Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Loop Arteriovenous (AV) в модели мелких животных для изучения ангиогенеза и васкуляризированных тканевой инженерии

12.2K просмотров

DOI:

10.3791/54676

2 ноября 2016 г.

В этой статье

Краткое содержание

Мы описываем микрохирургической подход к генерации артериовенозные (AV) петли в качестве модели для анализа васкуляризации в естественных условиях в изолированном и хорошо охарактеризованного окружающей среды. Эта модель не только полезно для исследования ангиогенеза, но и оптимально подходит для инженерных и аксиально васкуляризированных перевивных тканей.

Аннотация

Функциональная сеть кровеносных сосудов является предпосылкой для выживания и роста почти всех тканей и органов в человеческом теле. Более того, в таких патологических ситуациях, как рак, васкуляризация играет ведущую роль в прогрессировании заболевания. Следовательно, существует острая потребность в стандартизированной и хорошо охарактеризованной модели in vivo для выяснения механизмов неоваскуляризации и разработки различных подходов к васкуляризации для тканевой инженерии и регенеративной медицины.

Мы описываем микрохирургический подход для модели маленького животного для индукции сосудистой оси, состоящей из вены и артерии, которые анастомозированы артериовенозной (AV) петлей. AV-петля переносится в закрытую камеру для имплантации для создания изолированной микросреды in vivo, которая соединяется с живым организмом только посредством сосудистой оси. С помощью 3D-визуализации (МРТ, микро-КТ) и иммуногистологии можно визуализировать растущую сосудистую сеть с течением времени. Путем имплантации различных клеток, факторов роста и матриц их роль в формировании сети кровеносных сосудов может быть проанализирована без каких-либо возмущающих воздействий со стороны окружающей среды в хорошо контролируемой среде.

В дополнение к исследованиям ангиогенеза и антиангиогенеза, модель AV-петли также идеально подходит для инженерии васкуляризированных тканей. После определенного времени преваскуляризации сгенерированные ткани могут быть пересажены в место дефекта и микрохирургически соединены с местными сосудами, тем самым обеспечивая немедленное кровоснабжение и интеграцию сконструированной ткани. Варьируя матрицы, клетки, факторы роста и архитектуру камеры, можно создавать различные ткани, которые затем могут быть адаптированы к индивидуальным потребностям пациента.

Введение

Большинство тканей и органов в организме человека зависят от функциональной сети сосудов крови, которая поставляет питательные вещества, газы и обменивает удаляет продукты жизнедеятельности. Неисправность этой системы, вызванной местными или системными проблемами сосудов может привести к множеству серьезных заболеваний. Кроме того, в научных областях, таких как тканевой инженерии или восстановительной медицины, функциональная сеть кровеносных сосудов в искусственно созданных тканей или пересаженных органов является необходимым условием для успешного клинического применения.

В течение десятилетий исследователи исследовали точные механизмы, участвующие в растущей сосудистую сеть, чтобы получить более глубокое понимание патологических ситуаций, с тем чтобы найти новые терапевтические вмешательства и обеспечить более профилактики сосудистых расстройств. На первом этапе, основные процессы , такие как межклеточных взаимодействий или влияния молекул на клетках сосудистой системы, как правило , исследовали с помощью экстракорпорального 2D или 3Dэксперименты. Традиционные 2D модели легко выполнить, хорошо известны и в значительной степени способствовали лучшему пониманию этих процессов. Впервые в 1980 году, Фолкман и др. сообщили в пробирке ангиогенеза высева клеток эндотелия капилляров на желатине планшетах , покрытых 1. Это сразу же уступила публикации множества дальнейших экспериментов 2D ангиогенеза на клеточной трубки эндотелиальной формирования анализа 2, 3 анализа миграции и совместного культивирования различных типов клеток 4, а также другие. Эти анализы все еще используются сегодня и принят в качестве стандарта в пробирке методами.

