Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Инфекции мочевыводящих путей в небольшой животной модели: трансуретральная катетеризация мужские и женские мышей

17K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/54432

⸱

1 декабря 2017 г.

 ,  , 
1Unité d’Immunobiologie des Cellules Dendritiques, Department of Immunology, Institut Pasteur, INSERM U818, 2Genentech

В этой статье

Краткое содержание

Установленной модели трансуретральная катетеризация мышей позволяет исследование мочевого пузыря патологий, включая инфекции мочевыводящих путей, но может быть выполнена только у самок. Новая модель мужского трансуретральная инстилляции, представленные здесь, позволят исследования в области отмечен сильный клинических и эпидемиологических различия между полами.

Аннотация

Инфекции мочевыводящих путей (UTI) чрезвычайно распространены по всему миру, неся значительные заболеваемости и здравоохранение связанные расходы. Малые животные модели, которые точно отражают создание болезни и прогрессии, разрешить рассечение хост возбудитель взаимодействий и поколения иммунитет к инфекции. В мышей внутрипузырной инстилляции uropathogenic E. coli, возбудителя в более чем 85% сообщества приобрела UTI, резюмирует многие из стадии инфекции, наблюдается в организме человека. До недавнего времени, однако, UTI может только быть смоделированы в женских животных. Это ограничение затрудняет исследование половых различий в UTI, а также другие мочевого пузыря патологий, таких как рак. Здесь мы опишем способ привить мышей-самцов, которые позволяет прямое сравнение между женской и мужской животных и предоставить подробный протокол для оценки ткани мочевого пузыря подачей cytometry в качестве средства лучше понять разместить ответы на инфекции. Вместе эти подходы будут способствовать идентификации узла факторов, которые способствуют секс предубеждения, наблюдается в Ути и других заболеваний мочевого пузыря связанные.

Введение

Инфекции мочевыводящих путей (UTI) являются одним из наиболее распространенных инфекций в развитых странах1. Показатели инфицирования похожи между женщин и мужчин среди новорожденных и пожилых2. Пременопаузе взрослых женщин, однако, имеют значительно возросла заболеваемость внебольничной UTI, по сравнению с мужчинами2,3. Учитывая, что это заболевание влияет главным образом женщин, фундаментальных и клинических исследований преимущественно уделялось UTI у самок. Однако ИМП в мужчин является значительным и изученными здравоохранения вызов4. Действительно потому что UTI у мужчин связаны с более высокой заболеваемости, эти инфекции обычно определяются как сложные4,5.

Как развивается наше понимание центральной роли пола предубеждения в физиологии и патологии, новые методы обязаны изучить этот аспект ранее запущенных заболеваний. Половые различия играют важную роль в иммунитет и инфекции; женщины имеют высокий уровень аутоиммунных заболеваний, в то время как мужчины более чувствительны к определенных инфекций, таких как туберкулез, малярия и ВИЧ6,7. Рак мочевого пузыря, другой урологической патологии, значительно чаще у мужчин, чем женщин, и несколько исследований показали роль андрогенов в развитии злокачественных8,9,10,11 ,12. Примечательно однако, расследование внутрипузырной терапии рака мочевого пузыря выполняется исключительно в женских животных, из-за неспособности неоднократно catheterize мышей-самцов13.

Изучение патогенеза UTI опирается на грызунов моделей инфекции (например, мышей и крыс). Мышиных моделях UTI может нанимать uropathogens первоначально изолирован от человеческих инфекций, таких как uropathogenic E. coli (УПЭК), нейтрофилов, Enterococcus, стафилококкили Proteus14. Как правило бактерии внедряются в мочевой пузырь через катетеризация мочеиспускательного канала. После инфекции, резервуары и почек могут быть удалены для оценки конкретных параметров инфекции, такие как бактериальной колонизации, повреждение тканей или принимающей иммунный ответ15,16. Универсально однако, только женщины животные используются для исследования UTI. Действительно многие исследования отметили, что, из-за анатомических причин, катетеризация самцов мышей не является возможным13,,1718,19. Совсем недавно хирургический подход к мужской инстилляции был описан, в котором открыт живота, мочевого пузыря внешне перемещенных, применяя мягкое давление открытия в области живота и бактерии вводят в мочевой пузырь20. Этот подход позволяет мужчин инфекции, ценой хирургическое вмешательство. Таким образом основной нюанс этот подход включает в себя влияние воспаления, на результатах инфекции, такие как потенциал, чтобы побудить противовоспалительные-заживление ответ на разрез21. Как наши интересы включают в себя понимание пола предвзятость в ответ на болезнь, мы разработали метод бактериального внутрипузырной инстилляции в мышей-самцов, которое больше соответствует давно нехирургических трансуретральная подход, используемый в женских грызуны22 .

