Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Лаборатория Моделирование железа (II) -богатой докембрия Marine Апвеллинг Система для изучения роста фотосинтезирующих бактерий

11.7K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/54251

⸱

24 июля 2016 г.

 ,  ,  , 
1Department of Geosciences, University of Tuebingen, 2Department of Geological and Atmospheric Sciences, Iowa State University

В этой статье

Краткое содержание

Мы моделировали докембрийскую железистых системы морских апвеллинга в лабораторном вертикального проточного колонны. Цель состояла в том, чтобы понять , как геохимические профили O 2 и Fe (II) развиваться как цианобактерии производят O 2. Результаты показывают создание хемоклине за счет Fe (II) окисления фотосинтетически производства O 2.

Аннотация

Традиционная концепция для осаждения некоторых докембрийских железистых формаций (БИФ) исходит из предположения , что двухвалентное железо [Fe (II)] апвеллинга из гидротермальных источников в докембрийской океане был окисляется молекулярным кислородом [O 2] производится цианобактерий. Древнейшие BIFS, депонированные до Великой Окисление Event (ГЭ) около 2,4 миллиарда лет (GY) назад, могли образоваться путем прямого окисления Fe (II) с аноксигенных photoferrotrophs в бескислородных условиях. В качестве способа тестирования геохимические и минералогические образцы, которые развиваются при различных биологических сценариев, мы разработали 40 см в длину вертикального проточную колонку для имитации бескислородной Fe (II) -Rich морская система восходящих представитель древнего океана на лабораторном масштабе , Цилиндр был упакован с пористой матрицей стеклянных шариков для стабилизации геохимических градиентов, а также жидкие образцы для железа количественной оценки могут быть приняты по всей толще воды. Растворенный кислородобнаружено неинвазивно с помощью optodes извне. Результаты биотических экспериментов, которые участвуют апвеллинга потоки Fe (II) из нижней части, отдельного светового градиента от верхней части, и цианобактерий, присутствующих в толще воды, показывают четкие доказательства для формирования Fe (III) минеральные осадки и развитие хемоклине между Fe (II) и O 2. Этот столбец позволяет проверять гипотезы для формирования BIFS путем культивирования цианобактерии (и в будущем photoferrotrophs) в смоделированных морских докембрийским условиях. Кроме того, мы предполагаем, что наша концепция столбец допускает для моделирования различных химических и физических средах - в том числе мелких морских или озерных отложений.

Введение

Докембрия ( от 4,6 до 0,541 Гр назад) атмосфера наблюдалось постепенное нарастание фотосинтетически производства кислорода (O 2), возможно , перемежается шагом изменения в так называемой "Великой Окисление Событие" (ГЭ) приблизительно 2,4 Гр назад, и снова в неопротерозое ( от 1 до 0,541 Гр назад) в качестве атмосферного O 2 приблизились современные уровни 1. Цианобактерии являются эволюционные остатки первых организмов , способных к фотосинтезу кислородный 2. Геохимические данные и модельные исследования подтверждают роль мелких прибрежных сред в укрывательстве активных сообществ цианобактерий или организмов , способных кислородный фотосинтез или оксигенных фототрофов, создавая локальные оазисы кислорода в поверхности океана ниже преимущественно бескислородной атмосфере 3-5.

Осаждение железистых формаций (BIFS) из морской воды в течение докембрия пункта до железа (II) (Fe (II)) в качестве основного геохимической Constituent морской воды, по крайней мере локально, во время их осаждения. Некоторые из крупнейших BIFS являются глубоководные отложения, образуя от континентального шельфа и склона. Количество Fe осаждается несовместим с точки зрения баланса масс с преимущественно континентальной (т.е., выветривание) источника. Таким образом, большая часть Fe , должно быть поставлено из гидротермальной мафической или ультрамафит морского дна коры 6. Оценки скорости железа осаждается подвесным прибрежной среды согласуются с Fe (II) , подаваемая на поверхности океана с помощью апвеллингом 7. Для того, чтобы Fe к перевозке в восходящих токов, должен был присутствовать в восстановленном, подвижной форме - в виде Fe (II). Среднее состояние окисления Fe сохраняется в БИФ 2,4 8 , и как правило , считается , что БИФ сохраняют Fe откладываются в виде Fe (III), образующихся при апвеллингом Fe (II) , был окислен, возможно , кислородом. Поэтому, исследуя потенциальные механизмы окисления Fe (II) вдоль склона environmeNTS важно понять, как БИФ формируется. Кроме того, уточнены геохимические характеристики морских отложений определил, что железистые условия, в которых Fe (II) присутствует в бескислородной толще воды, были устойчивой чертой океанов на протяжении докембрия, и не может быть ограничено только время и место где БИФ были сданы на хранение 9. Поэтому, по крайней мере , двух миллиардов лет истории Земли, окислительно - восстановительные интерфейсы между Fe (II) и O 2 в неглубоких океанов, вероятно обычным делом.

Результаты многочисленных исследований используют современные сайты, которые являются химические и / или биологические аналоги различных особенностей докембрийском океана. Хорошим примером являются железистые озера , где Fe (II) устойчива и присутствует в поверхностных водах , освещенных солнцем в то время как фотосинтетическая активность ( в том числе цианобактерии) был обнаружен 10-13. Результаты этих исследований дают представление о геохимических и микробиологических характеристик для кислородной бескислородной / ЧОКruginous хемоклине. Однако эти сайты , как правило , физически расслаивается с небольшим количеством вертикального перемешивания 14, а не химических интерфейсов , происходящих в системе апвеллинга, и , как полагают, поддерживают большинство производства кислорода в докембрии 4.

Естественным аналогом исследовать развитие морской оазис кислорода под бескислородной атмосфере, и на (II) системы -богатой апвеллинга Fe в освещенной солнцем колонке поверхностных вод отсутствует на современной Земле. Поэтому, лабораторная система, которая может имитировать железистых зону апвеллинга, а также поддерживают рост цианобактерий и photoferrotrophs требуется. Понимание и идентификация микробных процессов и их взаимодействие с апвеллинга водной средой, которая представляет собой докембрийскую морской воды способствует пониманию и может дополнить информацию, полученную от рок-записи для того, чтобы полностью понять отличительные биохимических процессов на древней Земле.