Тем не менее, эта экспериментальная установка не всегда подходит для изучения поведения клеток в естественных условиях , так как большинство типов клеток требуют 3D - среде , чтобы сформировать соответствующие физиологические структуры ткани 5. Можно показать, что архитектура 3D-матрицы имеет решающее значение для капиллярного morphogenesiS 6 и что клеточно-внеклеточного матрикса (ECM) взаимодействия и 3D культуры условия регулируют важные факторы , связанные с опухолевого ангиогенеза 7. 3D матрица обеспечивает сложные механические входы, могут связывать эффекторные белки и устанавливают ткани масштабные градиенты концентрации растворенного вещества. Кроме того, считается необходимым для того , чтобы имитировать в естественных условиях морфогенетических и ремоделирования шагов в сложных тканей 5. В этих системах, как ангиогенез и образование и развитие сосудов могут быть изучены. В то время как ангиогенез описывает прорастание капилляров из уже существующих кровеносных сосудов 8, образование и развитие сосудов относится к образованию де Novo кровеносных сосудов через эндотелиальных клеток или их предшественников 9,10. Созревание судов описывается в процессе , называемом 'артериогенеза' с помощью набора гладких мышечных клеток 11. Типичным развитие кровеносных сосудов в пробирке модель является разрастание эндотелиальных клеток из существующих монослояс затравку в виде монослоя на поверхности геля, на поверхности микросфер , внедренных в геле или путем создания эндотелиальные сфероиды 12 клеток. В моделях васкулогенных одиночные эндотелиальные клетки захватываются в 3D-гель. Они взаимодействуют с соседними эндотелиальными клетками с образованием структур и сетей De Novo сосудов, как правило , в сочетании с поддерживающими клетками 12.

Тем не менее, даже комплекс 3D в моделях пробирке не могут имитировать в условиях естественных условиях полностью учитывая множество межклеточных и клеточно-ECM взаимодействиях 13. Вещества , обладающие высокой активностью в пробирке автоматически не показывают те же эффекты в естественных условиях и наоборот 14. Для всестороннего анализа процессов васкуляризации существует острая необходимость в разработке в естественных условиях модели , которые лучше имитируют ситуацию в организме. Большой диапазон в естественных условиях ангиогенеза анализы описаны в литературе, в том числехорионалантоисной анализ мембраны (САМ), то модель данио, роговичный ангиогенез анализа, спинной модель воздушный мешок, спинной складка камеры, подкожные модели опухоли 14. Тем не менее, эти анализы часто связаны с ограничениями, такими как быстрые морфологические изменения, проблемы в различении новых капилляров из уже существующих в анализе САМ, или ограниченное пространство в роговице ангиогенеза анализе 15. Кроме того, системы немлекопитающего используются (например., То данио модель 16), что приводит к проблемам в ксенотрансплантации 17. В модели подкожной опухоли, ангиогенез, происходящих только из самой опухоли не могут быть проанализированы, так как прилежащие ткани в значительной степени способствует процессу васкуляризации. Кроме того, окружающие ткани могут иметь решающую роль в формировании микросреды 18 опухолей.

Не только для изучения ангиогенеза или васкулогенеза есть сильный пее изд для стандартизированной и хорошо охарактеризованный в естественных условиях модели , но и для изучения различных стратегий васкуляризации в тканевой инженерии и регенеративной медицины. На сегодняшний день создание сложных искусственных органов или тканей возможно как в пробирке и в естественных условиях. 3D-Биопринтинг обеспечивает технологию изготовления по требованию для создания сложных 3D - ткани функциональной жизни 19. Кроме того, биореакторы могут быть использованы для создания тканей 20 или даже собственное тело может быть использован в качестве биореактора 21. Тем не менее, основным препятствием для успешного применения искусственно созданных тканей является отсутствие васкуляризации в инженерно-технических конструкций. Немедленное соединение с сосудистой сетью хозяина после трансплантации является важной предпосылкой для выживания, особенно в случае крупных искусственных тканей или органов.

