур, таких как остеоартрит или РА. Популяция МСК, полученных из синовиальной жидкости, в синовиальной полости значительно увеличена у пациентов с артритом по сравнению с пациентами без артрита10-12. Таким образом, синовиальная жидкость является отличным кандидатом на получение МСК, особенно для терапии аутологичными стволовыми клетками у пациентов с воспаленными или травмированными суставами. Кроме того, МСК, полученные из синовиальной жидкости, обладают хондрогенной способностью, иммуномодулирующими способностями и высокой скоростью пролиферации. В этом исследовании были разработаны протоколы экстракции костного мозга и аспирации синовиальной жидкости у минипигов с использованием неинвазивных методов, а также для экстракорпоральной экспансии изолированных клеток и анализа клеточных фенотипов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эксперименты на животных были утверждены Центром животных для медико-биологических экспериментированию в Кёнсан национальном университете.

1. Подготовка к процедуре животных

  1. Подготовка взрослой женщины карликовых свиней для неинвазивного сбора MSCs из костного мозга и синовиальной жидкости. Провести клиническое обследование на карликовых свиней за один день до анестезии и сбора образцов.
    1. Обеспечить клинически здоровых животных для физических исследований, которые включают в себя температуру тела, частоту дыхания и частоту сердечных сокращений, а также для наблюдения за поведением и гематологическими статусов свиней, используя полные тесты анализ крови.
      Примечание: интервалы параметров для клинически здоровых карликовых свиней составляет 11 - 29 об / мин для частоты дыхания, 68 - 98 об / мин для частоты сердечных сокращений, и 37 - 38 ° C для температуры тела.
  2. Удалите все съедобное постельные принадлежности из клетки во время предоперационного периода голодания 6 - 12 ч Приог до введения анестезии для молодых и взрослых карликовых свиней, 3 ч голодания следует соблюдать для новорожденных. Обеспечить не питьевой воды до времени анестезии.

2. Подготовка животных для наркоза

  1. Medicate за карликовых свиней перед введением анестезии с ацепромазина (0,1 мг / кг), медетомидин (0,03 мг / кг) и атропин (0,04 мг / кг).
    1. Вводят все лекарства внутримышечно (IM) с использованием 21 G иглы длиной не менее 30 мм для взрослых карликовых свиней. Выполнять им инъекции 1-3 см позади уха в боковой шейки мышцу или в мышцу бедра.
      Примечание: Выполнить все процедуры, не вызывая страх или стресс у животных или требующих грубого обращения, чтобы безопасно вводить премедикацию.
  2. Поместите карликовых свиней в дорсальной-лежачем положении.
  3. Через пятнадцать минут после введения премедикации, инициировать анестезии с использованием 1,5% изофлуран администратораровано при вдыхании.
    1. Продолжить вдыхания изофлуран (1,5%) через эндотрахеальную трубку, с последующим повышением концентрации до 2,5%, при этом кислород (1,5 л / мин) в качестве газа-носителя.
  4. Постоянно контролировать частоту сердечных сокращений, температуру тела, и чрескожное насыщение крови кислородом (SPO 2) карликовых свиней во время анестезии. Используйте циркулирующий одеяло воды при температуре 38 - 39 ° C для поддержания температуры тела. Нанесите мазь офтальмологическое, чтобы защитить глаза от высыхания во время анестезии.
  5. Следуйте классификации Guedel, чтобы оценить глубину анестезии 13.

3. Подготовка к клеточной выделения и культивирования

  1. Культивировать MSCs полученных из костного мозга и синовиальной жидкости, готовят 500 мл модифицированной Дульбекко прогрессирующей Дульбекко (ADMEM), дополненной 10% фетальной бычьей сыворотки (FBS), 1% GlutaMAX, 10 нг / мл роста фибробластов-фактог (bFGF), а 1,0% пенициллина-стрептомицина (10000 МЕ и 10000 мкг / мл, соответственно, Пен-Strep).
    1. Выдержите ADMEM при 38,5 ° C в увлажненной атмосфере 5% CO 2 в СО 2 инкубаторе.
  2. Приготовьте 500 мл фосфатного буферного солевого раствора Дульбекко (DPBS) в соответствии с инструкциями изготовителя для выделения клеток и промывки.