С этой целью, колонна лабораторного масштаба была разработана, в котором Fe (II) -богатой морской воды среда (рН нейтральный) закачивали в нижнюю часть колонны, и откачивают из верхней части. Освещение было представлено в верхней части, чтобы создать 4 см в ширину "фотическая зона", которая поддерживала рост цианобактерий в топ-3 см. Естественная среда, как правило, стратифицированной и стабилизируют физико-химические градиенты, таких как солености или температуры. Для стабилизации водной толщи на лабораторном масштабе, цилиндр колонна была упакована с пористой стеклянной дробью матрицы, которая помогла поддерживать создание геохимических моделей, которые развивались в ходе эксперимента. Непрерывный Н 2 / СО 2 поток газа был применен для промывки головное пространство колонны с целью поддержания бескислородной атмосферы отражающую океана до начала GOE 15. После того, как был создан постоянный поток Fe (II), цианобактерии были привиты по всей колонне, и их growtч контролировали с помощью подсчета клеток на образцах, снятых через порты отбора проб. Содержание кислорода регулируют на месте путем размещения чувствительных к кислороду optode фольг на внутреннюю стенку цилиндра , колонки и измерения были сделаны с помощью оптического волокна , из - за пределов колонны. Водный раствор Fe видообразование количественно путем удаления образцов из глубины с разрешением горизонтальных отверстиям для отбора проб и проанализированы с помощью метода Ferrozine. Эксперименты абиотические управления и результаты демонстрируют доказательство правильности концепции - что Лабораторный аналог древней водной толщи, сохраняется в отрыве от атмосферы, достижима. Цианобактерии росли и вырабатывали кислород, и реакции между Fe (II) и кислорода были разрешимы. При этом методология проектирования, подготовки, монтажа, исполнения и выборки такого столбца представлены наряду с результатами от 84 ч пробега колонны во время прививали с морской цианобактерии Synechococcus зр. PCC 7002.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. Приготовление среда для культивирования

Примечание: Информация о необходимого оборудования, химикатов и расходных материалов для приготовления питательной среды приведены в Таблице 1 Italic буквенно - цифровые коды в скобках относятся к оборудованию , детализировано в таблице 2 и показаны на рисунке 1..

  1. Приготовьте 5 л морской фототроф (МП) среды (далее именуемых «среды») в соответствии с протоколом Ву и др. 16. Доводят рН до 6,8 с помощью бескислородной и стерильного 1 М HCl или 0,5 М Naco 3. В качестве источника Fe (II), добавляют 3,5 мл 1 М Аноксидное и стерильной FeCl 2 -ного раствора для достижения конечной Fe (II) концентрации 500 мкМ после фильтрации среднего раствора на следующем шаге.
  2. Храните носитель раствора при 5 ° С в течение 48 ч, чтобы осадить Fe (II) карбонат и фосфатные минералы. Fe (II) и Fe присоединения результаты минеральных осадков в рН изменение, поэтому повторно отрегулировать рН обратно до 6,8. Фильтр среды в бескислородной (100% N 2) перчаточного ящика через блок с фильтром 0,22 мкм. Разлить отфильтрованный среду в стерильный 5 л стеклянную бутылку (E.'1) внутри перчаточного ящика, и колпачок с стерильный бутиловый резиновой пробкой.
  3. Промывка верхнего пространства среды бутылки с N 2 / CO 2 (об / об, 90/10), вставив одну одноразовую иглу , соединенную с газовой линией в пробке, а вторую иглу , которая действует как вентиляционное отверстие. Убедитесь в том, чтобы изменить громкость Headspace 10 раз. Например, с постоянным потоком газа 10 мл / сек, промойте объем свободного пространства над продуктом в 50 мл в течение не менее 50 секунд (сравните Хангейт & Macy 17).
  4. Накройте среднюю бутылку (E) , который теперь готов к использованию с алюминиевой фольгой и хранить при комнатной температуре в условиях низкой освещенности для предотвращения фотоокисления Fe (II). Разрешить 3 дня средней подготовки.

2. Подготовка культуры

"> . Примечание:. Культура Synechococcus SP PCC 7002 , который используется в эксперименте колонке описывается как одноклеточные морских photoheterotrophic цианобактерий рода 18 она была предоставлена ​​доктором М. Eisenhut (Институт биохимии растений, Университет Дюссельдорф, Германия) . Для данного исследования исходной культуры выращивали на среде бескислородных МП без дополнительного Fe (II).

  1. Подготовьте 100 мл среды MP согласно протоколу , Ву и др. 16 но замещающего хлорид железа с 1 мл / л трехвалентного железа цитрата аммония при дозе 6 мг / мл.
  2. Под бескислородных условиях (перчаточном боксе, 100% N 2), дозировать среду в одну 120 мл стерильной сыворотки бутылки, колпачок с стерильной бутиловый резиновой пробкой и обжимной с алюминиевой крышкой. Изменение свободного пространства на N 2 / CO 2 (v / v, 90/10) (сравните Хангейт & Мэйси 17) и прививают с 5% от исходной культуры. В дальнейшем хранить культуру в светло-инкубаторе при 25 ° C и 600 люкс от Tungsten лампочки.
  3. Так как Synechococcus зр. PCC 7002 светочувствительная, после передачи, накрыть сыворотки бутылку с тонким бумажным полотенцем в течение первых 24 ч в течение светового инкубатора. Дайте культуре расти в течение 6-8 дней. Фотосинтетического активности будет приводить к окислению Fe (II) и Fe (II), не будет статическим для шкалы времени клеточного роста, поэтому передача культуры через 7 дней для поддержания Fe (II) в среде и клетки адаптированы к Fe (II).
  4. Монитор плотности клеток путем отбора проб для измерений оптической плотности (OD) измерений: плотность клеток (клеток / мл) культуры , может быть определена с помощью оптической плотности образца клеточной суспензии в фото-спектрометра при длине волны 750 нм 19. Линейная связь между OD 750 и прямых микроскопических подсчетов клеток культуры в логарифмической фазе будет определять абсолютную плотность клеток 20.
  5. Как только плотности клеток 10 8 клеток / мл достигается,обернуть сыворотки бутылку с алюминиевой фольгой, чтобы остановить производство кислорода в процессе фотосинтеза.
  6. Извлеките O 2 в суспензии клеток с использованием 0,22 мкм стерильный шприц - фильтр , прикрепленный к длинной (100 мм) одноразовой иглы , введенной в жидкую среду. Промойте свободное пространство и пузырь культуральной с N 2 / CO 2 в течение 5 мин (сравните Хангейт & Мэйси 17). Хранить образец в темноте до прививки в колонну.