Различные в пробирке или в естественных условиях стратегий prevascularization были развиOped установить функциональную микроциркуляторного русла в конструкциях до имплантации 22. Имплантация помост с ин витро предварительно сформированных сконструированных капилляров на коже спины мышей приводило к быстрому анастомоза мышей сосудистую систему в течение 23 -й день. В противоположность этому , сфероид совместно культуры , состоящей из человеческих мезенхимальных стволовых клеток и эндотелиальных клеток пупочной вены человека , собранных в трехмерную сеть prevascular дальнейшее развитие после имплантации в естественных условиях. Тем не менее, анастомоз с принимающей сосудистую сеть была ограничена 24. Прежде всего, в плохо васкуляризированных дефектов, таких как некротических или облученные областях, это так называемая внешняя васкуляризация - врастание сосудов из окрестностей в эшафоте - часто выходит из строя. Характеристическая васкуляризации, с другой стороны, основано на сосудистом оси в качестве источника новых капилляров прорастающих в строительные леса 25. Используя васкуляризации подход осевой, Инженерией ткани можно пересаживать с его осью сосудистых и соединен с местным судам на месте получателя. Сразу же после трансплантации, ткань адекватно поддерживается кислородом и питательными веществами, что создает благоприятные условия для оптимальной интеграции.

Из - за ограниченной доступности моделей для исследования ангиогенеза в естественных условиях и в знак признания растущей важности создания осевого васкуляризированных ткани, мы разработали микрохирургической подход Эрол и Спира далее для создания артериовенозного (AV) цикл в животной модели 26. Использование полностью закрытой имплантации камеры делает этот метод очень хорошо подходит для изучения формирования кровеносных сосудов под "контролируемой", хорошо охарактеризованы в условиях естественных условиях (рисунок 1). Эта модель не только полезно для исследования ангиогенеза, но также оптимально подходит для осевого васкуляризации каркасы для Engin тканиЦели eering.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Уход за комитет Животный Фридриха-Александра университета Эрланген-Нюрнберга (FAU) и правительство Средней Франконии, Германия, одобрила все эксперименты. Для экспериментов, самцов крыс линии Lewis с массой тела 300 - использовали 350 г.