4. Сбор костного мозга от карликовых свиней

  1. Выберите область примерно 15 х 15 см в диаметре на гребень подвздошной кости (рисунок 1), и удалите волосы из этой области , используя стерилизованные безопасные бритвы или электрические ножницы. После того, как minipig позиционируется, поочередно вычистить процедурой сайту три раза со следующими агентами стерилизации: йодповидон и 70% этанола. После того, как область полностью не высохнет, нанесите стерильными пеленками.
  2. Предварительное покрытие 10 мл шприц с 100 ед / мл гепарина, промыв его с 3 - 4 мл гепарина до ejecтин анти-коагулирующего агента.
    Примечание: Выполните этот шаг, чтобы избежать коагуляции в шприце во время аспирации костного мозга.
  3. Экстракт минимум 5 мл костного мозга из подвздошного гребня кости minipig под анестезией, используя экстрактор костного мозга (3,0 × 100 мм), плотно прикрепленную к гепарин, предварительно покрытые шприц объемом 10 мл.

5. Выделение клеток Извлеченные из костного мозга и In Vitro Выращивание

  1. Изолировать клетки из извлеченного костного мозга.
    1. Развести извлеченный костный мозг с равным объемом ДЗФР в конической пробирке объемом 15 мл при комнатной температуре.
    2. Добавьте 3 мл плотности центрифугирование среды (Ficoll-Paque) в 15 мл коническую трубку.
    3. Развести 4 мл слой костного мозга с ДЗФР, который расположен на центрифугирование средств массовой плотности без перемешивания и центрифугируйте при 400 × г в течение 40 мин при комнатной температуре.
    4. Заготавливают слой мононуклеарных клеток(МНК) из лейкоцитарной пленки между двумя слоями, содержащими плазму (верхний слой) и плотность центрифугирование среды (нижний слой), и передать МНК в 15 мл коническую трубку.
    5. Развести перенесенные МНК с 7 - 8 мл ДЗФР и отцентрифугированы при 500 х г в течение 10 мин при комнатной температуре. Удалите супернатант и промыть клетки дважды с ДЗФР.
    6. Приостановить осадок клеток в 2 мл ADMEM и перенести его на 35 мм блюдо культуры ткани в. Инкубируют культуры блюдо при 38,5 ° C в увлажненной атмосфере , содержащей 5% CO 2.
  2. В пробирке культивирования клеток , выделенных из костного мозга.
    1. Через 48 ч аспирата среду с клетками, которые не прикреплены к чашке, и заменить 2 мл ADMEM и инкубировать ее при 38,5 ° C в увлажненной атмосфере , содержащей 5% CO 2. Изменение среды каждые третьи сутки.
    2. При температуре 70 - 80% сплошности, мыть клетки с ДЗФР, диссоциируют их с 1 мл 0,25%трипсин / ЭДТА, и инкубировать их при 37 ° С в течение 3 - 5 мин до тех пор, пока клетки не отделяться.
    3. Сбора клеток, используя 10 мл ADMEM, перевести их в 15 мл коническую пробирку и центрифугировать их при 300 х г в течение 5 мин при комнатной температуре. Удалите супернатант.
    4. Приостановка собранных клеток в 1 мл свежей ADMEM и сосчитать их с помощью гемоцитометра.
    5. Поместите клетки в 5 - 7,5 х 10 5 / 25Т колбу , содержащую 4 мл ADMEM и инкубировать их при 38,5 ° C в увлажненной атмосфере , содержащей 5% CO 2. Изменение среды каждый третий день.

6. Сбор синовиальной жидкости из карликовых свиней

  1. Аналогично процедуре аспирации костного мозга, выберите соответствующую область приблизительно 15 х 10 см (длина / ширина) над бедренной сустава и удалить волосы с помощью стерилизованных безопасных бритв или электрические машинки для стрижки, следуйте по процедурам санитарной обработки (шаг 4.1).
  2. Вставка 3 мл шприц с 23 гиглы в суставе после ориентиров пальпации (надколенника и большеберцовой кости гребень).
    1. Слегка отсос к шприцам для аспирации синовиальной жидкости в суставе. Примерный объем синовиальной жидкости, собранной из сустава составляет 0,5 - 1 мл, но это зависит от размера minipig или сустава. Промыть через ДЗФР в синовиальной полости, если собранный объем синовиальной жидкости слишком мала.
    2. Немедленно снять шприц, чтобы избежать загрязнения с кровью.