3. Подготовка пунктов и отдельных частей для экспериментальной установки

Примечание: Информация о необходимом оборудовании для экспериментальной установки, количество и технические характеристики приведены в таблице 2.   Части предметов , которые будут использоваться для экспериментальной установки готовятся заранее и индивидуально помечены с одного буквы (AG), перечисленных в таблице 2 и показаны как крупным планом на рисунке 1 а. Курсив буквенно - цифровые коды в скобках в протоколе относятся к оборудованию , детализировано в таблице 2 и показаны на рисунке 1.

  1. Для того чтобы подготовить порты для взятия проб (D) для колонки, закрывают порты с плотно закрывающейся бутилового резиновыми пробками (А.3). Вставьте одну стальную иглу из нержавеющей стали (D. ') в бутиловый резиновой пробкой. Убедитесь, что кончик иглы находится в центре колонны.
    1. Соедините иглу в резиновую трубку (Д.2) и герметизации соединения с термоусадочной трубки (D.3). Подключите другой конец трубки к небольшому коннектору Люэра блокировки трубки ( 'D.5), герметизировать соединение с термоусадочной трубкой (D.3) и крышку разъема трубки с соответствующей пластиковой крышкой (D.6) ,
      Примечание: В зависимости от требуемого количества портов для отбора проб необходимо обеспечить один главный порт с различными портами для отбора проб - therefoповторно вставить иглы из нержавеющей стали (D.1) в косым углом в бутиловый резиновой пробкой.
  2. Для подключения к средней и нагнетательный бутылок в колонну, модифицировать бутилкаучук стопперы следующие следующие шаги:
    1. Вставьте две капилляры из нержавеющей стали (Д.3, Д.4) в бутиловый резиновой пробкой (E.2). Подключите соответствующие резиновые трубки (Э.6) к этим капиллярам и герметизации соединения с термоусадочных трубок (Д.5).
    2. Добавить соединительную трубку (Е.7) к другому концу трубки более длинного капилляра (E.3) , а также зафиксировать этот разъем с термоусадочной трубкой (E.5).
    3. Соедините иглу из нержавеющей стали (E.11) к свободному концу другой трубы , прикрепленной к коротким капилляра (E.4), уплотнения соединений с термоусадочных трубок (Д.5), а затем вставьте другой конец игла из нержавеющей стали в меньшей бутиловый резиновой пробкой (Е.10).
    4. Вставьте две капилляры из нержавеющей стали (G.3) в большой бутиловый резиновой пробкой (G.2) и приложите соответствующие резиновые трубки (G.4; G.5). Подсоедините свободный конец короткой резиновой трубки (G.4) к средней выпускной бутылки капилляра (w2). Оборудуйте свободный конец длинной трубки (G.5) с разъемом небольшой трубки (G.6). Повторите эти шаги для того, чтобы подготовить другой бутиловый резиновой пробкой для второй бутылки разряда.
  3. Подготовьте пробку для распределительной панели среды (F), вставив две иглы из нержавеющей стали (Е.3) в бутиловый резиновой пробкой (F.2) для того , чтобы производить два медиа - питающие линии для столбца. Приложить резиновую трубку (F.4) для каждой из игл и соединить одной среды бутылки капилляр (с1) к одной из резиновых трубок, соответственно.
  4. Для того , чтобы подготовить железы для линии питания среднего (В), подключите один носителькапиллярной (с2) к соединителю небольшой трубки (Б.3) с резиновой трубкой (В.4). Повторите этот шаг для другой среды железы питания.
    1. Используйте больше среднего капиллярного разряда (w1) вместо того, чтобы подготовить железы для линии нагнетания среды и следовать за предыдущие шаги (сравните (B) на рисунке 1).
      Примечание: Полезно маркировать входное и выходное отверстия с различными цветами ленты, чтобы помочь в правильной сборке.
  5. Соберите части для обмена газов в свободном пространстве панели (C), вставив два длинных люэровского иглы из нержавеющей стали (С.2) в резиновую трубку (C.1) и убедитесь в том , что кончики игл достигают 4 см внутри другого конец трубки. Заполните пробирку с полимерами клеем (С.8) и пусть сборочное высохнуть в течение не менее 6 часов.
    1. Неплотно заполнить два люэровского стеклянные шприцы (C.3) с хлопком (С.4).
    2. Отдельно готовят два бутиловый рубBER пробками (С.5), один с иглой из нержавеющей стали , вставленного (С.6) , а другой с нержавеющей стальной иглой (С.7). Не подключайте к стеклянным шприцам, пока.
  6. Подготовьте стеклянный шприц (E.8) , заполненный хлопковой (E.9) для последующего использования в соответствии со средой бутылки и газовой упаковке (ВОП).
  7. Соберите оборудование для газовой упаковке 10 л (ВОП), подключив резиновую трубку (gp.1) на клапан газового блока. Вставьте соединительную трубку (gp.2) в свободный конец резиновой трубки. Повторите эту процедуру для второй 10 л газовой упаковке.

4. Стерилизация колонны и оборудование

Примечание: В зависимости от свойств материала, оборудование стерилизуют одним из следующих трех способов:

  1. Стерилизовать оборудование из стекла с помощью сухой печи (180 ° C в течение 4,25 ч):
    1. Стерилизация оборудования для изготовления среды (см Таблица 1 и раздел 1.2) отдельно и заранее. Таким образом, подготовить 2 х 5 л стеклянные бутылки и закройте отверстие и узкое место с алюминиевой фольгой. Pack 4 х 5 мл и 5 х 2 мл стеклянные пипетки в сопротивляющейся контейнер тепла и печь-стерилизовать все оборудование.
    2. Стерилизация оборудования для колонны, созданной на второй стадии. Оберните стеклянные шприцы (С.3; E.8; F.1 - подготовлено в разделе 3) с алюминиевой фольгой и убедитесь , что соответствующие бутилкаучука пробки удаляются.
    3. Поместите стеклянные бусы (П.2) в стеклянном стакане и покрывают верхнюю часть с алюминиевой фольгой. Также покрывают прозрачную стеклянную пластину (А.4), 4 х больших разъемы трубки (В.2) и 3-ходовой разъем (G.7) ​​с алюминиевой фольгой и печь-стерилизовать все.
  2. Стерилизовать автоклавируемые пластмасс и жидкостей в автоклаве (120 ° С, 10 бар, 20 мин):
    1. На первой стадии, STErilize колбу Widdel со средой, раствор -буфера NaHCO 3 и 2 бутиловых резиновыми пробками для стеклянной бутылки объемом 5 л.
      Примечание: бутилкаучука пробки сначала получают кипячением в сверхчистой воде в 3 раза, а затем автоклавируют в стеклянном стакане с небольшим количеством воды, покрытой алюминиевой фольгой. Влажные стопоры легче вставить в стеклянные бутылки.
    2. На втором этапе стерилизовать оборудование для экспериментальной колонки создана. Для того, чтобы подготовить колонку для стерилизации в автоклаве, завернуть верхнее отверстие, мультимедийные отверстия подачи, средства массовой информации выпускные отверстия, а также свободного пространства вентиляционные с алюминиевой фольгой перед автоклавированием.
    3. Накройте порты для взятия проб (D.'5) с соответствующими пластиковыми крышками (D.'6) и убедитесь в том , чтобы удалить зажимы (д.4) перед автоклавированием.
    4. Оберните бутилового резиновыми пробками и соответствующие капилляры для средних и выпускных бутылок (Д.2, 2 х G.2 - подготовленный Iп раздел 3), тем меньше пробки для стеклянных шприцах (2 х С.5; E.'10 '; F.'2 - подготовлен в разделе 3) и капилляров , связанных с поставкой и выпускными желез среды (s2; w1 - подготовлен в разделе 3.4) в алюминиевую фольгу и стерилизуют все оборудование в автоклаве.
    5. После стерилизации, высушить стерилизованного колонку и оборудование в печи при 60 ° С в течение еще 4 ч.
  3. Так как трубка насоса (PT) не автоклавирование, стерилизовать их в растворе этанола (EtOH) (80% этанола, 20% воды). Заполните соответствующий химический стакан с раствором этанол-и поместить трубку насоса в нем, убедившись, что трубка полностью заполнена смесью EtOH-раствором. Вынимают после 3 ч и завернуть непосредственно в предварительно стерилизованные алюминиевой фольгой (печь-стерилизованного) и дайте высохнуть при комнатной температуре в течение 2 часов.