Наша модель основывается на установившейся методологии и предоставляет возможность напрямую сравнивать иммунного ответа на ИМП в женских и мужских животных. Этот метод позволят рассечение-признаку различий в инфекции и потенциально предлагают молекулярных и клеточных ключи к выраженным различия в чувствительности и реакции на инфекции между полами. Кроме того эта модель имеет значение за пределами UTI исследования, позволяя создание моделей для расследования других мочевого пузыря ассоциированных заболеваний, как рак мочевого пузыря, простатит, под или над активной мочевого пузыря синдром и интерстициальный цистит.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Мышь эксперименты были проведены в соответствии с утверждения протокола число 2012-0024 Comité д ' этики en исследования animale Париже центр et Sud (Комитет этики для экспериментов на животных), в соответствии с Европейской директивой 2010/63 ДУЭТ

1. Подготовка катетеры

  1. Подготовка одной педиатрической канюля внутривенного доступа для каждой группы мышей, чтобы быть заражены. Используя встроенный пружинный механизм, лишают каждый канюлю иглы, как указано в инструкции изготовителя. Отказаться от иглы, сохраняя только пластиковые внутривенной канюли.
  2. Стерилизуйте катетеры в Ламинарный шкаф для одного ультрафиолетовые (у.е.) цикла, обычно 25-30 мин.
    Примечание: Катетеры может использоваться для более чем одной мыши, однако новый катетер должен использоваться между экспериментальной группы, полов или бактериальных штаммов.

2. Подготовка Uropathogenic кишечной инфекции

  1. По крайней мере за два дня до инфекции, с помощью стерильных прививка цикла, полоска УПЭК из замороженных бактериальных запасов на бульоне Лурия (LB) агар пластину, содержащие антибиотики, если это уместно. Инкубируйте при 37 ° C на ночь. Плиты могут храниться при температуре 4 ° C до одной недели.
  2. В 100 мл стерильного колбу Эрленмейера прививать 10 мл LB, содержащие антибиотики, если это уместно, с единой колонии от LB пластины и инкубировать стоя при 37 ° C ночь (примерно 16-18 ч).
    Примечание: Постоянные культуры позволяют выражение типа 1 пили, которые необходимы для инфекции23. Культур, выращенных встряхивания будет иметь менее эффективные пили выражения и, следовательно, несогласованные показатели инфицирования.
  3. Измерение оптической плотности (OD)600 ночь культуры и рассчитать количество бактерий / мл, с использованием заранее роста кривой. Как пример, для штамма УПЭК UTI89, ОД600 = 0,35 эквивалентно8 2 x 10 кое / мл, таким образом, ночь культуры с ОД600 = 2.4 будет эквивалентна 13,7 x 108 кое / мл. эмпирически определить связь между OD600 и жизнеспособные бактерии с каждый новый штамм, используемых для инфекции.
  4. Определите количество бактерий, учитывая количество животных необходимо быть инфицированы и что каждая мышь должна получить около 107 образуя колонии единиц (CFU) в 50 мкл PBS. Включите в расчет мкл ~ 130 мертвый объем катетера и шприц суть и 100 мкл, необходимо определить посевным материалом.
    1. Спиновые бактериальных подвеска в настольная microcentrifuge на 17.000 x г за 1 мин и Ресуспензируйте результате бактериальной Пелле в 2 x 108 кое / мл в PBS. Серийно разбавляют Алиготе подвеска и пластины на агаре фунтов, с помощью антибиотиков, если это уместно определить точное посевным материалом для каждой инфекции.
  5. Нарисуйте бактериальных посевным материалом в 1 мл шприц и прикрепить катетер в конце шприца. Нажмите шприц для удаления любых воздуха и угнетают плунжер для заполнения мертвых воздушного пространства в катетер перед началом инстилляции.