7. Выделение клеток из собранных синовиальной жидкости и в пробирке Выращивание

  1. Изолировать клеток от всасываемого синовиальной жидкости.
    1. Развести Аспирированную синовиальную жидкость с равным объемом ДЗФР в 15 мл коническую пробирку при комнатной температуре.
    2. Для того, чтобы удалить мусор, фильтровать разбавленный синовиальной жидкости с помощью нейлоновой ячейки фильтра 40 мкм.
    3. Добавьте 10 мл ДЗФР в пробирку, содержащую отфильтрованный синовиальнойжидкость и центрифугировать ее при 400 × г в течение 10 мин при комнатной температуре. Удалите супернатант и промыть клетки дважды с ДЗФР.
    4. Приостановка осадок клеток в 2 мл ADMEM, поместить клетки на 2 - 3 х 10 5 клеток / 35 мм блюдо культуры ткани с 2 мл ADMEM, и инкубировать их при 38,5 ° C в увлажненной атмосфере , содержащей 5% CO 2 ,
  2. Повторите шаг 5.2 для выращивания в пробирке изолированных синовиальной жидкости , полученных MSCs.

8. После процедуры ухода из карликовых свиней

  1. При необходимости, закройте кожу в месте инъекции экстрактор участка костного мозга с одним швом степлером кожи, после сбора костного мозга.
  2. После завершения процедуры, администрирование внутримышечную инъекцию энрофлоксацину (5 мг / кг) и мелоксикам (0,2 мг / кг) до карликовых свиней один раз в день в течение 3-х дней.
  3. После того, как процедура закончена, дезинфицируют костный мозг и синовиальной жидкости места сборас 0,1% повидон-йод один раз в день в течение 3-х дней. Тщательно соблюдайте ежедневно следить за признаками осложнений (например, отек, гной или покраснение).

9. Мобильный Фенотипирование Использование проточной цитометрии

  1. Когда MSCs составляют 70 - 80% сливающийся в проходах 3 - 5, мыть клетки с ДЗФР и относиться к ним с 1 мл 0,25% (об / об) трипсин / ЭДТА. Затем, инкубировать их при 37 ° С в течение 3 - 5 мин до тех пор, пока клетки не отсоединяются.
  2. Сбора клеток, используя 10 мл ДЗФР, перевести их в 15 мл коническую пробирку и центрифугировать их при 300 х г в течение 5 мин при комнатной температуре. Отменить решение надосадочную.
  3. Чтобы зафиксировать клетки, приостановить осадок клеток в 10 мл 3,7% раствора формальдегида и держать их при температуре 4 ° С в течение одного дня перед анализом.
    1. Однажды после фиксации, мыть клетки с DPBS дважды с помощью центрифугирования при 300 × г в течение 5 мин каждый раз. Отменить решение надосадочную.
    2. Приостановить осадок клеток в 4 млиз ДЗФР, дополненную 1% (вес / объем) бычьим сывороточным альбумином (БСА), и инкубацию гранулы в течение 1 часа при 4 ° С, чтобы блокировать неспецифические Fc-опосредованной взаимодействий.
    3. Распределить 500 мкл аликвоты суспензии клеток в 1,5 мл пробирки.
    4. Для получения неконъюгированных антител (CD29 и Виментин), промыть клетки центрифугированием при 300 × г в течение 3 мин. Отменить решение надосадочную.
    5. Приостановка осадок клеток в 500 мкл 1: 100 разбавление первичного антитела и инкубировать ее в течение 1 часа при 4 ° С.
    6. Вымойте клетки в два раза с 1% бычьего сывороточного альбумина путем центрифугирования при 300 × г в течение 5 мин каждый раз. Отменить решение надосадочную.
    7. Приостановка осадок клеток в 500 мкл 1: 100 разбавлении изотиоцианат флуоресцеина (FITC) -conjugated вторичного антитела и инкубировать ее в течение 1 ч в темноте при 4 ° C.
  4. Для FITC-конъюгированных антител (изотип, CD34, CD44 и CD45), промыть клетки с помощью centrifuдование при 300 × г в течение 3 мин. Отменить решение надосадочную.
    1. Приостановка осадок клеток в 500 мкл 1: 100 FITC-конъюгированного антитела и инкубировать ее в течение 1 ч в темноте при температуре 4 ° С.
    2. Для обоих условий окрашивания, мыть клетки дважды с ДЗФР центрифугированием при 300 × г в течение 5 мин каждый раз. Отменить решение надосадочную.
    3. Приостановить клеток в 500 мкл ДЗФР, передавать их в 5 мл с круглым дном трубки, и анализировать результаты с использованием проточного цитометра 8.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Создание MSCs , полученные из костного мозга и синовиальной жидкости карликовых свиней