5. Монтаж колонны и оборудование

  1. Поместите колонку (А) на плоской поверхности , и стабилизации с лабораторном штативе и хомутов. Убедитесь в том , чтобы работать в стерильных условиях (например, в пределах 40 см от горелки Бунзена или под капотом ламинарного потока). Осторожно снимите алюминиевую фольгу из верхнего отверстия и заполнить простерилизованные стеклянные бусинок (А.2).
    1. Подготовка часового стекла (А.4) для того , чтобы плотно закрыть колонку с применением полимеров клей (П.5) к внутренней поверхности в области , где она будет находиться в контакте с колонной. Слегка нажмите на часы стекло на месте в верхней части колонны для того, чтобы склеить обе части плотно вместе. Позвольте по крайней мере 6 часов для установки, чтобы высушить.
      Примечание: Можно поместить стерильный, тонкую податливую проволоку между краем колонки и часовым стеклом, для того, чтобы легко удалить часового стекла после эксперимента.
  2. Во время работы в стерильных условиях приложить следующие части к колонке:
    1. Подключите резиновые трубки (В.1) и соответствующие разъемы трубки (В.2) с поставкой и напорного отверстий среднего (ср (В) на рисунке 1).
    2. Соедините разъемы трубки желез (Б.3) для подачи средств массовой информации и разряда (полученного в разделе 3.4) к соответствующим разъемам на колонке (сравните (В) на рисунке 1).
    3. Прикрепите обмен газа в свободном пространстве панели (сравните (C) на рисунке 1 - подготовлен в разделе 3.5) в свободном пространстве отверстие на колонке и соединить стеклянные шприцы (C.3) до соответствующих игл из нержавеющей стали (С.2) и вставки соответствующие бутилового резиновыми пробками (С.6; С.7 - подготовленные в разделе 3.5.2) в хлопковых заполненные стеклянные шприцы (С.3).
  3. Вставьте бутилового резиновые пробки для выгрузки бутылок (2 х Ж.20; - подготовлен в разделе 3.2) на две стерильные 3 л стеклянные бутылки (G.1), и соедините разъемы трубки бутылок (G.6) до 3- контактного разъема (в G.7).
  4. Подключите свободный конец капилляра железы среднего разряда (w1) к свободному концу капиллярного разряда бутылки (w2) с трубкой насоса (PT). Повторите эту процедуру для второго капилляра среднего разряда железы и второй бутылки разряда.
  5. Подсоедините свободный конец одной средней капилляра бутылки (s1) к свободному концу капилляра железы среднего (S2) с трубкой насоса (PT). Повторите эту процедуру для второй среды капилляра бутылки и второго капилляра средней подачи железы.
  6. Соберите панель распределения среды, вставив пробку с соответствующими капиллярах (F.2 - подготовлен в разделе 3.3) в стеклянный шприц средыкоммутационная панель (Е.1).
  7. Подключение распределительной панели среды к разъему бутиловый резиновой пробкой для средней бутылки (Е.7 - сравните F на рисунке 1).
  8. Подключите N 2 / CO 2 газовой линии к парофазного газообмена панели к люэровского иглы из нержавеющей стали (см положение (КДС) на рисунке 1), и промойте установку колонки и капиллярную систему с N 2 / CO 2 при низком давлении (<10 мбар). Поддерживать отток газа на открытых концах средней капилляра бутылки (E.3), 3- контактный разъем (G. 7), а также порты выборки (D.5). Поэтому, удостоверьтесь , чтобы иметь колпачки портов выборки (д.6) слегка открытыми, для поддержания стерильных условий через избыточное давление газа , выходящего.
    1. Промыть полную установку в течение по крайней мере 20 мин.
      Примечание: Кроме того, можно закрыть outgassiнг игла (С.6) из свободного пространства газообмена панели с соответствующей резиновой трубкой и зажимом с целью повышения эффективности промывки полной установки.
  9. В то же время, заполнить газовый мешок 10 L (ВОП) с N 2 / СО 2 (об / об, 90/10), после 10 раундов заполнения и деаэрация ( с помощью вакуумного насоса) весь объем , чтобы обеспечить мешок полностью бескислородных , Убедитесь в том, чтобы закрыть клапан газового пакета после окончательной заливки. Повторите эту процедуру со второй газовой упаковке , но закрыть клапан после деаэрации (то есть, оставьте его пустым).
    Примечание: Н 2 / СО 2 заполнен газом пакет будет подключен к средней бутылки для того , чтобы компенсировать рост объема свободного пространства над продуктом из - за потери среды путем откачки. N 2 / CO 2 покраснел, но пустой пакет газа, позже будет соединен с выпускным бутылками, чтобы позволить газу выходить свободного пространства за счет увеличения объема жидкости разряда.
  10. Вставить тон бутилкаучук пробку (Е.10 - подготовленный в разделе 3.2.3) в стерильный стеклянный шприц , наполненный хлопка (E.8 - подготовлен в разделе 3.6).
  11. Поместите заполненную и закрытую среднюю бутылку (Е - подготовленный в разделе 1) на лабораторном столе рядом с пробкой для бутылки среднего (Е.2), и подготовить для подключения к стопор средней бутылки с помощью следующей процедуры:
    1. Закройте поток N 2 / CO 2 газа в капилляре (E.3), закрыв соответствующую резиновую трубку (Д.5) с хомутом.
    2. Слегка поднимите бутиловый резиновой пробкой выключения средней бутылки и промойте свободное пространство с N 2 / CO 2 (50 мбар), вешая стерилизованное, хлопчатобумажную с наполнением шприц с согнутой, длинной металлической иглой (1 мм х 140 мм) в узкое место из средней бутылки (сравните Хангейт & Macy 17).
    3. Быстро удалить бутилкаучук пробку из средней бутылки и вставить подготовленную бутиловый резиновой пробкой (Е.2) в среду бутылки (E).
    4. Изменение длинную металлическую иглу шприца (ранее использованного для промывки свободного пространства) к одноразовому иглы (0,9 мм х 45 мм, широко доступны) и вводят в пробке, чтобы промыть головное пространство среды бутылки с N 2 / CO 2.
    5. Убедитесь , чтобы иметь небольшой отток газа на открытом конце газового шприца (E.8 - собранный в разделе 5.10) , соединенной с пробкой среды бутылки. Промывка верхнего пространства среды бутылки (Е) и стеклянного шприца (E.8) в течение по меньшей мере 4 мин.
  12. В то же время, затяните пластиковые колпачки (д.6) из портов выборки (D.'5) и закройте соответствующую резиновую трубку (D.2) с зажимом (D.4).
    Примечание: При необходимости, откройтегазовыделение игла (С.6) из свободного пространства газообмена снова панель для того , чтобы поддерживать отток газа на открытом конце иглы.
  13. Поместите газовый блок 10 л, заполненный N 2 / CO 2 (полученного в разделе 5.9), на лабораторном столе. Убедитесь , что соединительная трубка находится в положении рядом с открытым концом стеклянного шприца (E.8) , подключенного к средней бутылки.
  14. После промывки свободного пространства среды бутылки (Е) в течение не менее 4 мин, закрыть газовую линию N 2 / CO 2 из промывочного шприца и быстро вытащить иглу из пробки (E.2). Оставшийся избыточное давление газа в свободном пространстве среды бутылки будет выпущен через стеклянный шприц (E.8).
    1. Быстро открыть клапан газового пакета и слегка нажмите на сумке , чтобы сохранить отток N 2 / CO 2 для того , чтобы промыть трубку и разъем газового блока.
    2. Как только избыточное давление высвобождается из средней бутылки, быстро подключить разъем газового пакета (gp.3) к соответствующему разъему стеклянного шприца (E.8).
  15. Подключение пустой газовый блок 10 L (ВОП) , который ранее был спускалась 10 раз с N 2 / СО 2 (полученного в разделе 5.9) к свободному порту 3- контактного разъема (G.7) ​​соединен с выпускным бутылок. Убедитесь в том, чтобы держать клапан газового пакета закрыты.
  16. Снизить давление газовой линии N 2 / CO 2 (<0,1 мбар) в обменном свободном пространстве газовой панели (C на рисунке 1, положение КДС) , чтобы сохранить отток газа из обезгажен- иглы (С.6).
  17. Вставьте трубку насоса (PT) в насос (P) и снимите хомут из соответствующей резиновой трубки (Э.6) среды бутылки (E).
    1. Откройте клапан газового пакета (ВОП)соединен с выпускным флаконах (G) , чтобы позволить воздуху быть выпущен в газовый пакет в то время как газоразрядные бутылки наполняются оттока среды.
  18. Включите насос и контролировать распределительной панели среды (см (F)) наполняются средой. Убедитесь в том, чтобы удалить оставшийся газ в панели, как она заполняет, держа ее в перевернутом положении. Газ выходит через капилляры, которые подключены к насосу.
  19. Монитор колонки , как он заполняется средой, и регулировать насос с надлежащей скоростью откачки 0,45 л / сут, который может быть превращен в вертикальный поток 10 мМ Fe (II) / м 2 / сут, для того , чтобы симулировать химический поток интереса.
  20. Установите источник света (L) 2 см выше верхнего конца колонны и покрывают верхние 10 см вокруг колонны с темной лентой и / или алюминиевой фольгой, чтобы предотвратить свет от излучающего из верхней части колонны и освещающий нижнюю часть колонны. Накройте весьустановка с темным Текстильное покрытие для того, чтобы предотвратить освещение колонки от внешних источников света.

6. Прививка бактерий в колонке

Примечание: Для получения абиотической контрольного эксперимента этот шаг пропускается.

  1. Так как клеточная культура будет впрыскивается непосредственно в колонну через бутилового резиновыми пробками основных портов отбора проб вдоль стороны колонны, убедитесь, что приготовили шесть шприцев с иглами, которые достаточно долго, чтобы добраться до центра тела колонны.
  2. Стерилизовать вне бутилового резиновыми пробками из шести основных портов взятия проб на колонке (П.3) с раствором этанола (80%).
  3. У сыворотки бутылку с культурой для прививки готового (полученного в разделе 2) и стерилизовать бутиловый резиновой пробкой с огненным несколько капель раствора этанола. Промойте шприц стерильным N 2 / CO 2 , прежде чем принимать аликвоты культуры. Возьмите 1 мл оF раствора бескислородной клеток и вводят его в центре колонны через бутилового резиновыми пробками из главных портов выборки (А.3).
    Примечание: В зависимости от роста бактерий, это может быть необходимо для регулировки скорости откачки (или даже остановить перекачку) в течение первых дней после лаг-фазы роста и развития клеток, чтобы предотвратить культур от вымывания.