1. Цикл Модель Arteriovenous в Rat

  1. Процедура Имплантация (рисунок 2)
    1. Для анестезии используют специальный пластмассовый ящик , который подключен через трубку к изофлурановым испарителем и закрыто крышкой. Включите подачу газа и расходомер в пределах 0,8 - 1,5 л / мин.
    2. Поместите крысу в пластиковой коробке индукции и запечатать верхнюю часть. Включите изофлуран испаритель до 5%.
    3. Тщательно наблюдать за крысу во время индукции анестезии. После 3 - 4 мин, крыса будет наркоз.
    4. Подтверждение надлежащего анестезии: потеря рефлекса выпрямления, потеря рефлекса, пальпебральной снятие рефлекс, положительный рефлекс роговицы.
    5. Удалить крысу из коробки и проверьте еговес для расчета лекарственных средств. Нанесите мазь для глаз, чтобы предотвратить сухость под наркозом.
    6. Администрирование обезболивающее и антибиотики (например., 7,5 мг / кг Энрофлоксацин подкожно (п), 12,5 мг / кг трамадола и 100 мг / кг , метамизол внутривенно (IV)). Администрирование вес адаптированный кристаллоидов во время работы (например., 30 мл / кг подкожно).
    7. Поместите крысу на спине на разогреве пластине при 37 ° С под анестезией 1 - 2% изофлуран ингаляции вводимого через маску.
    8. Монитор анестезии правильно и увеличить изофлуран, если уровень анестезии слишком низкое (движение крыс, реакция на боль, челюсть тон, отсутствие потери рефлексов (см 1.1.4.), Частота сердечных сокращений увеличивается). Будьте осторожны, чтобы не передозировать изофлуран (потеря рефлексов роговицы, высокая частота сердечных сокращений, снижение насыщения кислородом). С помощью специального пульсоксиметрию для маленьких животных для проверки насыщения кислородом (95 - 100%) и частоту сердечных сокращений (250 - 450 / мин) у крыс. Во время Operatiна монитор температуры крысы (36 - 40 ° C) и регулировать температуру согревающей пластины при необходимости.
    9. Бритье внутренние стороны задних конечностей с электробритвы и дезинфицировать области с антисептиками. Разведите задние конечности и закрепить их с помощью клейкой ленты.
    10. Положите крысу под хирургическим микроскопом и покрывают крысу стерильной драпировки. Убедитесь в том, что вся процедура выполняется операция в стерильных условиях.
    11. Открыть кожу в середине левого бедра с продольным разрезом от верхнего колена к паху скальпелем (№ 10).
    12. Обрежьте подкожную ткань и фасции в слоях примерно 3 см в длину, используя рассекает ножницы и microforceps до бедренной кости сосудистый пучок не подвергается от тазовой артерии в паху к бифуркации бедренной артерии в колене.
    13. Отдельные сосуды и удалить адвентиции с помощью адвентиции ножницы и microforceps.
    14. Коагулировать сторона бRANCHES с помощью электрокоагуляции. Накройте поле работы с влажным компрессом.
    15. Откройте кожу на правой стороне, как описано для левой стороны, 1.1.11 - 1.1.14.
    16. Для уборки венозного трансплантата, перевязывать правую бедренную вену электрической коагуляции на проксимальных и дистальных концов на расстоянии 1 - 1,5 см.
    17. Удалите венозный трансплантат с microforceps и промойте венозный трансплантат с раствором гепарина (50 МЕ / мл в 0,9% раствора хлорида натрия), используя оросительную канюлю и передать его на левое бедро. Накройте поле операции на правой стороне с влажным компрессом.
    18. Лигирования бедренной вены на левой стороне в проксимальном направлении в паховой области с фиксатором микрососудов. Коагулировать бедренной вены дистально с помощью электрической коагуляции, на верхнем колене перед тем ветвления, на расстоянии около 2 см.
    19. Для анастомоза соединить проксимальный конец венозной трансплантата с проксимальным концом вены по впритык анастомоза с 11-0 suturе. Используйте около 8 узловыми швами. Начните с размещения первых двух швов на 12 часов и 6 часов позиции. Затем положить в 2 до 3 больше швами между этими точками на лицевой стороне, а затем положить 2 до более 3 наложения швов на заднюю сторону.