MSCs были успешно выделены из костного мозга и суставных синовиальных суставов карликовых свиней и расширена в пробирке (Рисунок 2). Шприц аспирации синовиальной жидкости является простым, и можно получить достаточное количество клеток прилипшие во время культивирования в пробир...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Карликовых свиней были использованы для создания изоляции от МСК костного мозга и синовиальной жидкости. Для устранения различных физиологических состояний, таких как возраст, пол, и болезни, от карликовых свиней изогенных фоне доноров были выбраны, чтобы точно оценить источник клеток зависимой характеристики. Свиньи, как известно, анатомически, физиологически и генетически похожи на людей, и в частности, карликовых свиней могут производить размер соответствием органы; Таким образом, они могут быть использованы в качест...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы с благодарностью признательны за финансовую поддержку, предоставленную в рамках программы Next-Generation BioGreen 21 (No. PJ007969), Управление развития сельских районов и Национальный исследовательский фонд (грант No. NRF-2015R1D1A1A01056639) Республики Корея.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Продвинутый Дульбекко s модифицированная среда Eagle (ADMEM)Gibco12491-023MSC питательная среда
Dulbecco' s Фосфатно-солевой буфер (DPBS)Gibco14190-144Среда для промывки клеток, не содержащая Ca2+/Mg2+
Фетальная бычья сыворотка (FBS)Gibco16000-044Компонент среды MSCs
ГлутамаксGibco35050-061Компонент среды MSCs
Пенициллин/стрептомицинGibco10378-016Компонент среды MSCs
Основной фактор роста фибробластов (bFGF)SimgaF0291Компонент МСК среднего
бычьего сывороточного альбумина (БСА)SigmaA6003Компонент МСК среды
Trypsin-EDTAGibco25200-072Реагент для диссоциации клеток 
&бета;-меркаптоэтанолSigmaM7522Компонент МСК средний Антитело
изотипа BD PharmingenBD 550616Контроль изотипа
CD29 антителоBD PharmingenBD 552369Интегрин бета-1 МСК маркер
CD44 антителоBD PharmingenBD 553133Клеточная поверхность гликопротеина МСК маркер
CD45 антителоBD PharmingenBD 340664Маркер гемопоэтических стволовых клеток
CD34 антителоBD PharmingenBD 555821маркер гемопоэтических стволовых клеток
CD90 антителоBD PharmingenBD 555595мембрана Thy-1 гликопротеин MSCs маркер
MHC Class II антителоSanta CruzSC-32247Антигенпрезентирующие клетки маркер
антитела VimentinSigmaSigma-S6389Промежуточная филаментная МСК типа III Маркер
щелочной фосфатазыPromegaS3841Смесь 5-бром-4-хлор-3-индолилфосфата (BCIP) и нитросинего тетразолия (NBT)
Ficoll-PaqueGE Healthcare17-1440-02Градиент плотности центрифугирования
Сетчатый фильтрBD Falcon35234040 &m; m нейлоновое сетчатое фильтр для клеток
15-мл полистирольная коническая трубкаBD Falcon351095Забор образцов и выделение клеток
35 мм чашкиNunc153066Чашка для клеточных культур
Экстрактор костного мозгаGmbH Medizintechnologie,Германия 1145-1W010TrokaBone, 3,0 x 100 мм
ГематокриткамераMarinfeld640130Камера
АтропинJeil Pharmaceutical Co, Южная КореяАтропина сульфат Гидрат
АцепромазинСаму Медиан, Южная КореяПредобезболивающий седативный и противорвотный препарат
МедетомидинPfizerОбезболивающий и обезболивающий препарат
ЭнрофлоксацинBayer Healthcare, ГерманияАнтибиотики
Мелоксикамнад ветеринарией, Противовоспалительный и обезболивающий препарат
ИзофлуранХана фарм, Южная КореяИнгаляционная анестезия
Повидон йод Korea Pharma, Южная КореяСтерилизующий агент
ЭтанолSigmaE7023Стерилизующий агент
ГепаринSigmaH3393Антикоагулянт
ФормальдегидSigmaF8775Средство фиксации клеток
Офтальмологическая мазь PfizerОкситетрациклин HCl с сульфатом полимиксина B
Циркулирующее водное одеялоGaymar IndustriesСистема подогрева во время и после анестезии
Кожный степлерCovidien, СШАШовное закрытие кожи
CO2 ИнкубаторThermo Forma3111Оборудование для клеточных культур
Проточный цитометрBD BiosciencesКлеточный анализатор
MinipigPWG Genetics Korea, Ltd.Т-типминиатюрной свиньи
для подсчета клеток Аргентина