7. отбор проб

Примечание: Для того, чтобы собрать образцы поперек химических градиентов, которые развиваются внутри колонны, необходимо, чтобы начать отбор проб из верхних портов выборки до более глубоких портов, как это происходит потеря объема. Убедитесь в том , чтобы поддерживать в стерильных условиях (например, работая в пределах 40 см от горелки Бунзена или под капотом ламинарного потока).

  1. Сбор первых образцов через 24 часа после прививки. Промыть шприц , который будет использоваться для отбора проб со стерильной N 2 / СО 2, с тем чтобы избежать инъекции кислорода в САmpling порты (D). Убедитесь в том , чтобы заполнить шприц с N 2 / CO 2 до взятия пробы.
  2. Быстро снять пластиковый колпачок (д.6) и вставьте шприц выборки в разъем трубки (D.5). Поддерживать небольшой зазор между шприцем и разъем трубки. Выпуск газа из шприца и промойте соединительную трубку с N 2 / CO 2.
    1. Надежно подключите шприц к разъему трубки. Снимите зажим (D.4) и начать принимать пробу около 1 мл.
  3. После нанесения образца и перед снятием шприца, прикрепите зажим (D.4). Затем снимите шприц отбора проб и плотно закрыть соединительную трубку (д.5) с соответствующей пластиковой крышкой (D.6).
  4. Немедленно повторите шаги 7.1-7.3 для отбора проб из каждого порта.
  5. Соберите следующий набор образцов через каждые 24 ч.
    Примечание: Для получения дополнительных образцов в различные моменты времени, необходимо удалить небольшой утрар а ф образца (например, 0,2-0,4 мл) сначала до образца могут быть приняты, для того , чтобы удалить остатки средств массовой внутри пробоотборной трубки и достижения репрезентативных образцов внутри колонны.

8. Методы анализа

  1. Кислород Количественное:
    Примечание: Концентрация кислорода в проточном среды, так и в свободном пространстве колонны количественно неинвазивно и неразрушающим способом с использованием оптических датчиков кислорода и чувствительного к кислороду заплатки флюоресцентные фольги 0,5 х 0,5 см (так называемые optodes), склеены вместе внутренняя стеклянная стенка колонки с использованием клея кремния (П.6). Было обеспечено, что чувствительный к кислороду пластыри фольги нечувствительны к видам Fe для достижения измеренных значений.
    1. Убедитесь, что для калибровки программного обеспечения компьютера с соответствующими параметрами калибровки для optodes, которые используются в колонке. Датчики оптические кислорода приходят с определенным Калибриона для измерения с использованием соответствующего управлением с компьютера волоконно-оптический измеритель кислорода.
    2. Начните измерение и заботиться, чтобы держать Полимерное оптическое волокно измерителя кислорода под прямым углом по отношению к чувствительным к кислороду фольгу, которая приклеивается внутри прозрачной стеклянной стенкой колонны.
    3. Повторите измерения для каждого отдельного O 2 точки измерения по всей колонне.
  2. Fe (II) и общий анализ Fe водных образцов:
    1. Так как Fe (II) быстро окисляется кислородом в воздухе при нейтральном значении рН, стабилизации жидких проб для водных Fe (II) квантификации сразу в 1 М раствора HCl. Для получения конечного объема образца 1 мл смешать 0,5 мл жидкой пробы с 0,5 мл 2 М HCl.
    2. Количественно общий Fe после инкубирования аликвоты 1 М HCl-стабилизированного образца с гидрохлоридом гидроксиламина (10% вес / объем в 1 М HCl) в течение 30 мин. Этот реагент снижает все Fe (III) до Fe (II), который затем может быть определена количественно с помощью анализа Ferrozine 21.
    3. Выполните Ferrozine Пробирной с помощью устройства чтения микро-титр пластины. Измеряют поглощение при длине волны 562 нм. Убедитесь в том, чтобы иметь стандарты в пределах диапазона для обнаруживаемого Fe (II) и общей концентрации железа.
      Примечание: Если концентрации Fe в жидком образце превышают стандартные калибровки, необходимо разбавить стабилизированного образца с помощью 1 М HCl.
    4. Вычислить концентрацию Fe (III) на разность между общей Fe и Fe (II).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Контрольный эксперимент

Эксперименты Абиотическое управления (10 дней) продемонстрировали стабильно низкой концентрации кислорода (O 2 <0,15 мг / л) без каких-либо значительных колебаний в Fe (II) -profile по всей колонне восходящих воды. Образование осадка (предположительно Fe (III) (oxyhydr-) оксиды) в среде резервуара и небольшое снижение общего (II) концентрации Fe от 500 мкм до ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Микробных сообществ в докембрийского океана регулируются, или изменения в результате, их деятельности и преобладающих геохимических условий. При интерпретации происхождение БИФ, исследователи , как правило сделать вывод о наличии или активности микроорганизмов , основанный на седиментологии или геохимии БИФ, например, Smith и др. 23 и Johnson и др. 24. Изучение современных организмов в современных условиях , которые имеют геохимические аналоги в древних средах также являе...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего раскрывать.