3. Подготовка мышей

  1. Анестезировать мышей через внутрибрюшинного введения Ксилазина кетамина и 5 мг/кг 100 мг/кг. Дополнительное тепло может быть предоставлена.
  2. Убедитесь, что каждая мышь полностью седативные, сжимая зверолов с среднего давления. Мышей полностью седативные, когда они не реагируют и требуется 3-5 мин для достижения этого состояния.
  3. Место мыши лежа и применить среднего давления к нижней части живота, чтобы опорожнить мочевой пузырь мочи. Полное пузыри чувствовать себя гороховый под кожу между ileac гребнями.
    Примечание: Вдыхаемого изофлюрановая был использован для catheterize самок мышей15,22, однако, она не тестировалась ли самцов мышей достаточно наркозом при вдыхании изофлюрановая для этой процедуры.

4. трансуретральная инстилляции самок мышей

  1. С помощью недоминирующей руки, Поместите палец на хвост и палец же руки на животе мыши и применить нежное давление в противоположных направлениях твердо держать мышь на месте.
  2. Поместите кончик катетера перпендикулярно мыши в отверстие мочеиспускательного канала. С нежным давлением задвиньте катетер в уретру, концентратор встречает отверстие уретры, одновременно снижая шприц так что это параллельно на рабочей поверхности. Катетер не требует смазки. Не толкать или силы катетер в мочеиспускательный канал. Катетер должен надеваться плавно и легко в мочеиспускательный канал, с практически никакого сопротивления.
    1. Прежде чем раз прививать посевным материалом (шаг 4.3), катетер находится в месте, очень осторожно потяните брюшной кожи к голове мыши с пальцем от недоминирующих рука, что уже на брюшко мыши (шаг 4.1). Если катетер в уретре, ткани, составляющих отверстие мочеиспускательного канала не будет двигаться, тогда как если катетер неправильно размещен во влагалище, ткани будет двигаться вверх и от катетер. Этот быстрый тест должен выполняться на каждой мыши.
  3. Когда концентратор катетер встречает отверстия уретры, медленно лунки 50 мкл бактериальной посевным материалом. Скорость медленно инстилляции минимизирует пузырно-мочеточниковый рефлюкс в почках. Медленно извлеките катетер для предотвращения утечки, более всего 5. Место мыши в их клетках в лежачем положении.

5. трансуретральная инстилляции самцов мышей

  1. Поместите два пальца щипцы краниально и каудально к мыши наружных половых органов. Убрать крайней плоти для полностью разоблачить головки полового члена. После того, как пенис внешне позиционируется, отпустите пальца щипцы.
  2. Переместите щипцы для стабилизации выступающих пениса перпендикулярно животного, держа орган, мягко, но туго. Визуализировать уретры слухового прохода и осторожно ввести катетер в небольшое отверстие на кончике органа. Мягко руководство катетер в пенис, к телу мыши, поддержание нежный напряженности с щипцами. Катетер не требует смазки. Не заставляйте катетер в пенис; катетер должен плавно вставьте уретры, указав правильное размещение.
  3. После того как центром катетер встречает кончик пениса, очень медленно, отказаться от 50 мкл посевным материалом, при сохранении позиции полового члена. Можно отметить качество инстилляции в настоящее время согласно заранее инстилляции показатель качества, как показано на рисунке 2.
  4. Убрать катетер медленно, за количество 5, для предотвращения утечки посевным материалом. Место мыши в их клетках в лежачем положении. Животные должны начать восстанавливаться 30-45 мин после введения анестетика.