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Woodbury, D., Schwarz, E. J., Prockop, D. J., Black, I. B. Adult rat and human bone marrow stromal cells differentiate into neurons. J Neurosci Res. 61 (4), 364-370 (2000).
  2. Sakaguchi, Y., Sekiya, I., Yagishita, K., Muneta, T. Comparison of human stem cells derived from various mesenchymal tissues: Superiority of synovium as a cell source. Arthritis Rheum. 52 (8), 2521-2529 (2005).
  3. De Coppi, P., et al. Amniotic fluid and bone marrow derived mesenchymal stem cells can be converted to smooth muscle cells in the cryo-injured rat bladder and prevent compensatory hypertrophy of surviving smooth muscle cells. J Urol. 177 (1), 369-376 (2007).
  4. Arufe, M. C., De la Fuente, A., Fuentes, I., de Toro, F. J., Blanco, F. J. Chondrogenic potential of subpopulations of cells expressing mesenchymal stem cell markers derived from human synovial membranes. J Cell Biochem. 111 (4), 834-845 (2010).
  5. Patil, R., et al. Multilineage potential and proteomic profiling of human dental stem cells derived from a single donor. Exp Cell Res. 320 (1), 92-107 (2013).
  6. Hatsushika, D., et al. Intra articular injection of synovial stem cells promotes meniscal regeneration in a rabbit massive meniscal defect model. J Orthop Res. 31 (9), 1354-1359 (2013).
  7. Hagmann, S., et al. The influence of bone marrow- and synovium-derived mesenchymal stromal cells from osteoarthritis patients on regulatory T cells in co-culture. ClinExpImmunol. 73 (3), 454-462 (2013).
  8. Lee, W. J., et al. Cell source-dependent in vivo immunosuppressive properties of mesenchymal stem cells derived from the bone marrow and synovial fluid of minipigs. Exp Cell Res. 333 (2), 273-288 (2015).
  9. Su, J., et al. Phylogenetic distinction of iNOS and IDO function in mesenchymal stem cell-mediated immunosuppression in mammalian species. Cell Death Differ. 21 (3), 388-396 (2014).
  10. Jones, E. A., et al. Synovial fluid mesenchymal stem cells in health and early osteoarthritis: Detection and functional evaluation at the single-cell level. Arthritis Rheum. 58 (6), 1731-1740 (2008).
  11. Morito, T., et al. Synovial fluid-derived mesenchymal stem cells increase after intra-articular ligament injury in humans. Rheumatology (Oxford). 47 (8), 1137-1143 (2008).
  12. Sekiya, I., et al. Human mesenchymal stem cells in synovial fluid increase in the knee with degenerated cartilage and osteoarthritis. J Orthop Res. 30 (6), 943-949 (2011).
  13. John, T., Lerche, P. Anesthesia and analgesia for veterinary technicians. , Mosby Elsevier press. St. Louis, Missouri. (2011).
  14. Cooper, D. K., Gollackner, B., Sachs, D. H. Will the pig solve the transplantation backlog. Annu Rev Med. 53, 133-147 (2002).
  15. Millard, A. L., Mueller, N. J. Critical issues related to porcine xenograft exposure to human viruses: Lessons from allotransplantation. CurrOpin Organ Transplant. 15 (2), 230-235 (2010).
  16. Ringe, J., et al. Porcine mesenchymal stem cells. Induction of distinct mesenchymal cell lineages. Cell Tissue Res. 307 (3), 321-327 (2002).
  17. Petersen, B., Carnwath, J. W., Niemann, H. The perspectives for porcine-to-human xenografts. Comp Immunol Micro biol Infect Dis. 32 (2), 91-105 (2009).
  18. Zeng, L., et al. Multipotent adult progenitor cells from swine bone marrow. Stem Cells. 24 (11), 2355-2366 (2006).
  19. Zeng, L., et al. Bioenergetic and functional consequences of bone marrow-derived multipotent progenitor cell transplantation in hearts with postinfarction left ventricular remodeling. Circulation. 115 (14), 1866-1875 (2007).
  20. Sekiya, I., et al. Human mesenchymal stem cells in synovial fluid increase in the knee with degenerated cartilage and osteoarthritis. J Orthop Res. 30 (6), 943-949 (2012).
  21. Mochizuki, T., et al. Higher chondrogenic potential of fibrous synovium- and adipose synovium-derived cells compared with subcutaneous fat-derived cells: Distinguishing properties of mesenchymal stem cells in humans. Arthritis Rheum. 54 (3), 843-853 (2006).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Synovial Fluid MSCsBone Marrow MSCsMinipig MSC IsolationCell Surface MarkersFlow CytometryDensity CentrifugationIn Vitro CultureAutologous TherapyJoint Disease Models

Похожие статьи