Благодарности

Марк Нордхофф помощь в разработке и реализации труб соединений. Эллен Струве помог выбрать и приобрести оборудование, используемое.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Колба Widdel (5 л)Ochs110015labor-ochs.de
Стеклянные флаконы (5 л)RotilaboY682.1
carlroth.com Стеклянные пипетки (5 мл)51714labor-ochs.de
0,22 &; m Фильтрующий блок Steritop (0,22  &микро; m Полиэфирсульфоновая мембрана)MilliporeX337.1carlroth.com
Алюминиевая фольга
Стерильный стеклянный шприц Luer Lock, наполненный хлопкомC681.1carlroth.com
иглами Luer Lock из нержавеющей стали (150 мм, 1.0  мм ID)201015labor-ochs.de
NaClSigma433209sigmaaldrich.com
MgSO4Sigma208094sigmaaldrich.com
CaCl2SigmaC4901sigmaaldrich.com
NH4ClSigmaA9434sigmaaldrich.com
KH< sub>2PO4SigmaP5655sigmaaldrich.com
KBrSigmaP3691sigmaaldrich.com
KClSigmaP9541sigmaaldrich.com
Стеклянный цилиндрY310.1carlroth.com
Стекловата7377.2carlroth.com
Стеклянные шарики (ø 0.55 - 0.7& НБСП; мм)11079105biospec.com
Пробка из бутилкаучука (ø 1,2 см)271024labor-ochs.de
Чашка Петри, стекло (ø 8.0  cm)T939.1carlroth.com
Полимерный клейOTTOSEAL S68adchem.de
Оптический датчик кислорода фольга (для анализа кислорода см. ниже)–presens.de
Резиновые трубки (35 мм, 7  мм ID)770350labor-ochs.de
Соединитель трубки Luer Lock (3,0 мм, вилка Luer lock = LLM)P343.1carlroth.com
Соединитель трубки Luer Lock (3,0 мм, внутренняя резьба Luer lock = LLF)P335.1carlroth.com
Резиновая трубка (25 мм, внутренний диаметр 0,72 мм)2600185newageindustries.com
Резиновая трубка (50 мм, 7  ID мм)770350labor-ochs.de
Игла из нержавеющей стали Luer Lock (150 мм, внутренний диаметр 1,0 мм)201015labor-ochs.de
Стеклянный шприц Luer Lock (10 мл)C680.1carlroth.com
Хлопок сыпучий –
Пробка из бутилкаучука (ø 1,75 см)271050labor-ochs.de
Игла из нержавеющей стали (40 мм, 1,0  ID мм)Игла из нержавеющей стали Sterican4665120bbraun.de
Luer Lock (150 мм, 1,5 мм ID)201520
labor-ochs.de положение: внутренняя соединительная часть Luer Lock на C.7
Полимерный клейOTTOSEAL S68adchem.de
Игла из нержавеющей стали (внутренний диаметр 120 мм, 0,7 мм)Sterican4665643bbraun.de
Резиновые трубки (40 мм, внутренний диаметр 0,74 мм)2600185newageindustries.com
Термоусадочные трубки (35  мм, внутренний диаметр 3 мм уменьшился)541458 - 62conrad.de
Трубный зажимSTHC-C-500-4tekproducts.com
Трубный соединитель Luer Lock (1,0 мм, LLF)P334.1carlroth.com
Пластиковый колпачок Luer Lock (LLM)CT69.1carlroth.com
Стеклянная бутылка (5 л)RotilaboY682.1carlroth.com
Пробка из бутилкаучука (для GL45)444704labor-ochs.de
Капилляр из нержавеющей стали (внутренний диаметр 300 мм, 0,74 мм)56736sigmaaldrich.com
Капилляр из нержавеющей стали (внутренний диаметр 50 мм, 0,74 мм)56737sigmaaldrich.com
Термоусадочная трубка (35 мм, 3  Внутренний диаметр 100 мм 541458- 62conrad.de
Резиновая трубка (100 мм, внутренний диаметр 0,74 мм)2600185newageindustries.com
Соединитель трубки Luer Lock (1,0 мм, LLF)P334.1carlroth.com
Стеклянный шприц Luer Lock (10 мл)C680.1carlroth.com
Сыпучий хлопок –
Пробка из бутилкаучука (ø 1,75 см)271050labor-ochs.de
Игла из нержавеющей стали (40 мм, 0,8  мм ID)Sterican4657519bbraun.de
Luer lock стеклянный шприц (5 мл)C679.1carlroth.com
пробка из бутилкаучука (ø 1,75 мм)271050labor-ochs.de
Резиновая трубка (40 мм, 0,74 мм ID)2600185newageindustries.com
Стеклянная бутылка (2 л)RotilaboX716.1carlroth.com
Пробка из бутилкаучука (для GL45)444704labor-ochs.de
Капилляр из нержавеющей стали (внутренний диаметр 50 мм, внутренний диаметр 0,74 мм)56736sigmaaldrich.com
Резиновая трубка (внутренний диаметр 30 мм x 0,74 мм)2600185
newageindustries.com Резиновая трубка (внутренний диаметр 100 мм x 0,74 мм)2600185
newageindustries.com Соединитель трубки Luer Lock (1,0 мм, LLF)P334.1carlroth.com
Luer Lock 3-контактный разъем (LLF, 2x LLM)6134cadenceinc.com
Источник светаSamsungSI-P8V151DB1USsamsung.com
Перистальический насосIsmatecEW-78017-35coleparmer.com
Насосная трубка (0.89  Идентификатор мм)EW-97628-26coleparmer.com
Капилляр из нержавеющей стали (200 мм, 0,74 мм ID)56736sigmaaldrich.com
Капилляр из нержавеющей стали (400 мм, 0,74 мм ID)56737sigmaaldrich.com
Супел-инертная фольга (Tedlar - PFC) газовый пакет (10 л)30240-Usigmaaldrich.com
Резиновая трубка (30 мм, 6  мм ID)770300labor-ochs.de
Соединитель трубки Luer Lock (3,0 мм, LLM)P343.1carlroth.com
Соединитель трубки Luer Lock (3,0 мм, LLF)P335.1carlroth.com
Газонепроницаемый шприц (20  ml)C681.1carlroth.com
горелкаБунзена–
Волоконно-оптический кислородметр для количественного определения кислородаPresensTR-FB-10-01presens.de
Вакуумный насос
Силиконовый клей для кислородных оптодовPresensPS1presens.de
по запросу –