    20. Лигирования бедренной артерии таким же способом, описанным для бедренной вены (1.1.18.). Убедитесь в том, что сосуды петли не перекручены. Анастомозировать дистальный конец венозной трансплантата с проксимальным концом артерии, как описано для бедренной вены (шаги 1.1.19.).
    21. Администрирование 25 МЕ гепарина внутривенно. Сделайте еще раз убедиться, что сосуды петли не перекручены, снимите зажимы и проверьте на наличие утечек и проходимость цикла в течение примерно 5 мин.
    22. Капать папаверин (например, 4 мг / мл) на сосудах , чтобы предотвратить спазмы сосудов. Если есть проходимость, цикл расширяется и может наблюдаться пульс артерии.
    23. Предварительного заполнения имплантации камеры с первой половины (около 500 мкл) матрицы (например , </ EM>, гидрогелем или матрицу кости с или без клеток). Вставить в петлю имплантации камеры.
    24. Заполните вживления камеру со второй половины матрицы до общего объема 1000 мкл. Уплотнение камеры с крышки камеры.
    25. Закрепить имплантации камеры на бедре с нерассасывающегося 6-0 швом. Закрепите крышку отсека с нерассасывающегося 6-0 швом. Стоп возможное кровотечение с электрической коагуляции.
    26. Закройте кожу с рассасывающиеся 4-0 швами. Накройте рану с алюминиевой спрея.
    27. Администрирование антибиотики и обезболивающие препараты (например, 7,5 мг / кг подкожно Энрофлоксацин, трамадол 12,5 мг / кг перорально (п.о.) (через питьевую воду) в течение 3 - 5 дней , а после этого в зависимости от поведения у крыс).
    28. Включите испарителем и дайте крысе дышать подачи газа, пока она не начнет пробуждаться.
    29. Поместите крысу в коробку с тепловой поддержкой и наблюдать его тщательно, пока полностью не выздоровел.
    30. Не оставляйте ип крысыприсутствовал, пока он не пришел в сознание достаточное для поддержания грудины лежачее.
    31. Не вернуть крысу в компании других животных, пока полностью не выздоровел.
  2. Эксплантация Процедура
    1. Выполните эксплантация после короткого времени или длительной имплантации (в соответствии с дизайном исследования, примеры смотрите Ссылки 27-32). Обезболить крыса в соответствии с этапами 1.1.1.-1.1.9.
    2. Откройте кожу живота с скальпелем (№ 10) и двигаться в сторону кишечника с компрессом. Expose брюшной аорты и полая caudalis с помощью ватного тампона.
    3. Иглу брюшной аорты (например., 24 калибра пластиковой канюли) и сократить полая caudalis с рассекающих ножницами.
    4. Промойте брюшной аорты с 0,9% раствором натрия хлорида, содержащего 100 МЕ / мл гепарина, пока утечка жидкости не станет прозрачным. Заливать аорту с 30 мл раствора перфузии (например., Контрастный агент или Индии вк).
    5. Эвтаназии крысы путем инъекции смертельной дозы embutramide, йодид mebezonium, тетракаина гидрохлорид раствор для инъекций (0,1 - 0,2 мл / кг) в глубокой анестезии.
    6. Перевязывать брюшной аорты и полая caudalis с нерассасывающегося 4-0 швом.
    7. Закройте открытую область раны с 1 - 2 зажимами. Хранить крысе в течение 24 ч при 4 ° С (отверждение перфузионный раствор).
    8. Поместите крысу на его спине. Разведите задние конечности и закрепить их с помощью клейкой ленты.
    9. Открыть кожу над камерой с продольным разрезом скальпелем (№ 10).
    10. Удалите соединительную ткань из камеры и ножку петли, используя рассекает ножницы и microforceps. Вырезать ножку петли на расстоянии 1 см от отверстия камеры с рассекающих ножницами и снимите камеру.
    11. Откройте крышку камеры и осторожно удалите конструкцию из камеры с пинцетом и зафиксировать его в 4% буферном растворе формалина в течение 24 ч при комнатнойтемпература. После этого использовать конструкцию для 3D микро-компьютерной томографии или залитых парафином для гистологического анализа 30.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