6. определение кое в инфицированных органов

  1. Заданного момента времени жертву мышей с использованием утвержденных стандартных оперативных процедур (например, вывих шейного или передозировке двуокиси углерода). Смочите живота тщательно с 70% этанол свести к минимуму загрязнение, мех.
  2. Сделать надрез через нижнюю треть живота мыши по крайней мере 2 см ножницами и асептически удаление мочевого пузыря и любой другой желаемый органов, включая, но не ограничиваясь, почки, яички, семенных пузырьков или препуция желез, в 5 мл полипропиленовые оснастки крышку пробирки, содержащие 1 мл стерильного PBS. Держите все образцы на льду.
  3. Однородный органов с ручной гомогенизатор, до тех пор, пока остается почти без твердых тканей, примерно 15-60 сек в зависимости от органа. Жир не однородный хорошо и легко узнаваемый как блестящие ткани бежево белый. Сбросить жир до или после гомогенизации. Вымойте гомогенизатор в этиловом спирте, следуют PBS между каждой экспериментальной или орган группы.
    Примечание: Как правило, использование портативных гомогенизаторы или шарик мельница гомогенизаторы. Хотя все эти системы дали аналогичные результаты, как это определяется прямое сравнение бактериальной кое на 24 hr послеоперационные инфекции, оптимальные условия для гомогенизации ткани макроорганизма при сохранении бактериальных жизнеспособности должны определяться эмпирически перед Регулярно выполняя этот протокол.
  4. Выполняйте серийных разведений гомогенизированные орган суспензий. Пластина разведений на плиты агара LB, содержащие антибиотики, когда это уместно и инкубировать на ночь (~ 15 hr) при 37 ° C. УПЭК штаммов имеют очень быстрое удвоение раз и таким образом, следует позаботиться не инкубировать плиты агара слишком долго, потому что это будет препятствовать возможности рассчитывать отдельные колонии.

7. анализ гранулярных ткани мочевого пузыря потока

  1. Подготовьте пищеварение буфер, содержащий коллагеназы на 34 единиц/мл и DNase на 100 мкг/мл, в PBS. Держите на льду. Подготовка одной 15 мл конические трубы на животное быть проанализированы и аликвота 1 мл пищеварение буфера в трубку.
  2. В заранее timepoints жертву мышей с использованием утвержденных стандартных оперативных процедур (например, шейки матки вывих или передозировке двуокиси углерода). Смочите живота тщательно с 70% этанол свести к минимуму загрязнение, мех.
  3. Сделать надрез через нижнюю треть живота мыши по крайней мере 2 см ножницами и удалить весь мочевого пузыря. Фарш хорошо с ножницами, резка мочевого пузыря в 2-3 мм2 размера кусков, обычно около 8 штук.
    1. Добавьте один из фарша мочевого пузыря в тубы пищеварение буфера. Встряхните, чтобы мыть ткани фарш из мочевого пузыря в буфере пищеварение. Держите на льду, до тех пор, пока все пузыри расчленены и фарш.
  4. Инкубировать фарша резервуары для 60-75 минут при 37 ° C, с энергичным пожимая вручную для 5 s каждые 15 мин. Когда ткань имеет стекловидный прозрачный вид, напоминающий влажные папиросной бумаги, пищеварения является полным. Длительное пищеварение будет удаление поверхностных белков из клеток, необходимых для идентификации и следует избегать.
  5. Инактивирует ферменты пищеварения, добавив 2-3 мл ледяной поток цитометрии буфера (PBS, содержащий 2% плода бычьим сывороточным (ФБС) и 0,2 мм ЭДТА) и осторожно перемешать. Место труб на льду.
  6. Для обеспечения одну ячейку подвеска и удалить любой соединительной ткани, передайте содержимое трубки через 100 мкм фильтром, помещаются в 15 мл Конические трубки. Аккуратно нажмите любые оставшиеся ткани через фильтр с конца поршень шприца. Промойте фильтр с буфером цитометрия потоков еще 2 мл. Храните пробы на льду.
  7. Стирать образцы центрифугированием 7 мин на 200 x g, 4 ° C. Ресуспензируйте окатышей в 100 мкл потока цитометрии буфера содержащий ФК блоке, разбавляют до 5 мкг/мл и передачи 96-луночных вокруг нижней плиты. После 10-15 мин добавьте 100 мкл желаемого антитела коктейль для каждого образца. Проинкубируйте образцы для 30-45 мин., на льду, защищенном от света.
    Примечание: ФК блок — реагент, используемый для предотвращения привязки Fc часть антитела к клеткам, выражая Fc рецепторов. Его цель заключается в том, чтобы свести к минимуму неспецифических антитела связывая. Определение антител к использовать будет зависеть гипотеза, проходит проверку в эксперименте и должен быть выбран с входом из литературы. На рисунке 3для измерения общей иммунных клеток инфильтрата, работал антитела анти CD45, который является белком Пан иммунных клеток.
  8. Стирать образцы центрифугированием 7 мин на 200 x g, 4 ° C. Ресуспензируйте клеток окатышей в 200 мкл потока цитометрии буфера и передавать образцы через стрейнер клеток 40 µm 5 мл полистирола трубка просто до приобретения на проточный цитометр.
  9. Соберите весь образец на проточный цитометр. Хорошее пищеварение даст 200000-400000 клетки, с 8000-10000 CD45+ иммунные клетки от наивного мыши пузыри, в то время как инфицированных органов будет содержать больше клеток16 (рис. 3).
    Примечание: Образцы для анализа потока гранулярных не может использоваться для оценки кое. Не рекомендуется разделить мочевого пузыря на две части, как не существует доказательств, чтобы продемонстрировать, что колонизация УПЭК или иммунных клеток инфильтрата является единым для всей ткани.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