Ссылки

  1. Lyons, T. W., Reinhard, C. T., Planavsky, N. J. The rise of oxygen in Earth's early ocean and atmosphere. Nature. 506 (7488), 307-315 (2014).
  2. Raymond, J., Blankenship, R. E. The origin of the oxygen-evolving complex. Coord. Chem. Rev. 252 (3-4), 377-383 (2008).
  3. Kendall, B., Reinhard, C. T., Lyons, T., Kaufman, A. J., Poulton, S. W., Anbar, A. D. Pervasive oxygenation along late Archaean ocean margins. Nature Geosci. 3 (9), 647-652 (2010).
  4. Olson, S. L., Kump, L. R., Kasting, J. F. Quantifying the areal extent and dissolved oxygen concentrations of Archean oxygen oases. Chem. Geol. 362 (1), 35-43 (2013).
  5. Satkoski, A. M., Beukes, N. J., Li, W., Beard, B. L., Johnson, C. M. A redox-stratified ocean 3.2 billion years ago. Earth Planet. Sci. Lett. 430 (1), 43-53 (2015).
  6. Holland, H. D. Oceans - Possible Source of Iron in Iron-Formations. Econ. Geol. 68 (7), 1169-1172 (1973).
  7. Holland, H. D., Lazar, B., Mccaffrey, M. Evolution of the Atmosphere and Oceans. Nature. 320 (6057), 27-33 (1986).
  8. Klein, C., Beukes, N. J. Time distribution, stratigraphy, and sedimentologic setting, and geochemistry of Precambrian iron-formations. The Proterozoic Biosphere. Schopf, J. W., Klein, C. , Cambridge University Press. 139-146 (1992).
  9. Poulton, S. W., Canfield, D. E. Ferruginous Conditions: A Dominant Feature of the Ocean through Earth's History. Elements. 7 (2), 107-112 (2011).
  10. Busigny, V., et al. Iron isotopes in an Archean ocean analogue. Geochim. Cosmochim. Acta. 133, 443-462 (2014).
  11. Crowe, S. A., et al. Photoferrotrophs thrive in an Archean Ocean analogue. PNAS. 105 (41), 15938-15943 (2008).
  12. Jones, C., et al. Biogeochemistry of manganese in ferruginous Lake Matano, Indonesia. Biogeosciences. 8 (10), 2977-2991 (2011).
  13. Lliros, M., et al. Pelagic photoferrotrophy and iron cycling in a modern ferruginous basin. Sci. Rep. 5 (13803), (2015).
  14. Koeksoy, E., Halama, M., Konhauser, K. O., Kappler, A. Using modern ferruginous habitats to interpret Precambrian banded iron formation deposition. Int. J. Astrobiol. , 1-13 (2015).
  15. Canfield, D. E. A new model for Proterozoic ocean chemistry. Nature. 396 (6710), 450-453 (1998).
  16. Wu, W. F., et al. Characterization of the physiology and cell-mineral interactions of the marine anoxygenic phototrophic Fe(II) oxidizer Rhodovulum iodosum - implications for Precambrian Fe(II) oxidation. FEMS Microbiol. Ecol. 88 (3), 503-515 (2014).
  17. Hungate, R. E., Macy, J. The Roll-Tube Method for Cultivation of Strict Anaerobes. Bull. Ecol. Res. Comm. 17 (1), 123-126 (1973).
  18. Van Baalen, C. Studies on marine blue-green algae. Bot. mar. 4 (1-2), 129-139 (1962).
  19. Sakamoto, T., Bryant, D. A. Growth at low temperature causes nitrogen limitation in the cyanobacterium Synechococcus sp. PCC 7002. Arch. Microbiol. 169 (1), 10-19 (1998).
  20. Swanner, E. D., Mloszewska, A. M., Cirpka, O. A., Schoenberg, R., Konhauser, K. O., Kappler, A. Modulation of oxygen production in Archaean oceans by episodes of Fe(II) toxicity. Nature Geosci. 8 (2), 126-130 (2015).
  21. Stookey, L. L. Ferrozine - a New Spectrophotometric Reagent for Iron. Anal. Chem. 42 (7), 779-784 (1970).
  22. Fitch, M. W., Koros, W. J., Nolen, R. L., Carnes, J. R. Permeation of Several Gases through Elastomers, with Emphasis on the Deuterium Hydrogen Pair. J. Appl. Polym. Sci. 47 (6), 1033-1046 (1993).
  23. Smith, A. J. B., Beukes, N. J., Gutzmer, J. The Composition and Depositional Environments of Mesoarchean Iron Formations of the West Rand Group of the Witwatersrand Supergroup, South Africa. Econ. Geol. 108 (1), 111-134 (2013).
  24. Johnson, C. M., Beard, B. L., Klein, C., Beukes, N. J., Roden, E. E. Iron isotopes constrain biologic and abiologic processes in banded iron formation genesis. Geochim. Cosmochim. Acta. 72 (1), 151-169 (2008).
  25. Krepski, S. T., Emerson, D., Hredzak-Showalter, P. L., Luther, G. W., Chan, C. S. Morphology of biogenic iron oxides records microbial physiology and environmental conditions: toward interpreting iron microfossils. Geobiology. 11 (5), 457-471 (2013).
  26. Posth, N. R., Konhauser, K. O., Kappler, A. Microbiological processes in banded iron formation deposition. Sedimentology. 60 (7), 1733-1754 (2013).
  27. Maliva, R. G., Knoll, A. H., Simonson, B. M. Secular change in the Precambrian silica cycle: Insights from chert petrology. Geol. Soc. Am. Bull. 117 (7-8), 835-845 (2005).
  28. Kappler, A., Pasquero, C., Konhauser, K. O., Newman, D. K. Deposition of banded iron formations by anoxygenic phototrophic Fe(II)-oxidizing bacteria. Geology. 33 (11), 865-868 (2005).
  29. Krepski, S. T., Hanson, T. E., Chan, C. S. Isolation and characterization of a novel biomineral stalk-forming iron-oxidizing bacterium from a circumneutral groundwater seep. Environ. Microbiol. 14 (7), 1671-1680 (2012).
  30. Czaja, A. D., Johnson, C. M., Beard, B. L., Roden, E. E., Li, W. Q., Moorbath, S. Biological Fe oxidation controlled deposition of banded iron formation in the ca. 3770 Ma Isua Supracrustal Belt (West Greenland). Earth. Planet. Sci. Lett. 363 (1), 192-203 (2013).
  31. Melton, E. D., Schmidt, C., Kappler, A. Microbial iron(II) oxidation in littoral freshwater lake sediment: the potential for competition between phototrophic vs. nitrate-reducing iron(II)-oxidizers. Front. Microbiol. 3 (197), 1-12 (2012).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Окисление железа(II)рост цианобактерийполосчатые железнякипроточная колонкаматрица из стеклянных шариковдетектирование растворенного кислородааноксические условияпоток Fe(II)градиент освещенности
Лаборатория Моделирование железа (II) -богатой докембрия Marine Апвеллинг Система для изучения роста фотосинтезирующих бактерий
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.