тканевая инженерия
Для технических целей костной ткани, были имплантированы целый ряд различных заменителей костной ткани в небольшом животных крысы модели AV петля 27,28,33,34. Васкуляризация вполне может быть продемонстрировано с помощью 3D микро-компьютерной томографии (микро-КТ) (рис 3А). Васкуляризация обработанной бычьей губчатой ​​кости (PBCB) матрицы была значительно выше в группе петель по сравнению с группой без васкуляризации...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Уже более десяти лет мы успешно использовали артериовенозного (AV) петля для тканевой инженерии целей и изучения ангиогенеза в естественных условиях в небольшой животной модели. Можно показать, что эта микрохирургической модель очень хорошо подходит для создания модифицированных тканей и что он также может быть использован для развития кровеносных сосудов или antiangiogenesis исследований.

Значимость техники в отношении существующих / альтернативных методов
E...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Мы хотели бы поблагодарить следующие институты за поддержку нашего исследования AV цикла: Staedtler Stiftung, д-р Фриц Эрлер Fonds, Else Kröner Fesenius Stiftung, Baxter Healthcare GmbH, ДФГ, IZKF / ELAN / EFI / Бюро по гендерным вопросам и разнообразию, Forschungsstiftung MEDIZIN Фридрих-Александер университет Эрлангена-Нюрнберга (FAU), АО Фонд, Манфред Рот Stiftung, Сюэ Хонг, Ганс Георг Гайс Foundation, Deutscher Akademischer Austauschdienst (DAAD), Германии и Министерством высшего образования и научных исследований, Ирак. Мы хотели бы поблагодарить Стефан Флейшер, Марина Milde, Katrin Кона и Ильзе Арнольда-Герберта за их отличную техническую поддержку.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,9% хлорида натрияBerlin-Chemie AG34592508
11-0 Этилон / полиамид 6/6ЭтиконEH7438G
4-0 Викрил / полигалактин 910ЭтиконV392H
6-0 Пролен / полипропиленЭтикон8695H
алюминиевый спрейФармацевтический партнер Vertriebs-GmbH1020
Антисептики BODE Chemie GmbH 
Катетер B Braun Meslungen AG4251612-02
контрастное веществоFlowtech  MV-122
эмбутрамид, мебезониумия йодид, раствор тетракаина гидрохлорида для инъекций Intervet International GmbH
encre de chine intense Indianink Lefranc & Bourgeois
EnrofloxacinBayer AG
глазная мазьBayer AG
формалин 4%Carl Roth GmbH & Co. KGP087.4
HeparinRatiopharm GmbH
изофлуран Abbott Laboratories6055482
крыса Льюиса, самецCharles River Laboratories
Metamizol-Natrium Ratiopharm GmbH
папаверин / Paveron NLinden Arzneimittel-Vertrieb-GmbH
трамадол / TramalGrü Ненталь ГмбХ