В разработке этого протокола когорты мужского и женского мышей C57Bl/6 лет 6-8 недель были внушал и бактериальных бремя, оценены в пузырях точках времени, от 1 часа до 30 дней. Результаты этих исследований представлены в другом месте (Zychlinsky Scharff et al., ожидающие). Здесь мы представляем репрезентативных данных из 24 hr инфекций. Примечательно бактериальных бремя был эквивалентный между мужские и женские мышей на 24 hr послеоперационные инфекции (рис. 1). ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Трансуретральная инстилляции самцов мышей предлагает множество новых возможностей исследования в влияние секса на заболевание слизистой мочевого пузыря, но и представляет ряд проблем. Прежде всего, одно ограничение является, что инстилляций может первоначально оказаться технически трудным, в результате чрезмерного воспаления во время вставки катетера. Улучшения в технике может быть достиган инстилляции мертвых мышей с цветными решения, такие как Эванс синий краситель. Для подтверждения успешной инстилляции, резервуары до...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего сообщать.

Благодарности

Мы благодарим д-р Мэтью Rousseau для критических чтении рукописи и Лаборатория дендритных иммунобиологии за их полезные идеи в ходе разработки этого протокола и проекта. Эта работа была поддержана в части финансирования от действий Европейского союза седьмой рамочной программы Мари Кюри (PCIG11-GA-2012-3221170 и LabEx иммуно-онкология (МАИ).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Экранированные внутривенные катетеры BD Insyte Autoguard 24 G, внешний диаметр 0,7 мм, длина 14 мМBD Medical381811 или 381411** каталожный номер зависит от страны
петля инокуляцииGreiner Bio-One731171
LB Miller бульонDifco244620
LB Miller агарDifco244520
CuvettesBio-rad223-9955
ШприцыB Braun9166017V
Щипцы для большого пальца (Adson)Fine Science Tools11006-12
5 мл тубы, полипропиленFalcon352063
Tissue Ruptor одноразовые зондыQiagen990890
15 мл откидные колпачкиThermo Scientific362694
DNAseИнвитроген18047019
Либераза ТМСигма-Олдрич5401119001следует принимать в спиртном и хранить при температуре -20°С; C во избежание повторного замерзания-оттаивания
100&микро; M MACS SmartStrainers Miltenyi130-098-463совместим с тубами 15 мл, предпочтительно
100 и микро; Ситечные фильтры M Cell Falcon352360совместим с пробирками 50 мл, если нет MACS Smart Strainers в наличии
96 лунок планшетFalcon353077
Fc блокBD Pharmingen553142анти-CD16/CD32
анти-мышиный CD45 антителоBD Biosciences561487множество различных вариантов флуоресцентной конъюгации доступны
пробирки 5 мл полистирол с фильтрующей крышкойFalcon
инсулиновый шприцTerumoBS05M2913
ручной гомогенизаторQiagen9001272проточный цитометр TissueRuptor
BD BiosciencesN/AFortessa SORP 
Программное обеспечение для проточной цитометрииBD BiosciencesN/ADiva
352235