Ссылки

  1. Folkman, J., Haudenschild, C. Angiogenesis in vitro. Nature. 288 (5791), 551-556 (1980).
  2. DeCicco-Skinner, K. L., et al. Endothelial cell tube formation assay for the in vitro study of angiogenesis. J Vis Exp. (91), e51312(2014).
  3. Puddu, A., Sanguineti, R., Traverso, C. E., Viviani, G. L., Nicolo, M. Response to anti-VEGF-A treatment of endothelial cells in vitro. Exp Eye Res. 146, 128-136 (2016).
  4. Li, H., Daculsi, R., Bareille, R., Bourget, C., Amedee, J. uPA and MMP-2 were involved in self-assembled network formation in a two dimensional co-culture model of bone marrow stromal cells and endothelial cells. J Cell Biochem. 114 (3), 650-657 (2013).
  5. Griffith, L. G., Swartz, M. A. Capturing complex 3D tissue physiology in vitro. Nat Rev Mol Cell Biol. 7 (3), 211-224 (2006).
  6. Nehls, V., Herrmann, R. The configuration of fibrin clots determines capillary morphogenesis and endothelial cell migration. Microvasc Res. 51 (3), 347-364 (1996).
  7. Fischbach, C., et al. Cancer cell angiogenic capability is regulated by 3D culture and integrin engagement. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (2), 399-404 (2009).
  8. Logsdon, E. A., Finley, S. D., Popel, A. S., Mac Gabhann, F. A systems biology view of blood vessel growth and remodelling. J Cell Mol Med. 18 (8), 1491-1508 (2014).
  9. Kaully, T., Kaufman-Francis, K., Lesman, A., Levenberg, S. Vascularization--the conduit to viable engineered tissues. Tissue Eng Part B Rev. 15 (2), 159-169 (2009).
  10. Risau, W. Mechanisms of angiogenesis. Nature. 386 (6626), 671-674 (1997).
  11. Carmeliet, P. Mechanisms of angiogenesis and arteriogenesis. Nat Med. 6 (4), 389-395 (2000).
  12. Morin, K. T., Tranquillo, R. T. In vitro models of angiogenesis and vasculogenesis in fibrin gel. Exp Cell Res. 319 (16), 2409-2417 (2013).
  13. Ucuzian, A. A., Greisler, H. P. In vitro models of angiogenesis. World J Surg. 31 (4), 654-663 (2007).
  14. Staton, C. A., Reed, M. W., Brown, N. J. A critical analysis of current in vitro and in vivo angiogenesis assays. Int J Exp Pathol. 90 (3), 195-221 (2009).
  15. Tahergorabi, Z., Khazaei, M. A review on angiogenesis and its assays. Iran J Basic Med Sci. 15 (6), 1110-1126 (2012).
  16. Agostini, S., et al. Barley beta-glucan promotes MnSOD expression and enhances angiogenesis under oxidative microenvironment. J Cell Mol Med. 19 (1), 227-238 (2015).
  17. Zhang, B., Xuan, C., Ji, Y., Zhang, W., Wang, D. Zebrafish xenotransplantation as a tool for in vivo cancer study. Fam Cancer. 14 (3), 487-493 (2015).
  18. Devaud, C., et al. Tissues in different anatomical sites can sculpt and vary the tumor microenvironment to affect responses to therapy. Mol Ther. 22 (1), 18-27 (2014).
  19. Min, Z., Shichang, Z., Chen, X., Yufang, Z., Changqing, Z. 3D-printed dimethyloxallyl glycine delivery scaffolds to improve angiogenesis and osteogenesis. Biomater Sci. 3 (8), 1236-1244 (2015).
  20. Sundaram, S., et al. Tissue-engineered vascular grafts created from human induced pluripotent stem cells. Stem Cells Transl Med. 3 (12), 1535-1543 (2014).
  21. Hori, A., Agata, H., Takaoka, M., Tojo, A., Kagami, H. Effect of Cell Seeding Conditions on the Efficiency of In Vivo Bone Formation. Int J Oral Maxillofac Implants. 31 (1), 232-239 (2016).
  22. Laschke, M. W., Menger, M. D. Prevascularization in tissue engineering: Current concepts and future directions. Biotechnol Adv. , (2015).
  23. Wong, H. K., et al. Novel method to improve vascularization of tissue engineered constructs with biodegradable fibers. Biofabrication. 8 (1), 015004(2016).
  24. Rouwkema, J., de Boer, J., Van Blitterswijk, C. A. Endothelial cells assemble into a 3-dimensional prevascular network in a bone tissue engineering construct. Tissue Eng. 12 (9), 2685-2693 (2006).
  25. Lokmic, Z., Mitchell, G. M. Engineering the microcirculation. Tissue Eng Part B Rev. 14 (1), 87-103 (2008).
  26. Erol, O. O., Spira, M. New capillary bed formation with a surgically constructed arteriovenous fistula. Surg Forum. 30, 530-531 (1979).
  27. Arkudas, A., et al. Evaluation of angiogenesis of bioactive glass in the arteriovenous loop model. Tissue Eng Part C Methods. 19 (6), 479-486 (2013).
  28. Arkudas, A., et al. Axial prevascularization of porous matrices using an arteriovenous loop promotes survival and differentiation of transplanted autologous osteoblasts. Tissue Eng. 13 (7), 1549-1560 (2007).
  29. Arkudas, A., et al. Composition of fibrin glues significantly influences axial vascularization and degradation in isolation chamber model. Blood Coagul Fibrinolysis. 23 (5), 419-427 (2012).
  30. Arkudas, A., et al. Dose-finding study of fibrin gel-immobilized vascular endothelial growth factor 165 and basic fibroblast growth factor in the arteriovenous loop rat model. Tissue Eng Part A. 15 (9), 2501-2511 (2009).
  31. Arkudas, A., et al. Fibrin gel-immobilized VEGF and bFGF efficiently stimulate angiogenesis in the AV loop model. Mol Med. 13 (9-10), 480-487 (2007).
  32. Buehrer, G., et al. Combination of BMP2 and MSCs significantly increases bone formation in the rat arterio-venous loop model. Tissue Eng Part A. 21 (1-2), 96-105 (2015).
  33. Kneser, U., et al. Engineering of vascularized transplantable bone tissues: induction of axial vascularization in an osteoconductive matrix using an arteriovenous loop. Tissue Eng. 12 (7), 1721-1731 (2006).
  34. Arkudas, A., et al. Combination of extrinsic and intrinsic pathways significantly accelerates axial vascularization of bioartificial tissues. Plast Reconstr Surg. 129 (1), 55e-65e (2012).
  35. Bach, A. D., et al. A new approach to tissue engineering of vascularized skeletal muscle. J Cell Mol Med. 10 (3), 716-726 (2006).
  36. Bitto, F. F., et al. Myogenic differentiation of mesenchymal stem cells in a newly developed neurotised AV-loop model. Biomed Res Int. 2013, 935046(2013).
  37. Fiegel, H. C., et al. Foetal hepatocyte transplantation in a vascularized AV-Loop transplantation model in the rat. J Cell Mol Med. 14 (1-2), 267-274 (2010).
  38. Polykandriotis, E., et al. The venous graft as an effector of early angiogenesis in a fibrin matrix. Microvasc Res. 75 (1), 25-33 (2008).
  39. Polykandriotis, E., et al. Regression and persistence: remodelling in a tissue engineered axial vascular assembly. J Cell Mol Med. 13 (10), 4166-4175 (2009).
  40. Yuan, Q., et al. PHDs inhibitor DMOG promotes the vascularization process in the AV loop by HIF-1a up-regulation and the preliminary discussion on its kinetics in rat. BMC Biotechnol. 14, 112(2014).
  41. Dew, L., MacNeil, S., Chong, C. K. Vascularization strategies for tissue engineers. Regen Med. 10 (2), 211-224 (2015).
  42. Kang, Y., Mochizuki, N., Khademhosseini, A., Fukuda, J., Yang, Y. Engineering a vascularized collagen-beta-tricalcium phosphate graft using an electrochemical approach. Acta Biomater. 11, 449-458 (2015).
  43. Novosel, E. C., Kleinhans, C., Kluger, P. J. Vascularization is the key challenge in tissue engineering. Adv Drug Deliv Rev. 63 (4-5), 300-311 (2011).
  44. Zimmerer, R., Jehn, P., Spalthoff, S., Kokemuller, H., Gellrich, N. C. Prefabrication of vascularized facial bones. Chirurg. 86 (3), 254-258 (2015).
  45. Dunda, S. E., et al. In Vitro and In Vivo Biocompatibility of a Novel, 3-Dimensional Cellulose Matrix Structure. Handchir Mikrochir Plast Chir. 47 (6), 378-383 (2015).
  46. Tanaka, Y., et al. Tissue engineering skin flaps: which vascular carrier, arteriovenous shunt loop or arteriovenous bundle, has more potential for angiogenesis and tissue generation? Plast Reconstr Surg. 112 (6), 1636-1644 (2003).
  47. Dong, Q. S., et al. Prefabrication of axial vascularized tissue engineering coral bone by an arteriovenous loop: a better model. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 32 (6), 1536-1541 (2012).
  48. Polykandriotis, E., et al. Prevascularisation strategies in tissue engineering. Handchir Mikrochir Plast Chir. 38 (4), 217-223 (2006).
  49. Mofikoya, B. O., Ugburo, A. O., Bankole, O. B. Does open guide suture technique improve the patency rate in submillimeter rat artery anastomosis? Handchir Mikrochir Plast Chir. 46 (2), 105-107 (2014).
  50. Manasseri, B., et al. Microsurgical arterovenous loops and biological templates: a novel in vivo chamber for tissue engineering. Microsurgery. 27 (7), 623-629 (2007).
  51. Moimas, S., et al. AAV vector encoding human VEGF165-transduced pectineus muscular flaps increase the formation of new tissue through induction of angiogenesis in an in vivo chamber for tissue engineering: A technique to enhance tissue and vessels in microsurgically engineered tissue. J Tissue Eng. 6, (2015).
  52. Fan, J., et al. Microsurgical techniques used to construct the vascularized and neurotized tissue engineered bone. Biomed Res Int. 2014, 281872(2014).
  53. Bleiziffer, O., et al. Guanylate-binding protein 1 expression from embryonal endothelial progenitor cells reduces blood vessel density and cellular apoptosis in an axially vascularised tissue-engineered construct. BMC Biotechnol. 12, 94(2012).
  54. Horch, R. E., et al. Cancer research by means of tissue engineering--is there a rationale? J Cell Mol Med. 17 (10), 1197-1206 (2013).
  55. Lee, H. Genetically engineered mouse models for drug development and preclinical trials. Biomol Ther (Seoul). 22 (4), 267-274 (2014).
  56. Willey, C. D., Gilbert, A. N., Anderson, J. C., Gillespie, G. Y. Patient-Derived Xenografts as a Model System for Radiation Research). Semin Radiat Oncol. 25 (4), 273-280 (2015).
  57. Guiro, K., Arinzeh, T. L. Bioengineering Models for Breast Cancer Research. Breast Cancer (Auckl). 9 (Suppl 2), 57-70 (2015).
  58. Ghajar, C. M., Bissell, M. J. Tumor engineering: the other face of tissue engineering. Tissue Eng Part A. 16 (7), 2153-2156 (2010).
  59. Boos, A. M., et al. Engineering axially vascularized bone in the sheep arteriovenous-loop model. J Tissue Eng Regen Med. 7 (8), 654-664 (2013).
  60. Weigand, A., et al. Acceleration of vascularized bone tissue-engineered constructs in a large animal model combining intrinsic and extrinsic vascularization. Tissue Eng Part A. 21 (9-10), 1680-1694 (2015).
  61. Horch, R. E., Beier, J. P., Kneser, U., Arkudas, A. Successful human long-term application of in situ bone tissue engineering. J Cell Mol Med. 18 (7), 1478-1485 (2014).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

3D