Ссылки

  1. Hooton, T. M., Stamm, W. E. Diagnosis and treatment of uncomplicated urinary tract infection. Infect Dis Clin North Am. 11 (3), 551-581 (1997).
  2. Harper, M., Fowlis, G. Management of urinary tract infections in men. Trends in Urology, Gynaecology & Sexual Health. 12 (1), 30-35 (2007).
  3. Foxman, B. The epidemiology of urinary tract infection. Nat Rev Urol. 7 (12), 653-660 (2010).
  4. Lipsky, B. A. Urinary tract infections in men. Epidemiology, pathophysiology, diagnosis, and treatment. Ann Intern Med. 110 (2), 138-150 (1989).
  5. Conway, L. J., Carter, E. J., Larson, E. L. Risk Factors for Nosocomial Bacteremia Secondary to Urinary Catheter-Associated Bacteriuria: A Systematic Review. Urol Nurs. 35 (4), 191-203 (2015).
  6. Markle, J. G., Fish, E. N. SeXX matters in immunity. Trends Immunol. 35 (3), 97-104 (2014).
  7. Yu, C. Y., Whitacre, C. C. Sex, MHC and complement C4 in autoimmune diseases. Trends Immunol. 25 (12), 694-699 (2004).
  8. Castelao, J. E., et al. Gender- and smoking-related bladder cancer risk. J Natl Cancer Inst. 93 (7), 538-545 (2001).
  9. Donsky, H., Coyle, S., Scosyrev, E., Messing, E. M. Sex differences in incidence and mortality of bladder and kidney cancers: national estimates from 49 countries. Urol Oncol. 32 (1), 40-e31 (2014).
  10. Garg, T., et al. Gender Disparities in Hematuria Evaluation and Bladder Cancer Diagnosis: A Population-Based Analysis. J Urol. , (2014).
  11. Dobruch, J., et al. Gender and Bladder Cancer: A Collaborative Review of Etiology, Biology, and Outcomes. Eur Urol. , (2015).
  12. Hsu, J. W., et al. Decreased tumorigenesis and mortality from bladder cancer in mice lacking urothelial androgen receptor. Am J Pathol. 182 (5), 1811-1820 (2013).
  13. El Behi, M., et al. An essential role for decorin in bladder cancer invasiveness. EMBO Mol Med. 5 (12), 1835-1851 (2013).
  14. Foxman, B. Epidemiology of urinary tract infections: incidence, morbidity, and economic costs. Am J Med. 113, Suppl 1A. 05S-13S (2002).
  15. Ingersoll, M. A., Kline, K. A., Nielsen, H. V., Hultgren, S. J. G-CSF induction early in uropathogenic Escherichia coli infection of the urinary tract modulates host immunity. Cell Microbiol. 10 (12), 2568-2578 (2008).
  16. Mora-Bau, G., et al. Macrophages Subvert Adaptive Immunity to Urinary Tract Infection. PLoS Pathog. 11 (7), e1005044(2015).
  17. Oliveira, P. A., et al. Technical Report: Technique of Bladder Catheterization in Female Mice and Rats for Intravesical Instillation in Models of Bladder Cancer. (Conference Title)39th Scand-LAS and ICLAS Joint Meeting. 36, 5-9 (2009).
  18. Seager, C. M., et al. Intravesical delivery of rapamycin suppresses tumorigenesis in a mouse model of progressive bladder cancer. Cancer Prev Res (Phila). 2 (12), 1008-1014 (2009).
  19. Hagberg, L., et al. Ascending, unobstructed urinary tract infection in mice caused by pyelonephritogenic Escherichia coli of human origin). Infect Immun. 40 (1), 273-283 (1983).
  20. Olson, P. D., Hruska, K. A., Hunstad, D. A. Androgens Enhance Male Urinary Tract Infection Severity in a New Model. J Am Soc Nephrol. , (2015).
  21. Knipper, J. A., et al. Interleukin-4 Receptor alpha Signaling in Myeloid Cells Controls Collagen Fibril Assembly in Skin Repair. Immunity. 43 (4), 803-816 (2015).
  22. Hung, C. S., Dodson, K. W., Hultgren, S. J. A murine model of urinary tract infection. Nat Protoc. 4 (8), 1230-1243 (2009).
  23. Wright, K. J., Seed, P. C., Hultgren, S. J. Development of intracellular bacterial communities of uropathogenic Escherichia coli depends on type 1 pili. Cell Microbiol. 9 (9), 2230-2241 (2007).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

E coli
Инфекции мочевыводящих путей в небольшой животной модели: трансуретральная катетеризация мужские и женские мышей
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.